Name: Elementos clave de la prueba biológica de atracción foto insectos estudios o programas de monitoreo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-26T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 17 s
Description: Aprenda a utilizar arenas de bioensayo de fotoatracción para evaluar comportamientos de insectos y optimizar colores de luz atractivos en el laboratorio antes de pruebas de campo costosas.

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1. prueba componentes
<ol><li>
Construcción de arena terrestre
	<ol>
<li>Bandas metálicas de uso intermitente material de 2,54 cm de longitud. Doble cada tira en un semicírculo con un diámetro de 15,24 cm (figura 1).</li>
		<li>Conecte los extremos de cada semi-círculo y forma cloverleaf de las cuatro piezas. Conectar una tuerca y un tornillo #10 a los extremos de cada semi-círculo para mantenerlos juntos.</li>
		<li>Perfore un agujero en el centro de cada semicírculo 0,79 cm desde la parte inferior de la arena. Fijar los titulares de 5 m m LED los agujeros perforados en el centro de cada semicírculo.</li>
		<li>Con el fin de reducir la reflexión, aerosol pintura en aerosol negro mate a lo largo de la arena14 para cubrir el tapajuntas de metal. Usar una textura líquida (e.g., Fluon) para evitar que insectos saliendo de la arena sobre la pintura en aerosol.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Construcción de antena arena Nota: La arena aérea tiene una dimensión y tamaño similar a la arena terrestre; sin embargo, se utilizó material poliacrílico (figura 2). El plástico transparente permite que toda la luz pase a través. El plástico transparente previene la reflexión que interfiere con el experimento. El plástico transparente permite también el experimento para ser filmado.<ol>
<li>Lo más lejano de cada semicírculo para permitir contenedores roscar sobre la arena principal del hilo de rosca. La forma cloverleaf envía insectos hacia el centro. Sin esquinas externas animar a congregación de insectos; sin embargo, las tazas de la colección de insectos aéreos tienen todas las esquinas internas y sin esquinas externas.</li>
		<li>Para contenedores de arena aérea, utilice recipientes de polimetil penteno tapa de rosca (125 mL, diámetro exterior 64 mm, 74 mm de altura) y perfore los fondos (15 mm de diámetro).</li>
		<li>En cada uno de los fondos de los envases, pegar tubos de roscadas (diámetro de 15 mm, 60 mm de longitud).</li>
		<li>Conecte un soporte de LED de 5 mm para las tapas de cada contenedor. Cada tapa de la jaula de colección sobre el orificio grande de las jaulas de colección del hilo de rosca.</li>
		<li>Asiente el tubo roscado de la arena en el pequeño orificio en el lado opuesto de la jaula de la colección. Asegúrese de que el extremo del tubo roscado todo quede al ras con las paredes dentro de la arena y se ajusta firmemente a la estructura de la colección. Nota: El espárrago fue hecho de teflón. El teflón ilumina el color del LED que tiene su caja de colección. El espárrago era el único elemento que brilla con respecto a los insectos en el campo debido a una sustancia plástica gris en la base de cada jaula de colección.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Preparación de electrónica Nota: Hay varios colores (longitudes de onda) de LEDs son dependientes en productos químicos utilizados para construir el LED y por lo tanto una amplia variedad de colores son posibles (tabla 1).<ol>
<li>Para todos los experimentos, utilizar LEDs de 5 mm estándar con cables de positivos y negativos. Los LEDs pueden ser estrechos en su rango de longitud de onda ± 5 nm o pueden ser grandes en su gama ± 50 nm de longitud de onda.</li>
		<li>Definir el ángulo de visión como el máximo ángulo cónico en el cual se puede ver una pantalla. Si no se conocen a través de agujero LED. A través del agujero LED requieren ya sea a través de las ranuras en un PCB, un arnés de cableado o los cables soldados a los terminales positivos y negativos. LEDs de montaje superficial requiere diseño PCB y soldadura para incorporarlas.</li>
		<li>Incorporar resistencias variables en la electrónica para controlar la ingesta de energía del LED (LED intensidad) (figura 3). Utiliza un espectrómetro de luz para comprobar la intensidad (W/m2) y la longitud de onda (nm) de los LEDs para cada experimento.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. preparación de la arena
<ol><li>
Antes y entre cada repetición, con cuidado desmonte y limpie la arena usando un jabón no abrasivo, sin olor en agua tibia para eliminar olores o atrayentes no deseados. Use una esponja con un bajo nivel abrasivo para evitar rayar la arena.
	<ol>
<li>Completamente seca la arena y colóquelo a un lado para terminar en preparación para el próximo ensayo de secado por aire. Esto evitará manchas de agua de países en desarrollo. Arañazos y manchas de agua pueden provocar refracción en esos puntos en la arena. Distorsiones crean error en los resultados.</li>
		<li>Siempre debe manejarse la arena, guantes de nitrilo para evitar la introducción de olores humanos en las superficies de la arena.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Registrar las siguientes condiciones ambientales: humedad, temperatura, presión barométrica, fecha, hora de inicio y fin, fuentes externas de luz y LED puestos en la arena. Registrar estos valores y vigilar sus tendencias de experimento a experimento. Esto asegura el correcto uniforme Replica experimental, registrar las condiciones ambientales antes y después de las repeticiones.</li>
	<li>
Tipos de experimentos Nota: Esta configuración es capaz de la prueba luz único y competitivo.<ol>
<li>Para la prueba luz sola, utilice emitiendo luz uno en una sola hoja de trébol mientras que el resto de las hojas de trébol tienen nada emisión de ellos.</li>
		<li>Para experimento competitivo, emiten luz de cuatro cloverleafs todos con diferentes características en competencia con los demás. Nota: Otros experimentos pueden evaluar la importancia del estado insecto (alimentación, hambre, tenerales, acoplado, sangre alimentado, etcetera.) y etapa de la historia de la vida. Software de grabación y análisis conductual puede utilizarse para registrar y cuantificar el comportamiento. Para los experimentos nocturnos, cámaras de infrarrojos pueden utilizarse para ver los insectos, que brillan blanca en IR grabando en contraste con la arena oscura.</li>
		<li>Gire LED posiciones después de cada repetición para controlar el posible efecto de interferencia de la luz entre fuentes de luz opuestas y cualquier preferencia ambiental.</li>
		<li>Para contar el número de colecciones de insectos que no van en los orificios, utilice LEDs infrarrojos, una cámara infrarroja y software14. La grabación de vídeo se mostrarán que el número de escarabajo visitas a cada LED. Una colección no cuenta a menos que el insecto se mueve desde el centro de la arena hacia un LED en lugar de seguir un borde más allá de un LED.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Instalación de arena
	<ol>
<li>Configurar un pedestal con cuatro tarros de mason idénticos y colocar un paño de lino negro encima de ellos. El lienzo es negro para evitar que la luz que refleja de la parte inferior de la arena.</li>
		<li>Coloque la placa base de la arena en la parte superior este pedestal. Armar cada pieza de la arena encima de esta placa base.</li>
		<li>Colocar la arena cloverleaf centralmente alrededor del punto de lanzamiento de la placa base. Manteniendo esta central permite que los insectos que emergen desde el centro de la experiencia, no dándoles preferencia inicial.</li>
		<li>Instale los diodos electroluminosos (LED) en los titulares de las cuatro recipiente LED.</li>
		<li>Configurar el equipo eléctrico para el control de las luces.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. a partir de pruebas biológicas
<ol><li>
Coloque la tapa transparente de la arena sobre la arena paralela a la placa base. Si insectos se lanzan a través de la placa base, la tapa de la arena debe estar ya en la arena. Esto contiene insectos y permite grabación de vídeo (insectos terrestres) o evaluación visual.
	<ol>
<li>Si es necesario por las especies (insectos aéreos), inmovilizar temporalmente a los insectos para permitir la extracción de sus jaulas (aparición) y permitir la introducción de arena. Derribar los insectos se puede lograr con temporalmente con dióxido de carbono o a temperaturas frías (<-20 ° C para mosquitos a-4,00 ° C para los mosquitos).</li>
		<li>Usar un aspirador, extraer el sexo deseado y el conteo de insectos los insectos desmontados. Luego, introducir los insectos en la arena a través de la placa base. Use una tubería u otra herramienta de aspiración para la extracción de insectos. Demasiada manipulación o largas exposiciones reducirá la supervivencia.</li>
		<li>Comienzan grabaciones de prueba/evaluación antes de aclamación para confirmar que los insectos están respondiendo sólo a la luz y no exhibe una respuesta de escape. Para evitar la respuesta de escape, una proporciona un tiempo de aclimatación de 1 h a los insectos antes de encender la electrónica. Insectos se orientan hacia longitudes de onda específicas de luz durante la respuesta de escape cuando se coloca en un nuevo entorno.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. conclusión y cuantificación de bioensayos
Nota: La duración de cada repetición experimental dependerá de comportamiento de insectos y tiempos de respuesta, en general una exposición más larga, más respuestas tienden a ser más informativo.
<ol><li>Condiciones ambientales registro.</li>
	<li>Detener las grabaciones como la cámara infrarroja, si utiliza.</li>
	<li>En caso de utilizar cámaras de colección: después de cada repetición, lugar la arena cloverleaf en un congelador para matar los insectos para la cuantificación. La arena no debe dejarse en el congelador durante mucho tiempo porque el entorno de congelación puede causar el plástico se raje.</li>
	<li>Cuantificar el comportamiento de insectos por contar a insectos respondedores en jaulas de colección o análisis de video. Insectos que permanecían en la arena cloverleaf fueron contados como no haber hecho ninguna elección. Por ejemplo, Culicoides fueron encontrados para ser más atraídos a la luz UV en comparación con hacer ninguna opción7.</li>
</ol>

<ol><li>Briscoe, A. D., Chittka, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+evolution+of+color+vision+in+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Entomol%22%5BJournal%5D)">The evolution of color vision in insects.</a> Annu. Rev. Entomol. 46, 471-510 (2001).</li>
<li>Srinivasan, M. V., Venkatesh, S. Embodying natural vision into machines. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSrinivasan%2C+MV+%22From+living+eyes+to+seeing+machines%22">From living eyes to seeing machines</a>. , Oxford University Press. U.K. 249-265 (1997).</li>
<li>Srinivasan, M., Moore, R. J. D., Thurrowgood, S., Soccol, D., Bland, D. From Biology to engineering: insect vision and applications to robotics. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSrinivasan%2C+M+%22Frontiers+in+sensing%22">Frontiers in sensing</a>. Barth, F. G., Humphrey, J. A. C., Srinivasan, M. V. , Springer. Vienna, Austria. 19-39 (2012).</li>
<li>Allan, S. A., Day, J. F., Edman, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+ecology+of+biting+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.Rev.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Visual ecology of biting flies.</a> Annu.Rev. Entomol. 32, 297-316 (1987).</li>
<li>Brown, A. W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+of+the+responses+of+the+female+Aedes+mosquito+Part+V.+The+role+of+visual+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Bull.+Entomol.+Res%22%5BJournal%5D)">Studies of the responses of the female Aedes mosquito Part V. The role of visual factors.</a> Bull. Entomol. Res. 44, 567-574 (1953).</li>
<li>Brown, A. W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+responses+of+the+female+Aedes+mosquito+Part+VI.+The+attractiveness+of+coloured+cloths+and+Canadian+species%5BTitle%5D)+AND+%22Bull.+Entomol.+Res%22%5BJournal%5D)">Studies on the responses of the female Aedes mosquito Part VI. The attractiveness of coloured cloths and Canadian species.</a> Bull. Entomol. Res. 45, 67-78 (1954).</li>
<li>Snyder, D., Cernicchiaro, N., Cohnstaedt, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sugar-feeding+status+alters+biting+midge+photoattraction%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Vet.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Sugar-feeding status alters biting midge photoattraction.</a> Med. Vet. Entomol. 30, 31-38 (2016).</li>
<li>Menzel, R., Shmida, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ecology+of+flower+colours+and+the+natural+colour+vision+of+insect+pollinators%3A+The+Israeli+flora+as+a+study+case%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Reviews%22%5BJournal%5D)">The ecology of flower colours and the natural colour vision of insect pollinators: The Israeli flora as a study case.</a> Biological Reviews. 68, 81-120 (1993).</li>
<li>Walker, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responses+of+selected+thysanoptera+to+colored+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Responses of selected thysanoptera to colored surfaces.</a> Environ. Entomol. 3, 295-304 (1974).</li>
<li>Lelito, J. P., Fraser, I., Mastro, V. C., Tumlinson, J. H., Baker, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+visual-cue-based+stickytraps+for+monitoring+of+emerald+ash+borers%2C+Agrilus+planipennis+%28Col.%2C+Buprestidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Novel visual-cue-based stickytraps for monitoring of emerald ash borers, Agrilus planipennis (Col., Buprestidae).</a> J. Appl. Entomol. 132, 668-674 (2008).</li>
<li>Diclaro, J. W. II, Cohnstaedt, L. W., Pereira, R. M., Allan, S. A., Koehler, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+Physiological+Response+of+Musca+domestica+to+Colored+Visual+Targets%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Behavioral and Physiological Response of Musca domestica to Colored Visual Targets.</a> J. Med. Entomol. 49 (1), 94D100(2012).</li>
<li>Steverding, D., Troscianko, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+role+of+blue+shadows+in+the+visual+behaviour+of+tsetse+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+Lond.+B%22%5BJournal%5D)">On the role of blue shadows in the visual behaviour of tsetse flies.</a> Proc. R. Soc. Lond. B. 271, 16-17 (2004).</li>
<li>Cohnstaedt, L. W., Gillen, J. I., Munstermann, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-emitting+diode+technology+improves+insect+trapping%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Mosq.+Control+Assoc%22%5BJournal%5D)">Light-emitting diode technology improves insect trapping.</a> J. Am. Mosq. Control Assoc. 24, 331-334 (2008).</li>
<li>Duehl, A. J., Cohnstaedt, L. W., Arbogast, R. T., Teal, P. E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+light+attraction+to+increase+trap+efficiency+for+Tribolium+castaneum+%28Coleoptera%3A+Tenebrionidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Economic+Entomol%22%5BJournal%5D)">Evaluating light attraction to increase trap efficiency for Tribolium castaneum (Coleoptera: Tenebrionidae).</a> J. Economic Entomol. 104, 1430-1435 (2011).</li>
<li>Schmid, R. B., Snyder, D., Cohnstaedt, L. W., McCornack, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hessian+Fly+%28Diptera%3A+Cecidomyiidae%29+Attraction+to+Different+Wavelengths+and+Intensities+of+Light-EmittingDiodes+in+the+Laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Hessian Fly (Diptera: Cecidomyiidae) Attraction to Different Wavelengths and Intensities of Light-EmittingDiodes in the Laboratory.</a> Environ. Entomol. 46 (4), 895-900 (2017).</li>
<li>Cohnstaedt, L. W., Snyder, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+features+of+a+proposed+insecticidal+sugar+trap+for+biting+midges%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+Ital%22%5BJournal%5D)">Design features of a proposed insecticidal sugar trap for biting midges.</a> Vet. Ital. 52 (3-4), 265-269 (2016).</li>
</ol>

Pruebas biológicas de foto-atracción son una herramienta importante para determinar los colores óptimos de atractivo y reducir al mínimo las opciones de pruebas de campo de estos colores. Sin embargo, varios factores deben ser considerados cuando optimizar la prueba biológica para un específico incluyendo insectos: sola luz vs. experimentos luz competitivos, brillo, gama espectral óptimo, interferencia de la luz ambiente, estado de los insectos y comportamientos naturales que pueden limitar las posibles respuest...

Vigilancia entomológica casi todos depende del olfato o atrayentes visuales y a menudo ambos. Volátiles atrayentes olfativos pueden dispersarse en el medio ambiente dando como resultado un área atractivo. Sin embargo, atrayentes visuales pueden tener un rango más limitado debido a lo invertebrado ojo compuesto resolver imágenes1,2,3. Por lo tanto, deben optimizarse atrayentes visuales al insecto de interés para maximizar la atracción y la trampa diseñada para tomar ventaja de comportamientos naturales de los insectos blanco.
Atractivo visual se basa en longitudes de onda desde el sol u otras fuentes de luz que es absorbida o reflejada por la superficie de un objeto; los organismos consideran que esta absorción/refracción de longitudes de onda color. Visión de insectos se ha encontrado que incluyen azul, verde y ultravioleta (UV) a longitudes de onda1. Insectos utilizan su visión para ayudar en la búsqueda de compañeros, comida y vivienda4. Insectos visualmente pueden definir tamaños de objetos, colores, formas, movimientos y contrastes5,6. Insectos peces activos son generalmente atraídos por la luz de contraste diferentes y4de intensidad, mientras que insectos diurnos pueden resolver los colores e imágenes, además de contraste debido a una mayor disponibilidad del fotón durante el día. Trampas de monitoreo utilizan señales visuales de los insectos a su ventaja para optimizar la atracción y captura de7.
El método más común de evaluar foto atracción fue la observación de insectos movimiento hacia varias formas de colores como flores8 u objetos (como tarjetas adhesivas9,10). Visuales bioensayos con insectos colonizados pueden ayudar a identificar el óptimo rango de longitudes de onda o intensidades, que reduce el número de pruebas de campo. Pruebas biológicas visuales como el "túnel de luz de doble cara" fueron diseñados para probar moscas11. El problema con dos túneles de luz caras es que no cuenta para los insectos que no se recogen. Mayoría de los insectos se atranca en esquinas interiores y en los bordes de arenas. También sólo dos colores se pueden probar al mismo tiempo. Otros análisis incluyen los métodos de Steverding y Troscianko (2004)12, que se redujo la atracción de la mosca tse tse a grandes bandas (±50 nm) de colores claros. Diodos emisores de luz (LEDs) se han incorporado en trampas para mejorar la atracción de insectos mediante la optimización de las longitudes de onda de luz emitida1,13,14. Optimizar la atracción visual de estas trampas o dispositivos de control mejorará la eficiencia de colección de insectos mediante el uso de comportamientos naturales de los insectos para atraer insectos. De esta manera, resultados de la prueba biológica se utilizan para optimizar la tecnología de captura existentes. La "terrestre artrópodos trampa" que mejora la trampa tipo domo estándar de industria para la vigilancia de Escarabajo rojo de la harina (los E.E.U.U. patente # US8276314B2)) y el "método y composiciones para mejor luz trampas" que incorpora de diodos electroluminosos en antena trampas para insectos (los E.E.U.U. patente # US2009/0025275A1). Las dos patentes utilizan tecnología de LED que se optimizó utilizando los resultados de la prueba biológica para mejorar significativamente las trampas para insectos.
Este estudio describe un estadio de bioensayo de atracción foto y métodos que permiten a los investigadores a evaluar la respuesta de insectos para reducir las longitudes de onda como un color atractivo competitivo o individual. Equipo y modificaciones experimentales se presentan insectos nocturno, diurno, terrestre y aéreo.

<table><tbody><tr>material <td></td><td></td><td></td><td>de tapajuntas de metal</td></tr><tr><td>#10 tornillo</td><td></td> de metal de acero inoxidable <td>Stock</td><td></td></tr><tr><td>#10 tuerca</td><td></td><td></td> de bloqueo de acero inoxidable Stock <td></td></tr><tr><td>Soporte LED de 5 mm</td><td>Radio Shack Corp</td><td>276-080</td><td></td></tr><tr>pintura <td></td> en<td>aerosol negra mate</td><td>Stock</td><td></td></tr><tr><td>Fluon</td><td></td><td>Stock</td><td></td></tr><tr><td>tapón de rosca de poliacrílico</td><td></td><td></td><td></td>moldeado</tr><tr><td>Nalgene</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Nunc polimetilpenteno</td><td>125 mL, diámetro exterior de 64 mm, altura de 74 mm</td></tr><tr><td>Tubos de teflón roscados</td><td>Stock</td><td>15 mm de diámetro, 60 mm de longitud</td>Espectrómetro de luz StellarNet Stellar Net, Inc BLACK Comet C-SR-25 Fuente de luz infrarroja LED Tracksys LTD <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>cámara de vídeo infrarroja</td><td>Panasonic Corp</td><td>WV-BP330 Cámara</td><td></td>CCTV Panasonic</tr><tr><td>MEDIACRUISE software</td><td>Canopus Corp</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

elementos clave de la prueba biológica de atracción foto insectos estudios o programas de monitoreo

Key Elements of Photo Attraction Bioassay for Insect Studies or Monitoring Programs

Optimizado atrayentes visuales serán aumentar la eficiencia de captura insectos mediante comportamientos naturales de los insectos blanco (foto-taxis positivos) como un medio para atraer a los insectos a un control de la población o trampa de monitoreo. Diodos emisores de luz (LED) han creado opciones de iluminación personalizable con longitudes de onda específicas (colores), intensidades y anchos de banda, todo lo cual puede ser personalizado a los insectos. Pruebas biológicas conductuales foto-atracción pueden utilizar LEDs para optimizar los colores atractivos para una especie de insecto hasta etapas de la historia de vida específica o comportamientos (apareamiento, alimentación o buscando refugio). Los investigadores luego deben confirmar los resultados de la prueba biológica en el campo y comprender la limitada distancia atractivo de atrayentes visuales.
La arena del cloverleaf prueba biológica es un método flexible para evaluar la atracción foto evaluar una gama de comportamientos de insectos naturales como escape y alimentación respuestas. La arena se puede utilizar para experimentos de insectos terrestres o aéreos, así como insectos diurnos y nocturnos. Técnicas de recogida de datos con la arena grabar, contar el contacto con las luces o recoger físicamente los insectos que son atraídos hacia las luces. Las cuentas de ensayo para los insectos que no elección y el arenas pueden ser solo (no competitiva) color o varios colores (competitivos). El diseño cloverleaf causa insectos con thigmotaxis fuerte para volver al centro de la arena donde puede ver todas las opciones en un competitivo LED pruebas. La arena cloverleaf presentada aquí se ha utilizado con mosquitos, chinches, mosca de Hessian, moscas domésticas, jejenes picadores, escarabajos de la harina roja y PSOCIDOS. Pruebas biológicas se utilizan para desarrollar precisión y trampas para insectos eficaces para orientar el desarrollo y optimización de trampas para insectos usado para controlar las fluctuaciones de población de plagas para evaluaciones del riesgo del vector de la enfermedad, la introducción de especies invasoras, o utilizarse para supresión de la población.

La arena terrestre se ha utilizado para mejorar la plaga monitoreo trampas para rojo harina escarabajos14 y las arenas antenas para hessian moscas mosquitos picadores15 7. Aunque las arenas cloverleaf fueron similares, las condiciones para cada especie de insecto eran diferentes y acomodaron la evaluación de insectos nocturnos o diurnos que pueden arrastrarse o volar. Lo más importante estos estudios de laboratorio se...

Arenas de bioensayo de foto-la atracción se utilizan para determinar los colores de luz óptima para maximizar la atracción de insectos; sin embargo pruebas biológicas y los métodos son específicos de hábitat y comportamiento de insectos. Modificaciones y equipo adaptable se explican para insectos nocturnos o diurnos y terrestres o aéreos.

Elementos clave de la prueba biológica de atracción foto insectos estudios o programas de monitoreo

Optimized visual attractants will increase insect trapping efficiency by using the target insect&#39;s innate behaviors (positive photo-taxis) as a means ...

Este método puede ayudar a responder preguntas clave en la vigilancia y control de insectos, al mejorar la atracción de las trampas existentes e incorporar colores o luces en el diseño de futuras trampas de monitoreo y control. La principal ventaja de esta técnica es la evaluación inicial de los colores atractivos y el comportamiento de los insectos en el laboratorio, antes de las costosas y lentas pruebas en el campo. Los insectos tienen comportamientos o instintos innatos que deben usarse para hacer que el monitoreo y la captura sean más efectivos.El campo de bioensayos está diseñado para ser un método flexible para evaluar los comportamientos en cualquier especie de insecto, antes de los ensayos de campo. Este protocolo utiliza una arena aérea, pero también está disponible un diseño de arena terrestre. La diferencia crítica entre la arena aérea y la terrestre es el uso del espacio vertical, que cambia el tamaño de la arena.Al seleccionar un tipo de arena para un experimento, tenga en cuenta la especie de insecto que se está estudiando. La arena aérea tiene la capacidad de capturar insectos en un contenedor de recolección, mientras que la arena terrestre es un objeto bidimensiona

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Investigación

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Este manuscrito demuestra y discute las técnicas utilizadas para estudiar la susceptibilidad de pesticidas y detectar la resistencia a los pesticidas de contacto y sistémicos en las plagas de artrópodos.

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Las larvas de Drosophila son sensibles a la luz y responden a los cambios en la luz circundante. Este video describe un ensayo que evalúa su capacidad para evitar la luz, llamado ensayo de punto de luz. El protocolo presentado muestra cómo configurar el ensayo con un LED de luz azul y muestra cómo registrar el comportamiento del animal en respuesta al encuentro con la luz.

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La pérdida de colonias de abejas representa un desafío para los servicios de polinización de cultivos. Las prácticas actuales de protección de los polinizadores justifican un enfoque alternativo para minimizar el contacto de las abejas melíferas con los plaguicidas dañinos usando químicos repelentes. Aquí, proporcionamos métodos detallados para un protocolo de rastreo visual para detectar impedimentos para las abejas.

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Se describen los protocolos para la evaluación de la toxicidad de los químicos a los mosquitos inmaduros y adultos para el desarrollo como nuevas clases de larvicidas, adulticidas y endectocidas. Los protocolos permiten pruebas de alto rendimiento de múltiples químicos en dosis de un solo punto y posterior evaluación por análisis de respuesta de dosis para determinar toxicidad en contacto o por ingestión.

Protocolos para las pruebas de la toxicidad de la novela química insecticida para mosquitos

Aquí, describimos la construcción y el uso de un túnel de viento para olor había mediada ensayos conductuales con insectos. El diseño de túnel de viento facilita la liberación de las fuentes de olor por varios métodos, con y sin estímulos visuales. Túnel de viento los experimentos es métodos importantes para identificar su comportamiento activos sustancias químicas volátiles.

Un túnel de viento para olor mediada por insectos ensayos conductuales

Este protocolo introduce un ensayo de punto ligero para investigar el comportamiento fototáctico larvario de Drosophila. En este ensayo, se genera un punto de luz como estimulación de la luz, y el proceso de evitación de la luz larval es registrado por un sistema de imágenes basado en luz infrarroja.

Ensayo basado en puntos claros para el análisis de la fototaxis larval de Drosophila

El presente artículo detalla un protocolo paso a paso para electroantennogramas exitosos y de bajo ruido en varios géneros de mosquitos, incluyendo hembras y machos.

Una guía paso a paso para la electroantenografía de mosquitos

Para estudiar los impactos de la luz artificial en la noche (ALAN) en los insectos voladores nocturnos, el muestreo debe limitarse a la noche. El protocolo describe una trampa de intercepción de vuelo automatizada de bajo costo que permite a los investigadores tomar muestras en períodos definidos por el usuario con una mayor replicación.

Trampa de intercepción de vuelo automatizada de bajo costo para el submuestreo temporal de insectos voladores atraídos por la luz artificial por la noche

Describimos la metodología e importancia del bioensayo de aplicación tópica para medir la susceptibilidad a insecticidas en mosquitos y moscas de la fruta. El ensayo presentado es de alto rendimiento, utiliza masa de insectos, lo que permite calcular una dosis letal relativizada en masa en lugar de concentración, y probablemente tiene una variabilidad más baja que otros métodos similares.

Bioensayo de aplicación tópica para cuantificar la toxicidad de insecticidas para mosquitos y moscas de la fruta

Este protocolo describe el ensayo de alimentación obligada para evaluar el efecto potencialmente tóxico de un fitoquímico en las larvas de insectos lepidópteros. Este es un bioensayo de insectos altamente escalable, fácil de optimizar la dosis subletal y letal, la actividad disuasoria y el efecto fisiológico. Esto podría usarse para detectar insecticidas ecológicos.

Desarrollo de un sistema de ensayo de alimentación para evaluar el efecto insecticida de los fitoquímicos en Helicoverpa armigera

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