Metodología para el desarrollo de tablas de vida para los insectos sésiles en el campo de la mosca blanca, Bemisia tabaci, en algodón como un modelo de sistema de

El objetivo general de este enfoque de tabla de vida basado en cohortes es cuantificar directamente la tasa de mortalidad de una población de insectos en el campo e identificar la fuente de mortalidad. Este método puede ayudarnos a responder preguntas clave en la dinámica de la población, como la comprensión de los factores que contribuyen a la mortalidad en las poblaciones y, en última instancia, la tasa a la que las poblaciones crecen y disminuyen. La principal ventaja de esta técnica es que mide directamente las fuentes y las tasas de mortalidad por múltiples causas en condiciones realistas en el campo.

La primera vez que tuvimos la idea de este método fue cuando nos enteramos de que el insecto es inmóvil en sus etapas inmaduras. Esto nos permite seguir directamente el destino de los insectos individuales. Isadora Bordini, estudiante de posgrado, y Francisco Bojórquez, técnico de laboratorio, harán una demostración del procedimiento.

Prepare tablas de vida en cualquier momento durante el crecimiento del cultivo una vez que los insectos estén presentes. La elección del momento de iniciar los estudios dependerá de las metas y objetivos de la investigación. Seleccione dos hileras de cultivo cerca del centro de la parcela para minimizar los efectos de borde de las parcelas circundantes o las áreas no cultivadas.

Marque la cabeza de cada fila con una bandera de alambre o una estaca de madera. Elija un sitio de muestreo de tres a cuatro metros en la fila. Para simplificar las observaciones posteriores, seleccione una fila para establecer cohortes de huevos y la segunda para establecer cohortes de ninfas.

Una cohorte de huevos debe incluir al menos 50 huevos. Como consecuencia del comportamiento y el crecimiento de las plantas, las etapas de vida de Bemisia tabaci generalmente se distribuyen verticalmente en el dosel con los huevos cerca de la parte superior y las etapas ninfales progresivamente más viejas debajo. Use una lente de mano de 8x para buscar huevos recién puestos en la parte inferior de las hojas.

Lo ideal es que la lente de mano tenga un agujero en el lateral por el que pueda pasar el bolígrafo. Busca una hoja con huevos por cada planta del estudio. A continuación, utilice una lente de 15x para realizar un examen más cuidadoso.

Los huevos se oscurecen a un color bronceado a medida que maduran, por lo que los huevos frescos tendrán una coloración blanca brillante y se destacarán de los huevos más viejos. El aspecto más crítico de este protocolo es identificar correctamente los huevos recién puestos y las ninfas de primer estadio recién asentadas. Es vital que las observaciones de la tabla de vida comiencen al comienzo de cada etapa de la vida para obtener resultados precisos.

Después de encontrar un huevo, usa un marcador permanente negro de punta ultrafina no tóxico para dibujar un pequeño círculo alrededor del huevo. Mantén el círculo pequeño para que no se pongan otros huevos dentro de él. En la misma hoja, marque hasta cuatro huevos en los cuatro sectores diferentes.

En una hoja de algodón, hay cuatro sectores divididos por las venas principales de la hoja. Solo seleccione un huevo por sector de hoja. Identifique la hoja marcada usando una etiqueta de cartón pequeña y liviana alrededor del pecíolo de la hoja con anotación para la parcela o el número de tratamiento según el diseño experimental.

A continuación, coloque una bandera muy visible cerca de la parte superior de la planta. Ahora, pasa a encontrar huevos en la siguiente planta más adelante en la fila. Establecer la cohorte en un solo día.

En las condiciones normales del verano de Arizona, las hojas estarán listas para recolectarse en ocho a 10 días porque los huevos eclosionan en cinco a siete días. Ajuste el tiempo de recolección para asegurarse de que todos los huevos sanos hayan eclosionado. En el campo, los huevos son demasiado pequeños para evaluar claramente la mortalidad y las causas de muerte in situ.

Por lo tanto, las causas de mortalidad, como el desplazamiento, la depredación o la inviabilidad, se determinan en el laboratorio bajo un microscopio de disección. Es fundamental identificar correctamente la causa de la muerte del huevo o ninfa, ya que esto afecta las inferencias ecológicas que se pueden hacer sobre los factores que afectan el crecimiento y la regulación de la población. Si el huevo falta debido al clima o a la depredación de la masticación, entonces se ha desalojado.

Si un huevo se ha convertido en un corion colapsado, esto se clasifica como depredación. Los huevos eclosionados también parecen colapsados, pero tienen una hendidura vertical en el corion que se puede encontrar con un pequeño alfiler. Si un huevo no eclosionó, entonces categorizarlo como inviable.

Use una lente de mano de 8x para buscar ninfas de primer estadio recién asentadas en la parte inferior de las hojas. Dichas hojas estarán entre tres y cinco nudos por debajo de la parte superior de una planta de algodón. Cuando se encuentre alguna ninfa, verifique su etapa con una lente de 15x.

Encuentra al menos 50 ninfas para cada estudio. Seleccione plantas que estén bien distribuidas a lo largo de la fila y establezca la cohorte en un solo día. Como antes, dibuja un pequeño círculo alrededor de la ninfa identificada.

Marque hasta cuatro ninfas por hoja, cada una en un sector diferente, y luego proceda a la siguiente planta. Ten en cuenta que las ninfas del primer estadio recién nacidas pueden moverse varios centímetros antes de asentarse, y esto puede llevar unas horas. Las ninfas sedentarias se pueden distinguir de las ninfas rastreras porque son inmóviles, están más apretadas contra la hoja y tienen un color ámbar más translúcido.

Las ninfas más viejas del primer estadio aparecen hinchadas y turgentes a medida que se acercan a la muda. Marque una etiqueta con la anotación para la parcela o el número de tratamiento y asegúrela al pecíolo de la hoja. A continuación, coloque una bandera muy visible cerca de la parte superior de la planta.

Tome notas detalladas de la posición de la ninfa, incluida la información del sector de la hoja. Después de una o dos horas de identificar ninfas, revíselas dos veces para asegurarse de que las ninfas rastreras no estén rodeadas. Observe las ninfas asentadas según sea necesario.

Uno o dos días después del establecimiento de la cohorte, use una lente de 15x para evaluar el desarrollo de las ninfas y para asignar una causa de mortalidad si mueren. Haga observaciones al menos tres veces por semana o cada dos días. La muerte se caracteriza por desalojo, parasitismo, depredación o incógnita dependiendo del estadio.

Una tabla de vida típica de una cohorte proporciona las tasas marginales de mortalidad para cada factor dentro de cada etapa de la vida. Al convertir estas tasas en valores K, se puede estimar fácilmente la mortalidad específica por estadio en todos los factores y la mortalidad por factor específico en todos los estadios, así como la mortalidad generacional total. Utilizando estas técnicas en un estudio de tres años, se encontró que las tasas marginales de depredación por depredadores chupadores disminuyeron significativamente cuando se aplicaron insecticidas de amplio espectro.

Los patrones de mortalidad irremplazable fueron similares. Normalmente, la depredación proporcionó el nivel más alto de mortalidad irremplazable, pero esto disminuyó significativamente con el uso de insecticidas. El parasitismo también proporcionó bajos niveles de mortalidad irremplazable.

El análisis de factores clave realizado a partir de los datos en cuatro parcelas repetidas se combinó en un total de nueve cohortes durante el estudio de tres años. En última instancia, la depredación se asoció más estrechamente con los cambios en la mortalidad generacional. Una vez dominada, esta técnica se puede realizar en unos 30 minutos por parcela, pero esto puede variar mucho dependiendo de la densidad de insectos.

Al intentar este procedimiento, es importante recordar minimizar el estrés en la hoja que se manipula para que la calidad de la planta no se altere. Además, se debe utilizar un solo observador por réplica para bloquear los efectos del observador y todos los observadores deben reunirse con frecuencia para mejorar la uniformidad de los criterios de observación. Después de ver este video, debe tener una buena comprensión de cómo configurar una mesa de vida para un insecto inmóvil en el campo, incluida la localización, el marcado y la observación de insectos para determinar las causas de la muerte.

No olvide que trabajar en el campo durante largos períodos, especialmente durante los meses de verano, puede ser difícil y que es necesaria una vestimenta e hidratación adecuadas para realizar el trabajo de manera segura.