Name: Técnicas para investigar la anatomía del sistema Visual y (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 56 s
Description: Aprenda técnicas de microscopía óptica y electrónica para estudiar la anatomía del sistema visual de hormigas. Estos métodos permiten obtener información detallada y estimar parámetros visuales en ecología.

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Estamos agradecidos a Jochen Zeil, Paul Cooper y Birgit Greiner para compartir sus conocimientos en anatomía de insecto y para la demostración de varias de las técnicas que hemos descrito aquí. Agradecemos al personal de apoyo y talento en el centro de microscopía avanzada en ANU y la unidad de microscopía en MQU. Este trabajo fue financiado por una beca de posgrado a FRE y becas del Consejo australiano de investigación (DE120100019, FT140100221, DP150101172).

<ol><li>Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+homing%3A+an+insect+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Visual homing: an insect perspective.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 22, 285-293 (2012).</li>
<li>Wehner, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Desert+ant+navigation%3A+how+miniature+brains+solve+complex+tasks%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Desert ant navigation: how miniature brains solve complex tasks.</a> J. Comp. Physiol. A. 189, 579-588 (2003).</li>
<li>Fent, K., Wehner, R. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17779641">Ocelli: a celestial compass in the desert ant Cataglyphis.</a> Science. 228, 192-194 (1985).</li>
<li>Warrant, E. J., Dacke, M. <a target="_blank" href="http://physiologyonline.physiology.org/content/31/3/182">Visual navigation in nocturnal Insects.</a> Physiology. 31, 182-192 (2016).</li>
<li>Taylor, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+dual+function+of+Orchid+bee+ocelli+as+revealed+by+x-ray+microtomography%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">The dual function of Orchid bee ocelli as revealed by x-ray microtomography.</a> Curr. Biol. 26, 1-6 (2016).</li>
<li>Hölldobler, B., Wilson, E. O. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aH%C3%B6lldobler%2C+B+%22The+Ants%22">The Ants</a>. , Springer-Verlag. Berlin Heidelberg. (1990).</li>
<li>Ali, T. M. M., Urbani, C. B., Billen, J. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF01140185">Multiple jumping behaviors in the ant Harpegnathos saltator.</a> Naturwissen. 79, 374-376 (1992).</li>
<li>Weiser, M. D., Kaspari, M. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.0307-6946.2006.00759.x/abstract">Ecological morphospace of New World ants.</a> Ecol. Entomol. 31, 131-142 (2006).</li>
<li>Bulova, S., Purce, K., Khodak, P., Sulger, E., O'Donnell, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Into+the+black+and+back%3A+the+ecology+of+brain+investment+in+Neotropical+army+ants+%28Formicidae%3A+Dorylinae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Naturwissen%22%5BJournal%5D)">Into the black and back: the ecology of brain investment in Neotropical army ants (Formicidae: Dorylinae).</a> Naturwissen. 103, 3-4 (2016).</li>
<li>Narendra, A., Reid, S. F., Hemmi, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+twilight+zone%3A+ambient+light+levels+trigger+activity+in+primitive+ants%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">The twilight zone: ambient light levels trigger activity in primitive ants.</a> Proc. R. Soc. B. 277, 1531-1538 (2010).</li>
<li>Narendra, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caste-specific+visual+adaptations+to+distinct+daily+activity+schedules+in+Australian+Myrmecia+ants%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+B%22%5BJournal%5D)">Caste-specific visual adaptations to distinct daily activity schedules in Australian Myrmecia ants.</a> Proc. R. Soc. B. 278, 1141-1149 (2011).</li>
<li>Moser, J., et al. <a target="_blank" href="https://www.treesearch.fs.fed.us/pubs/9853">Eye size and behaviour of day-and night-flying leafcutting ant alates.</a> J. Zool. 264, 69-75 (2004).</li>
<li>Stöckl, A. L., Ribi, W. A., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptations+for+nocturnal+and+diurnal+vision+in+the+hawkmoth+lamina%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Adaptations for nocturnal and diurnal vision in the hawkmoth lamina.</a> J. Comp. Neurol. 524, 160-175 (2016).</li>
<li>Zeil, J. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF00605027">Sexual dimorphism in the visual system of flies: the compound eyes and neural superposition in Bibionidae (Diptera).</a> J. Comp. Physiol. A. 150, 379-393 (1983).</li>
<li>Dacke, M., Nordström, P., Scholtz, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Twilight+orientation+to+polarised+light+in+the+crepuscular+dung+beetle+Scarabaeus+zambesianus%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Twilight orientation to polarised light in the crepuscular dung beetle Scarabaeus zambesianus.</a> J. Exp. Biol. 206, 1535-1543 (2003).</li>
<li>Greiner, B., Ribi, W. A., Warrant, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retinal+and+optical+adaptations+for+nocturnal+vision+in+the+halictid+bee+Megalopta+genalis%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss+Res%22%5BJournal%5D)">Retinal and optical adaptations for nocturnal vision in the halictid bee Megalopta genalis.</a> Cell Tiss Res. 316, 377-390 (2004).</li>
<li>Warrant, E. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nocturnal+vision+and+landmark+orientation+in+a+tropical+halictid+bee%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Nocturnal vision and landmark orientation in a tropical halictid bee.</a> Curr. Biol. 14, 1309-1318 (2004).</li>
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<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRibi%2C+WA+%22A+Handbook+in+Biological+Electron+Microscopy%22">A Handbook in Biological Electron Microscopy</a>. , 1-106 (1987).</li>
<li>Narendra, A., Ramirez-Esquivel, F., Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compound+eye+and+ocellar+structure+for+walking+and+flying+modes+of+locomotion+in+the+Australian+ant%2C+Camponotus+consobrinus%5BTitle%5D)+AND+%22Sci.+Rep%22%5BJournal%5D)">Compound eye and ocellar structure for walking and flying modes of locomotion in the Australian ant, Camponotus consobrinus.</a> Sci. Rep. 6, 22331(2016).</li>
<li>Narendra, A., Greiner, B., Ribi, W. A., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+and+dark+adaptation+mechanisms+in+the+compound+eyes+of+Myrmecia+ants+that+occupy+discrete+temporal+niches%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Light and dark adaptation mechanisms in the compound eyes of Myrmecia ants that occupy discrete temporal niches.</a> J. Exp. Biol. 219, 2435-2442 (2016).</li>
<li>Ribi, W. A., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+visual+system+of+the+Australian+%26%2334%3BRedeye%26%2334%3B+cicada+%28Psaltoda+moerens%29%5BTitle%5D)+AND+%22Arthr.+Struct.+Dev%22%5BJournal%5D)">The visual system of the Australian &#34;Redeye&#34; cicada (Psaltoda moerens).</a> Arthr. Struct. Dev. 44, 574-586 (2015).</li>
<li>Ribi, W. A., Warrant, E. J., Zeil, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+organization+of+honeybee+ocelli%3A+regional+specializations+and+rhabdom+arrangements%5BTitle%5D)+AND+%22Arthr.+Struct.+Dev%22%5BJournal%5D)">The organization of honeybee ocelli: regional specializations and rhabdom arrangements.</a> Arthr. Struct. Dev. 40, 509-520 (2011).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Colour+receptors+in+the+eye+of+the+digger+wasp%2C+Sphex+cognatus+Smith%3A+evaluation+by+selective+adaptation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss.+Res%22%5BJournal%5D)">Colour receptors in the eye of the digger wasp, Sphex cognatus Smith: evaluation by selective adaptation.</a> Cell Tiss. Res. 195, 471-483 (1978).</li>
<li>Ribi, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructure+and+migration+of+screening+pigments+in+the+retina+of+Pieris+rapae+L.+%28Lepidoptera%2C+Pieridae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Tiss.+Res%22%5BJournal%5D)">Ultrastructure and migration of screening pigments in the retina of Pieris rapae L. (Lepidoptera, Pieridae).</a> Cell Tiss. Res. 191, 57-73 (1978).</li>
<li>Lau, T., Gross, E., Meyer-Rochow, V. B. <a target="_blank" href="https://www.eje.cz/pdfs/eje/2007/03/14.pdf">Sexual dimorphism and light/dark adaptation in the compound eyes of male and female Acentria ephemerella (Lepidoptera: Pyraloidea: Crambidae).</a> Eur. J. Entomol. 104, 459-470 (2007).</li>
<li>Wipfler, B., Pohl, H., Yavorskaya, M. I., Beutel, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+methods+for+analysing+insect+structures+-+the+role+of+morphology+in+the+age+of+phylogenomics%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">A review of methods for analysing insect structures - the role of morphology in the age of phylogenomics.</a> Curr. Opin. Insect Sci. 18, 60-68 (2016).</li>
<li>Streinzer, M., Brockmann, A., Nagaraja, N., Spaethe, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex+and+caste-specific+variation+in+compound+eye+morphology+of+five+honeybee+species%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Sex and caste-specific variation in compound eye morphology of five honeybee species.</a> PLoS ONE. 8, e57702(2013).</li>
<li>Somanathan, H., Warrant, E. J., Borges, R. M., Wallén, R., Kelber, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resolution+and+sensitivity+of+the+eyes+of+the+Asian+honeybees+Apis+florea%2C+Apis+cerana+and+Apis+dorsata%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Resolution and sensitivity of the eyes of the Asian honeybees Apis florea, Apis cerana and Apis dorsata.</a> J. Exp. Biol. 212, 2448-2453 (2009).</li>
</ol>

Los autores declaran a no hay intereses contrapuestos.

El conjunto de los métodos señalados anteriormente permiten una investigación efectiva sobre el sistema óptico de hormigas y otros insectos. Estas técnicas informar a nuestra comprensión de la resolución de muestreo, sensibilidad óptica y sensibilidad potencial de polarización del ojo en estudio. Este conocimiento proporciona una base importante para la investigación fisiológica y de comportamiento en sus capacidades visuales. Además, mientras que los métodos detallados aquí se han centrado en los sistemas hormiga, estas...

La visión es una modalidad sensorial importante para la mayoría de los animales. La visión es especialmente crucial en el contexto de navegación para objetivos de localización, establecimiento y adhiriéndose a las rutas y obtener información brújula1,2. Insectos detectan información visual utilizando un par de ojos compuestos y, en algunos casos, uno a tres ojos simples de colocado dorsalmente llaman ocelos3,4,5.
Los ojos de las hormigas son de particular interés porque, mientras que las hormigas son muy diversas, conservan algunas características claves entre especies. A pesar de la dramática variación en la anatomía, tamaño y ecología, la gran mayoría de especies es eusociales y vive en colonias; en consecuencia, diferentes especies enfrentan retos visuales similares en términos de navegación hacia adelante y hacia atrás entre un lugar central y los recursos. A través de las hormigas el mismo bauplan ojo básico puede observarse en los animales que van desde 0.5-26 mm de longitud corporal, de exclusivamente diurna a especie estrictamente nocturna y de lento caminar subterráneo a saltar los depredadores visuales6,7, 8,9,10. Todas estas diferencias asombrosas en ecología y comportamiento dan lugar a innumerables permutaciones de las mismas estructuras básicas del ojo para adaptarse a diferentes ambientes, estilos y tamaños de cuerpo11,12. En consecuencia, estudiar la ecología visual de hormigas proporciona un verdadero tesoro de posibilidades al investigador determinado.
Comprensión del sistema visual de los insectos es esencial para ganar una penetración en sus capacidades conductuales. Se trata de estudios integrados que combinan muy bien la anatomía con la ecología y comportamiento de un gran éxito en algunos grupos de insectos (p. ej., referencias13,14,15,16, 17). aunque en general el campo de la navegación de ant y ant comportamiento ha sido absolutamente acertado, ha hecho hincapié muy poca visión de hormiga fuera de unas pocas especies seleccionadas. Aquí, elaboramos las técnicas involucradas en la investigación de diseño ojo de hormigas. Si bien nos centraremos en las hormigas, estas técnicas pueden aplicarse, con ligeras modificaciones, a otros insectos, también.

<table><tbody><tr><td>Ant</td><td>Myrmecia midas</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopio estereoscópico</td><td>Leica M205 FA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Recubrimiento por pulverización catódica</td><td>Pro Sci Tech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri</td><td>ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microscopio de disección</td><td>Leica MZ6</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alfiler</td> <td>de insectosProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Esmalte de uñas incoloro</td><td>Sin marca: de cualquier tienda</td><td></td><td></td>de cosméticos</tr><tr><td>Portaobjetos de vidrio</td><td>ProSciTech</td> Hoja de afeitar ProSciTech <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Foreceps</td><td>ProSciTech Cubreobjetos ProSciTech</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>Microscopio</td></tr><tr><td>compuesto</td><td>Leica DM5000 B</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glutaraldehído</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Paraformalydehído</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de potasio (KCl)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>di-Fosfato de hidrógeno di-sódico (Na2HPO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de dihidrógeno de potasio (KH2PO4)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sodio Cloruro (NaCl)</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tetróxido de osmio Sigma</td><td>Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acetona</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Araldite Resina epoxi</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipeta Pasteur</td><td>Sigma Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Toluidie Azul</td><td>Sigma Aldrich</td> Placa calefactora Aldrich <td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Riechert HK120</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

técnicas para investigar la anatomía del sistema visual y

Techniques for Investigating the Anatomy of the Ant Visual System

Este artículo describe un conjunto de técnicas en microscopía de luz (LM) y la microscopia electrónica (EM) que puede utilizarse para estudiar la anatomía interna y externa del ojo de los insectos. Estos incluyen técnicas histológicas tradicionales optimizada para trabajo en ojos de hormiga y adaptado para trabajar en conjunto con otras técnicas como la microscopía electrónica de transmisión (TEM) y microscopía electrónica (SEM). Estas técnicas, aunque muy útil, pueden ser difíciles para el microscopista de principiante, por lo que ha hecho gran hincapié en este artículo de solución de problemas y optimización para diferentes muestras. Proporcionar información sobre las técnicas de imagen para la muestra entera (foto-microscopía y SEM) y analizar sus ventajas y desventajas. Destacar la técnica utilizada en la determinación de diámetros de lente para el ojo entero y discutir nuevas técnicas para la mejora. Por último, se discuten técnicas de preparación de muestras para LM y TEM, corte, tinción y estas muestras de la proyección de imagen. Se discuten los obstáculos que podría venir cuando preparación de muestras y la mejor manera de navegar por ellos.

Los métodos aquí descritos permiten el estudio detallado de los simples y ojos compuestos de las hormigas. Vista dorsal de la cabeza usando técnicas de microfotografía Z-stack de imágenes permite obtener una visión general de la disposición del sistema visual (figura 1). Se trata de una buena preparación para disecciones y para determinar el ángulo requerido de seccionamiento. Esta técnica también es útil para la toma de medidas tales como la anchura de la ca...

Este artículo describe un conjunto de técnicas de luz y microscopía electrónica para estudiar la anatomía interna y externa del ojo de los insectos. Estos incluyen diversas técnicas tradicionales optimizadas para trabajo en ojos de hormiga, detalladas de solución de problemas y sugerencias para la optimización para diferentes especies y regiones de interés.

Técnicas para investigar la anatomía del sistema Visual y

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye ...

El objetivo general de este conjunto de técnicas de microscopía es obtener información anatómica detallada del sistema visual de las hormigas. Este método puede ayudar a abordar preguntas clave en el campo de la ecología visual, para estimar varios parámetros visuales, como la sensibilidad óptica, la agudeza visual y el tamaño del campo visual. La principal ventaja de esta técnica es que ofrece una visión completa de un sistema visual determinado.También se puede adaptar para su uso con muchas especies diferentes. Para hacer las réplicas de la córnea, use hormigas conservadas en etanol o montadas en un alfiler, o en plastilina. Si la cabeza es relativamente grande, se pueden quitar las partes restantes del cuerpo.Para empezar, esparce rápidamente el esmalte de uñas incoloro de secado rápido sobre el ojo, con un palillo de dientes, sin rascar el ojo. Deja que el esmalte se asiente a temperatura ambiente. Luego, use un alfiler de insecto fino para levantar suavemente la réplica de la cápsula de la cabeza que rodea el ojo.Y con fórceps agarra la parte de la réplica que cubre la cabeza, pero no el ojo. A continuación, coloca la réplica en un portaobjetos de cristal. Allí, usa una cuchilla de afeitar para recortar cuidadosamente el exceso de material alrededor del ojo, mientras aseguras la réplica.Antes de colocar un cubreobjetos sobre la réplica, puede ser necesario hacer tres o cuatro cortes radiales parciales finos para ayudar a aplanarla. Al colocar la portada, documente la orientación de la réplica en la diapositiva. Luego, sella el cubreobjetos, usando pequeños toques de esmalte de uñas en las esquinas, asegurándote de que el líquido no toque la réplica.A continuación, el portaobjetos está listo para ser fotografiado con un microscopio compuesto. Para empezar, anestesia a la hormiga y colócala en una placa de Petri. Si es necesario adaptar el tinte para condiciones brillantes o de puntos, esto debe hacerse durante unas horas antes de la disección.Si las condiciones de puntos parecen mantenerse, la disección debe realizarse con luz roja. Primero, retire las antenas con pinzas. Luego, retire las partes de la boca con una cuchilla de afeitar afilada.En especímenes grandes, corte a través de la parte anterior del ojo. En un espécimen pequeño, corte lo más cerca posible de los ojos, sin tirar del cerebro, ya que esto puede arrancar la retina. A continuación, oriente la cabeza y haga una incisión transversal, que extirpe la parte ventral de la cabeza, que puede incluir parte del ojo ventral.Luego, separe la cápsula de la cabeza con una incisión coronal, justo después del ojo compuesto. En este ejemplo, las incisiones transversales y coronales se realizan simultáneamente. Finalmente, transfiera la cápsula de la cabeza diseccionada con los ojos compuestos a un fijador helado.Es importante realizar estos pasos rápidamente, para evitar que el tejido se degrade, por lo que el tejido debe entrar en el fijador dentro de los dos minutos posteriores a la primera incisión. Siguiendo el protocolo de texto, prepare la muestra y drene el exceso de resina. A continuación, coloca el espécimen en el bloque en posición vertical y, si es necesario, utiliza un poco de resina excesiva para asegurarlo allí.Etiquete el bloque con etiquetas de papel incrustadas en la resina o adheridas al bloque. Luego, cura la resina en un horno a 60 grados centígrados, durante 12 a 14 horas. Una vez curado, cargue la muestra en un sobre limpio.A continuación, monte el bloque en un mandril de micrótomo. Antes de seccionar, primero asegúrese de que la orientación de la muestra sea la adecuada para el plano de sección. Bajo un microscopio de disección, recorta el bloque de resina con una cuchilla de afeitar.A continuación, vuelva a montar el mandril en el brazo del micrótomo e incline la muestra. A continuación, llene el bote de cuchillos con agua destilada utilizando una jeringa con un filtro de 0,45 micras. Carga el agua hasta el borde del cuchillo.En algunos lugares, el menisco puede ser convexo. Luego, drene el bote hasta que el menisco esté ligeramente cóncavo, pero aún alcance el borde del cuchillo. Ahora, lleve el cuchillo lenta y cuidadosamente hacia el espécimen y alinee el bloque con el cuchillo.Realizar controles frecuentes a través del ocular. Cuando el cuchillo esté cerca pero aún no haya cortado la muestra, comience a girar la rueda del micrótomo para completar el acercamiento. Luego, al acercarse a la región de interés en el bloque, ajuste el grosor de recolección de la sección.En este caso, se utiliza un cuchillo de diamante para hacer secciones de una micra. Luego, desde la jeringa equipada con filtro, coloque una serie de pequeñas gotas de agua destilada en un portaobjetos. Para recopilar una sección de interés, recógela con una herramienta de pestañas.Y con cuidado, haga flotar la sección recolectada sobre una gota de agua. Continúe cargando tantas secciones en cada diapositiva como quepan. Cuando un portaobjetos esté completamente cargado, transfiéralo a una placa caliente a 60 grados centígrados para evaporar el agua y adhiera las secciones al portaobjetos.Esto tarda entre 15 y 20 minutos. A continuación, utilice otra jeringa equipada con filtro para depositar una gota de tinte azul de toluidina en el portaobjetos. Coloque la gota en un extremo del portaobjetos y extiéndala con el borde de una aguja sin tocar ni raspar las secciones.Luego, coloque el portaobjetos en la placa calefactora durante 20 a 60 segundos. Luego, rocíe el portaobjetos con agua destilada de una botella de lavado y use la placa caliente para secarlo. Más tarde, revise los portaobjetos bajo el microscopio compuesto y luego obtenga imágenes de ellos.Las técnicas descritas permiten un estudio detallado de los ojos simples y compuestos de las hormigas. La obtención de imágenes de la vista dorsal de la cabeza mediante fotomicrografía Z-Stack proporciona una visión general de la disposición del sistema visual, útil para realizar mediciones macroscópicas. Las imágenes SEM proporcionan el detalle necesario para resolver los ojos pequeños y el detalle necesario para identificar la forma de cada lente.Las secciones semidelgadas tomadas con microscopía óptica muestran la anatomía interna de un ojo. Las dimensiones del cristalino, el cono cristalino y el rabdómero se pueden medir con esta resolución y aumento. También se pueden estudiar las células pigmentarias, la presencia del tracto cónico y las distribuciones de la forma de los rabdómeros.Las secciones ultrafinas fotografiadas por TEM proporcionan información sobre la ultraestructura, como la orientación de los microvillares y, por ejemplo, la anchura del tracto del cono cristalino constreñido. Al intentar esta técnica, es muy importante tener paciencia, usar instrumentos limpios y usar soluciones recién hechas. Después de estos experimentos, se pueden llevar a cabo experimentos conductuales o fisiológicos adicionales.Estos experimentos nos informarán sobre las capacidades visuales funcionales del animal, en relación con la anatomía del ojo. El uso de estas técnicas nos permite explorar la diversidad de los sistemas visuales y cómo han evolucionado para adaptarse a diferentes estilos de vida y diferentes ecologías, en diferentes especies de hormigas. Aunque este método puede proporcionar información sobre el sistema visual de las hormigas, también se puede utilizar para estudiar el sistema visual de otros insectos, así como otros tejidos nerviosos.No olvide que trabajar con fijadores y resinas es extremadamente peligroso y siempre se deben tomar precauciones como trabajar en la campana extractora y usar guantes de nitrilo.

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Los primates no humanos es una importante especie de traslación para nuestra comprensión del desarrollo y el envejecimiento. La organización anatómica de la retina de primates pueden proporcionar información importante sobre las condiciones normales y patológicas en los seres humanos.

La puerta de enlace para el cerebro: la disección de los ojos de Primates

Preparación de desarrollo y de adultos Drosophila Los cerebros y retinas de imágenes en vivo

Técnicas para la visualización de la retina citoarquitectura directamente adyacente a los electrodos individuales dentro de un estimulador de la retina.

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Aquí mostramos cómo cuantificar el número y la distribución espacial de las zonas activas sinápticas en los fotorreceptores de Drosophila melanogaster, resaltada con un marcador molecular codificada genéticamente, y su modulación después de la exposición prolongada a la luz.

Analizando Synaptic Modulación de<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Los fotorreceptores después de la exposición prolongada a la luz

Presentamos un protocolo para el condicionamiento de clásico de hormigas enjaezados que permite a los investigadores estudiar formación aprendizaje y la memoria visual a un nivel de análisis no es posible con el libre movimiento de personas.

Visual condicionamiento clásico en madera hormigas

Este protocolo describe tres pasos para preparar los lóbulos ópticos de larvas y adultos de Drosophila para la obtención de imágenes: 1) disecciones cerebrales, 2) inmunohistoquímica y 3) montaje. Se hace hincapié en el paso 3, ya que se requieren distintas orientaciones de montaje para visualizar estructuras específicas de lóbulos ópticos.

Disección, inmunohistoquímica y montaje de cerebros de larvas y adultos de Drosophila para la visualización del lóbulo óptico

El protocolo actual demuestra un método simple para el rastreo de las proyecciones de glutamato del área tegmental ventral (VTA) al hipocampo. La fotoestimulación de las neuronas de glutamato VTA se combinó con el registro de CA1 para demostrar cómo los terminales de glutamato VTA modulan la tasa de disparo piramidal putativa CA1 in vivo.

Trazado anatómico y funcional combinado in vivo de terminales de glutamato del área tegmental ventral en el hipocampo

Este protocolo describe el procedimiento de disección, la condición de cultivo y las imágenes en vivo de un sistema de explante antena-cerebro para el estudio del ensamblaje del circuito olfativo.

Un sistema de explante para estudios de imágenes de lapso de tiempo del ensamblaje de circuitos olfativos en Drosophila

El protocolo aquí describe la medición de la organización espacial de los ejes visuales de los ojos de las moscas domésticas, mapeados por un dispositivo automático, utilizando el fenómeno pseudopupil y el mecanismo de la pupila de las células fotorreceptoras.

Cartografía automatizada del espacio visual de los ojos compuestos de la mosca doméstica

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