Name: Disección y la coloración de los ovarios Pupal de Drosophila (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 35 s
Description: Aprende a diseccionar y teñir ovarios pupales de Drosophila para estudiar la diferenciación de células madre y el desarrollo tisular. Esta técnica utiliza herramientas personalizables que facilitan el aislamiento de tejidos pequeños y translúcidos.

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Esta investigación fue apoyada por los institutos nacionales de salud (to1 GM079351 a D.K.). Damos las gracias por sus consejos sobre disecciones de ovario pupa basados en su Protocolo original Dorothea Godt. También agradecemos a Amy Reilein por su ayuda y comentarios sobre el manuscrito.

1. oviposición
<ol><li>Combinar unos diez hombres y quince mujeres Drosophila moscas del genotipo deseado en un frasco de alimento mosca rico normal con levadura. Para evitar hacinamiento el frasco, deje que acoplado las hembras a desovar durante no más de 2 – 4 h14.</li>
	<li>Transferencia de los adultos del frasco en un frasco nuevo golpeando el frasco apertura contra un frasco diferente con la comida de mosca. Permita que los huevos se convierten en larvas a temperatura ambiente durante 3-4 días.</li>
</ol>2. seleccionar las larvas hembra
<ol><li>Usando un pincel fino húmedo con cerdas suaves, hacer un movimiento del balanceo con el cepillo a lo largo de la pared de la cubeta de transferencia de larvas de tercer estadio errantes del frasco a un vaso bien lleno hasta el borde con 1 x solución salina tamponada con fosfato (PBS). Lavar los restos de alimento de las larvas a transferirlos a otro bien con PBS 1 x.</li>
	<li>Separar las larvas machos y hembras con unas pinzas. Identificar las larvas masculinas por un par de testículos grandes, redondos y transparente incrustado en la grasa corporal en el lado lateral del cuerpo aproximadamente dos tercios hacia abajo desde su extremo anterior15. Larvas hembra son en promedio más grandes, menos transparente que los machos y tienen gónadas mucho más pequeñas que son más difíciles de detectar.</li>
	<li>Seleccione contra larvas macho para recoger las larvas hembra. Recoger las hembras por lo menos diez del pozo. Coloque las larvas hembra en un separado bien llenado de PBS 1 x.</li>
	<li>Uso de fórceps para transferir las larvas hembra suavemente en un frasco nuevo de alimentos frescos que mosca complementan con levadura.</li>
	<li>Coloque el frasco con las larvas hembra en un lugar oscuro para facilitar pupariación16. Durante todo el día, controlar las larvas de pupariación. Cada larva se inmoviliza y se convierte en una prepupa, círculo la prepupa contra el vial y registre el tiempo aproximado cuando forma en una prepupa. Identificar prepupas por la protrusión de espiráculos anteriores y momento de formación del pupario17. Permiten las prepupas a desarrollar hasta el punto deseado de tiempo (medido en horas después de la formación del pupario, APF). Nota: Cualquier animal que se someten a la formación del pupario dentro de un intervalo h aproximadamente 10 puede ser considerado una prepupa. El estadio pupal comienza aproximadamente 12 horas después de la formación del pupario después de una muda interior.</li>
</ol>3. preparación de pupas para tinción de anticuerpos
<ol><li>
Formar una pipeta de vidrio delgado para ser utilizado en pasos posteriores para limpiar el cuerpo de grasa pupal.
	<ol>
<li>Derretir la punta del cristal de una pipeta Pasteur sobre un mechero de Bunsen. Como se derrite el vidrio, utilice pinzas para tirar la punta horizontalmente lejos del resto de la pipeta para formar una punta más fina.</li>
		<li>Después de enfriar, romper una pequeña porción de la punta de la pipeta para formar una abertura circular limpia. Coloque un bulbo al otro extremo de la pipeta.</li>
		<li>Cargar la pipeta con PBS 1 x.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Para cosechar las pupas, que se pegan a la pared del frasco, aplique una pequeña gota de agua a lo largo de la zona de contacto entre pupa y vial. Esperar 1-2 minutos para permitir que la proteína disolver pegamento antes de levantar suavemente la pupa de la pared con un pincel fino húmedo. Traslado de la pupa a un vaso bien llenada de 1 x PBS. Dedicar un solo pozo por pupa para evitar hacinamiento el pozo.</li>
	<li>Mientras agarra el extremo posterior de la pupa con un par de pinzas, romper cuidadosamente la porción anterior de la envoltura pupal con otro par hasta que la cabeza de la pupa.</li>
	<li>Sujete la punta más anterior de la cabeza de pupa con pinzas y tire suavemente de la pupa de su envoltura pupal. Nota: Una porción de la grasa corporal puede derramarse durante este proceso.</li>
	<li>Separar y desechar la mitad anterior de la pupa de la mitad posterior hasta que quede solamente el saco abdominal.</li>
	<li>
Extracto de las células de grasa corporal del saco abdominal.
	<ol>
<li>Agarrar el saco abdominal contra el fondo del pozo con pinzas en una mano mientras sostiene la pipeta de vidrio delgado llenada de 1 x PBS en otro lado.</li>
		<li>Apunte la punta de la pipeta fina hacia la apertura de la bolsa y lentamente pipetee 1 x PBS en el abdomen para lavar las células de grasa corporal que rodean los ovarios pupas. Nota: Los ovarios son un par de estructuras pequeñas, translúcidas, estriados y oblongos que debe permanecer dentro del saco abdominal.</li>
		<li>Lavar que las células de la grasa corporal hasta por lo menos dos tercios de la grasa corporal se ha ido o hasta que los ovarios son visibles cerca de la abertura de la bolsa abdominal. Es muy importante realizar este paso poco a poco para que no se lave los ovarios en el abdomen por accidente.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Examinar el pozo para comprobar si los ovarios han derramado hacia fuera durante el lavado de células de grasa corporal. Si los ovarios no son visibles dentro del pozo, se han mantenido en el abdomen. Si los ovarios han salido, coloque una pupa nuevo en el pozo y repita este paso.</li>
	<li>Transferir el abdomen en una cámara transparente cubreobjetos llenada de tampón de fijación (1 x PBS paraformaldehído al 4%) y coloque la tapa en la parte superior. Para asegurar un número suficiente de ovarios soportar la coloración y el proceso de montaje, diseccionar los ovarios más que lo necesario. PRECAUCIÓN: El búfer de fijación contiene paraformaldehído, que es tóxico. Por favor, use protección adecuada como guantes, gafas de seguridad, etcetera.</li>
</ol>4. inmunohistoquímica
<ol><li>Durante el proceso de tinción, utilice pinzas para Presione suavemente hacia abajo cualquier ovarios flotantes hasta el fondo del pozo de cristal para asegurarse de que los ovarios están completamente inmersos en solución de anticuerpo.</li>
	<li>Tiras de cinta de doble cara sobre la superficie plana de un Nutator y luego coloque el cubreobjetos "chambré" en la superficie adhesiva.</li>
	<li>Incubar los ovarios en buffer de fijación del paso 3.7 durante 15 min a temperatura ambiente.</li>
	<li>Enjuague los ovarios tres veces en PBS 1 x con 1% Tritón X-100 para 5, 10 y 45 minutos (1 h en total), respectivamente, para permitir la permeabilización completa.</li>
	<li>Bloquear los ovarios en el 10% de suero normal de cabra de 1 x PBS con 0,5% Tritón X-100 durante 30 minutos.</li>
	<li>Incubar durante una noche los ovarios en 600 μl de anticuerpo primario de elección diluido a la concentración apropiada en PBS 1 x con 0.5% Tritón X-100 a 4 ° C.</li>
	<li>Enjuague los ovarios tres veces durante 5 minutos en PBS 1 x con 0.5% Tritón X-100.</li>
	<li>Incubar los ovarios para 2 h en 600 μl del anticuerpo secundario de elección había diluido a la concentración apropiada en PBS 1 x con 0.5% Tritón X-100 a temperatura ambiente.</li>
	<li>Enjuague los ovarios dos veces durante 5 minutos en PBS 1 x con 0,5% Tritón X-100 y una vez durante 5 minutos en PBS 1 x.</li>
</ol>5. disección y montaje pupas ovarios
<ol><li>Coloque una gota pequeña de 1 x PBS sobre un portaobjetos de microscopio. Uso de fórceps para transferir el saco abdominal desde el cubre-objetos de cámaras a un vaso bien llenan de PBS 1 x. Dedicar un solo pozo por pupa para evitar hacinamiento el pozo.</li>
	<li>Desgarrando con fórceps el saco abdominal y cualquier resto grasa corporal. Nota: Los ovarios, que son un par de estructuras pequeñas, translúcidas, estriados y oblongos, deben verse dentro del pozo. Los ovarios son a menudo fuertemente rodeados por la grasa corporal, por lo que es importante para asegurarse de que todo el cuerpo de grasa es completamente rasgada aparte.</li>
	<li>Transferir los ovarios desde el pozo a la gota de 1 x PBS en el microscopio diapositiva sujetando el centro de los ovarios entre las puntas de las pinzas. Es muy importante usar un agarre firme sin exprimir los ovarios para no perder o destruir durante la transferencia. Añadir unas gotas de 1 x PBS a la corredera cuando la solución se seca con el tiempo.</li>
	<li>Una vez los ovarios han sido disecados y transferido a lo portaobjetos, pipeta 40 μl de medio de montaje sobre un cubreobjetos de 22 x 22 mm y el cubreobjetos con cuidado encima de los ovarios. Deje que la corredera seque durante la noche antes de la proyección de imagen.</li>
</ol>

<ol><li>Losick, V., Morris, L., Fox, D., Spradling, A. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21763616">Drosophila Stem Cell Niches: A Decade of Discovery Suggests a United View of Stem Cell Regulation.</a> Dev Cell. 21 (1), 159-171 (2011).</li>
<li>Kirilly, D., Xie, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Drosophila+ovary%3A+an+active+stem+cell+community%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Res%22%5BJournal%5D)">The Drosophila ovary: an active stem cell community.</a> Cell Res. 17 (1), 15-25 (2007).</li>
<li>Dansereau, D. A., Lasko, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Development+of+Germline+Stem+Cells+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Method+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">The Development of Germline Stem Cells in Drosophila.</a> Method Mol Biol. 450, 3-26 (2008).</li>
<li>Pearson, J., López-Onieva, L., Rojas-Ríos, P., Gonzáles-Reyes, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+Drosophila+stem+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Recent advances in Drosophila stem cell biology.</a> Int J Dev Biol. 53, 1329-1339 (2009).</li>
<li>Arwert, E. N., Hoste, E., Watt, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epithelial+stem+cells%2C+wound+healing+and+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Cancer%22%5BJournal%5D)">Epithelial stem cells, wound healing and cancer.</a> Nat Rev Cancer. 12 (3), 170-180 (2012).</li>
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<li>Daley, G. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+myeloid+leukemia%3A+proving+ground+for+cancer+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Chronic myeloid leukemia: proving ground for cancer stem cells.</a> Cell. 119 (3), 314-316 (2004).</li>
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<li>Godt, D., Laski, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+cell+rearrangement+and+cell+recruitment+in+Drosophila+ovary+morphogenesis+and+the+requirement+of+bric+%C3%A0+brac%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of cell rearrangement and cell recruitment in Drosophila ovary morphogenesis and the requirement of bric à brac.</a> Development. 121 (1), 173-187 (1995).</li>
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<li>Irizarry, J., Stathopoulos, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((FGF+signaling+supports+Drosophila+fertility+by+regulating+development+of+ovarian+muscle+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">FGF signaling supports Drosophila fertility by regulating development of ovarian muscle tissues.</a> Dev Biol. 404 (1), 1-13 (2015).</li>
<li>Maimon, I., Gilboa, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+and+Staining+of+Drosophila+Larval+Ovaries%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries.</a> J Vis Exp. (51), e2537(2011).</li>
<li>Kerkis, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Growth+of+the+Gonads+in+DROSOPHILA+MELANOGASTER%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">The Growth of the Gonads in DROSOPHILA MELANOGASTER.</a> Genetics. 16 (3), 212-224 (1931).</li>
<li>Yamanaka, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroendocrine+Control+of+Drosophila+Larval+Light+Preference%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neuroendocrine Control of Drosophila Larval Light Preference.</a> Science. 341 (6150), 1113-1116 (2013).</li>
<li>Bainbridge, S., Bownes, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Staging+the+metamorphosis+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Staging the metamorphosis of Drosophila melanogaster.</a> Development. 66, 57-80 (1981).</li>
<li>Courdec, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+bric+%C3%A0+brac+locus+consists+of+two+paralagous+genes+encoding+BTB%2FPOZ+domain+proteins+and+acts+as+a+homeotic+and+morphogenetic+regulator+of+imaginal+development+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The bric à brac locus consists of two paralagous genes encoding BTB/POZ domain proteins and acts as a homeotic and morphogenetic regulator of imaginal development in Drosophila.</a> Development. 129, 2419-2433 (2002).</li>
<li>Arrese, E. L., Soulages, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((INSECT+FAT+BODY%3A+ENERGY%2C+METABOLISM%2C+AND+REGULATION%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Entomol%22%5BJournal%5D)">INSECT FAT BODY: ENERGY, METABOLISM, AND REGULATION.</a> Annu Rev Entomol. 55, 207-225 (2011).</li>
<li>Zhang, Y., Xi, Y. <a target="_blank" href="https://www.omicsonline.org/open-access/fat-body-development-and-its-function-in-energy-storage-and-nutrient-sensing-in-drosophila-melanogaster-2157-7552.1000141.php?aid=36443">Fat Body Development and its Function in Energy Storage and Nutrient Sensing in Drosophila melanogaster.</a> J Tissue Sci Eng. 6 (1), (2014).</li>
<li>Wong, L. C., Schedl, P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2504450/">Dissection of Drosophila Ovaries.</a> J Vis Exp. (1), e52(2006).</li>
</ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses.

El paso más crítico y difícil de este protocolo consiste en la preparación de ovarios pupas antes de la fijación. Para asegurarse de que los ovarios, pequeño y enterrados por las células de grasa corporal dentro de la pupa del abdomen, se tiñen suficientemente con los anticuerpos, es importante no sólo romper una abertura grande en el saco abdominal con pinzas, pero también extraer las células del cuerpo de grasa que obstruyen la ovarios de los anticuerpos. Ejecución exitosa de este paso requiere aplicación de sutil pres...

Investigación de células madre usando Drosophila ovarios ha expandido ampliamente desde la primera documentación de la célula de vástago hueco1,2,3,4. Tras el desarrollo de herramientas genéticas del seguimiento del linaje, ovario del Drosophila disecciones se han utilizado comúnmente para el estudio de linajes de células madre y señalización vías que regulan el mantenimiento de células madre, proliferación y suerte en el nicho de células madre. Conocimiento de estas vías de señalización puede dar ideas sobre posibles causas de los cánceres que se originan en la célula de vástago aberrante actividad5,6,7. Recientemente se ha demostrado que células madre somáticas en el ovario del Drosophila , conocidas como células de vástago del folículo (Eve), fuertemente se asemejan a mamífero las células intestinales de la madre en muchos aspectos de su organización8. Por esta razón, los ovarios de la Drosophila son un sistema modelo muy útil para estudiar el comportamiento de la célula de vástago.
Mientras que los ovarios de larvarios y adultos ofrecen pistas al desarrollo temprano de la célula de vástago y organización de la célula de vástago final en el nicho, respectivamente, el ovario pupa es una estructura intermedia en la que las células somáticas y germinales reorganizar y establecer sus identidades 9 , 10. aunque varios estudios han examinado aspectos del desarrollo de tejido en el ovario pupa10,11,12,13, echara la diferenciación y organización espacial tipos de células ovario durante el desarrollo pupal. En particular, durante este período ocurre la especificación de Eve. Este protocolo describe un método para la disección y la coloración ovarios pupas en puntos del tiempo deseado, una técnica que puede utilizarse en experimentos del curso del tiempo que analizan el desarrollo pupal ovario en detalle de las larvas a la etapa adulta.
Para tener en cuenta la inaccesibilidad del ovario dentro del abdomen pupa pupa, tamaño pequeño y transparencia, este protocolo utiliza herramientas tales como una pipeta de Pasteur de punta fina a medida para remover el tejido abdominal grasa corporal obstaculizar el acceso del anticuerpo a la ovarios. Un cubreobjetos claro, cámara utilizado durante el anticuerpo coloración ofrece una mayor visibilidad de las pupas y una plataforma más para mecer los ovarios en una "Nutator." Basado en un protocolo para disecciones de ovario larvas de Maimon y Gilboa14, una concentración relativamente alta de Triton X-100 se ha empleado en los primeros pasos del procedimiento de tinción para maximizar el acceso permeabilización y el anticuerpo de membrana de la célula a la células ováricas.

<table><tbody><tr><td>Dumont #5 Pinzas, biología</td><td>Fine Scientific Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Nunc Lab-Tek Cubreobjetos con cámara</td><td></td> Microscopio de disección <td>Thermo Fisher Scientific</td> 155383 <td></td></tr><tr><td></td><td>Nikon</td><td>SMZ-10A</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio confocal</td><td>Carl Zeiss</td><td>LSM 700</td><td></td></tr><tr><td>Software de análisis</td><td>Carl Zeiss</td><td>Zen</td><td></td></tr><tr><td>9 Placas puntuales de vidrio de depresión</td><td>Pyrex</td><td>7220-85</td><td></td></tr><tr><td>Pipeta Pasteur</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-6B</td><td></td></tr><tr><td>Bombilla de pipeta Pasteur</td><td>Varios proveedores</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mechero Bunsen</td> Varios <td>proveedores</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Portaobjetos de microscopio esmerilado premium Fisherfinest</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>12-544-2</td><td></td></tr><tr><td>Cubreobjetos de vidrio de 22 x 22 mm Nº 1</td><td>VWR</td><td>48366-067</td><td></td></tr><tr><td>Dapi Fluoromount-G</td><td>SouthernBiotech</td><td>0100-20</td><td></td></tr><tr><td>Cinta adhesiva de doble cara</td><td>Scotch</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nutator</td><td>Clay Adams</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pincel fino #0, #3-#5</td><td>Varios proveedores</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gilson Pipetman Starter Kit Thomas</td><td>Scientific</td><td>F167300</td><td>Contiene p20, p200, p1000 </td></tr><tr><td>pipetas 16% Paraformaldehído</td><td>Microscopía Electrónica Sciences</td><td>15710</td><td>Diluido al 4% de paraformaldehído en 1x PBS</td></tr><tr><td>Triton</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>9002-93-1</td><td></td></tr><tr><td>10x PBS</td><td>Ambion</td><td>AM9624</td><td>Diluido a 1x PBS</td></tr><tr><td>Suero de cabra normal</td><td>Jackson ImmunoResearch 5000121</td><td></td><td>Diluido al 10% de suero de cabra normal en PBST con una concentración</td></tr> <tr><td>de Triton del 0,5%Anticuerpos primarios (en el protocolo: 7G10 anti-fasciclina III diluido 1:250, antifosfohistona H3 de conejo diluido 1:1000)</td><td>Varios proveedores (en el protocolo: Developmental Studies Hybridoma Bank, Millipore)</td><td></td><td>Diluido en PBST con una concentración de Triton del 0,5%</td></tr><tr><td>Anticuerpos secundarios (en el protocolo: Alexa-546, suero anti-conejo conjugado con FITC)</td><td>Varios proveedores (en el protocolo: Molecular Probes, Jackson ImmunoResearch Laboratories, Inc.)</td><td></td><td>Diluir en PBST con una concentración de Triton del 0,5%</td></tr><tr><td>Viales para moscas</td><td>Denville Scientific</td><td>V9406</td><td></td></tr><tr><td>Bolas de algodón, para viales anchos</td><td>Genesee Scientific</td><td>51-102W</td><td></td></tr><tr><td>Levadura, panaderos Activo seco</td><td>MP Biomedicals</td><td>101400</td><td></td></tr><tr><td>Alimento para moscas</td><td>Producido en laboratorio</td><td></td><td>Mezcla de agua, levadura de cerveza, harina de maíz, melaza, agar, EtOH, penicilina, 4-hidrobenzoato de metilo y ácido propiónico</td></tr><tr><td>Moscas macho y hembra Drosophila (genotipo utilizado en el protocolo: yw; P[Fz3-RFP, w+]/TM2)</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

disección y la coloración de los ovarios pupal de drosophila

Dissection and Staining of Drosophila Pupal Ovaries

A diferencia de ovarios de Drosophila adultos, pupas ovarios son relativamente difíciles de acceder y examinar debido a su pequeño tamaño, transparencia y encerrar dentro de una envoltura pupal. El reto de disección de ovarios pupas también radica en su ubicación física dentro de la pupa: los ovarios están rodeados por las células del cuerpo de la grasa dentro del abdomen pupal, y estas células de grasa debe ser removidas para permitir para la tinción de anticuerpos adecuada. Para superar estos desafíos, este protocolo utiliza pipetas de Pasteur modificado para requisitos particulares para extraer las células de la grasa corporal del abdomen pupal. Por otra parte, un cubreobjetos cámara se utiliza en lugar de un tubo de microcentrífuga durante el proceso de tinción para mejorar la visibilidad de las pupas. Sin embargo, a pesar de estas y otras ventajas de las herramientas utilizadas en el presente Protocolo, ejecución acertada de estas técnicas todavía puede implicar varios días de práctica debido al pequeño tamaño de los ovarios de la pupas. Las técnicas descritas en este protocolo se podrían aplicar a los experimentos de curso de tiempo en el que los ovarios se analizan en diversas etapas de desarrollo pupal.

Ejecución exitosa de este procedimiento debe resultar anticuerpos clara coloración que revela la estructura y organización celular de un ovario pupal de Drosophila . Inmunohistoquímica que se describe en este protocolo puede utilizarse para identificar tipos celulares comúnmente teñidos en ovarios de larvarios y adultos. Las células del tallo pupa derivado de enjambre de células18 (descritas por Fasciclin III en blanco) se muestran en la <strong class="xfi...

El ovario del Drosophila es un sistema modelo excelente para estudiar el desarrollo del nicho de células madre. Aunque se han publicado métodos para disecar larvarios y adultos de los ovarios, disecciones de ovario pupa requieren técnicas diferentes que no han sido publicadas en detalle. Aquí describiremos un protocolo de disección, tinción y montaje pupas ovarios.

Disección y la coloración de los ovarios Pupal de Drosophila

Unlike adult Drosophila ovaries, pupal ovaries are relatively difficult to access and examine due to their small size, translucence, and encasing within a ...

El objetivo general de este procedimiento es diseccionar y teñir los ovarios de Drosophila pupa. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el desarrollo de la biología, como las relacionadas con la diferenciación de células madre y el desarrollo de tejidos en el organismo modelo drosophila. La principal ventaja de esta técnica es que se utilizan herramientas personalizables para adaptarse al pequeño tamaño y la naturaleza translúcida de los ovarios de la pupa, que de otro modo serían difíciles de aislar.Tuvimos la idea de usar su método cuando realizamos experimentos de curso de tiempo, para rastrear la división de células madre en el ovario durante el desarrollo de la drosophila pupa. Para comenzar el protocolo, combine 10 moscas Drosophila adultas macho y 15 hembras, en un vial de alimento para moscas rico normal suplementado con levadura. Deje que los huevos se conviertan en larvas a temperatura ambiente durante tres o cuatro días.Después de tres o cuatro días, use un cepillo fino húmedo con cerdas suaves para hacer un movimiento giratorio con el cepillo a lo largo de la pared del vial, para transferir las larvas errantes del tercer estadio, del vial a un pocillo d

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Research

Investigación

JoVE Journal

Developmental Biology

Biología del Desarrollo

¿Cómo los nichos y las células madre se forman durante el desarrollo es una cuestión importante con implicaciones prácticas. En...

La disección y la tinción de Drosophila Larvas Ovarios

Drosophila pupa inmunohistoquímica Abdomen

Las estructuras adultas de Drosophila se derivan de estructuras en forma de saco llamadas discos imaginales. El análisis de estos discos proporciona información sobre muchos procesos de desarrollo, incluida la determinación de tejidos, el establecimiento de límites de compartimentos, la proliferación celular, la especificación del destino celular y la polaridad celular plana. Este protocolo se utiliza para preparar discos imaginales para microscopía óptica/fluorescente.

La disección y la inmunotinción de imaginal discos de Drosophila melanogaster

El objetivo de esta técnica es permitir a los investigadores realizar la disección, inmunotinción y montaje de discos oculares de pupa de Drosophila melanogaster de cualquier edad.

Disección y montaje de<em&gt; Drosophila</em&gt; Pupal discos Eye

El método de imagen vertical descrito en este protocolo permite la visualización detallada de los polos de un huevo de Drosophila melanogaster en desarrollo.  Esta vista final proporciona una nueva perspectiva sobre la disposición y morfología de múltiples tipos de células en el epitelio folicular.

Imaging Upright de<em&gt; Drosophila</em&gt; Cámaras de huevo

Se presenta un protocolo de inmunotinción de montaje completo en embriones de pulgón, en el que se abordan las condiciones críticas para disminuir la tinción de fondo y aumentar la permeabilidad del tejido. Estas condiciones se han desarrollado específicamente para la detección eficaz de la expresión de proteínas en los tejidos embrionarios de los pulgones.

Identificación de las condiciones críticas para inmunotinción en el guisante áfido embriones: El aumento del tejido Permeabilidad y disminución de la tinción de fondo

Se describe un protocolo para la disección, la fijación y la inmunotinción de órganos androgénica en Drosophila larvas y adultos hembras para estudiar la biosíntesis de hormonas esteroideas y su mecanismo de regulación. Además de los órganos androgénica, visualizamos la inervación de los órganos androgénica, así como células diana androgénica, tales como las células madre de línea germinal.

Protocolos para la visualización androgénica, órganos y sus órganos interactivos con inmunotinción en la mosca de la fruta<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aquí, proporcionamos un protocolo de disección requerido para obtener imágenes en vivo de la gónada masculina embrionaria tardía de Drosophila . Este protocolo permitirá la observación de procesos celulares dinámicos en condiciones normales o después de la manipulación transgénica o farmacológica.

Disección e imágenes en vivo de la Drosophila gonad embrionaria tardía

El objetivo de este protocolo es utilizar imágenes en vivo para visualizar los efectos del daño oxidativo en la localización y dinámica de las estructuras subcelulares en los ovarios de Drosophila.

Visualización de los efectos del daño oxidativo en las cámaras de huevos de Drosophila usando imágenes en vivo

La membrana basal es esencial para la morfogénesis de tejidos y órganos durante el desarrollo. Para comprender mejor los mecanismos que conducen a la colocación adecuada de esta estructura, el protocolo presentado describe métodos para visualizar y caracterizar el tráfico intracelular y la secreción de proteínas de la membrana basal en células epiteliales utilizando microscopía confocal y de superresolución.

Imágenes confocales y de superresolución del tráfico intracelular polarizado y la secreción de proteínas de la membrana basal durante la oogénesis de Drosophila

Drosophila es un modelo poderoso para comprender los mecanismos fundamentales de la miogénesis. Este protocolo para la disección y preparación de hemisecciones de tórax permite el análisis microscópico del músculo de vuelo indirecto tanto de la etapa de pupa como de la adulta. Este protocolo permite obtener imágenes confocales de la morfología celular, la localización de proteínas, la estructura muscular y muchos otros aspectos de la miogénesis.

Disección de los músculos de vuelo indirecto de Drosophila melanogaster para enfoques de microscopía

Aprende a diseccionar y teñir ovarios pupales de Drosophila para estudiar la diferenciación de células madre y el desarrollo tisular. Esta técnica utiliza herramientas personalizables que facilitan el aislamiento de tejidos pequeños y translúcidos.

Disección y la coloración de los ovarios Pupal de Drosophila

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