Name: Preparaciones y protocolos para todo celular parche abrazadera de neuronas Tectal de Xenopus laevis (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-15T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: Aprende la técnica de registro de parche de célula completa en neuronas del tecto óptico de Xenopus laevis. Este método permite estudiar la conectividad neural durante el desarrollo y comprender la función de los circuitos neuronales en anfibios.

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El apoyo de la beca del NIH SBC COBRE 1P20GM121310-01.

Todos los métodos aquí descritos han sido aprobados por el cuidado institucional del Animal y el Comité uso (IACUC) de la Universidad de Wyoming. Todos los procedimientos, incluyendo las grabaciones electrofisiológicas, se llevan a cabo a temperatura ambiente, aproximadamente de 23 ° C. Todos los métodos aquí descritos están optimizados para la grabación de neuronas tectal de renacuajos entre la etapa de desarrollo 42 y 49 (puesta en escena según Neiuwkoop y Faber15).
1. preparación en Vivo
<ol><li>Anestesiar el renacuajo.<ol>
<li>Coloque los renacuajos en un pequeño plato de Petri que contenga solución de Steinberg con 0.01% MS-222 durante aproximadamente 5 minutos. Nota: MS-222 aka "Tricaine" es un común pescados y anfibios anestésico. Los renacuajos son criados en la solución de Steinberg en mM: 0.067 KCl, 0.034 Ca (NO3)2•4H2O, 0.083 MgSO4•7H2O, NaCl 5.8, 4,9 HEPES.</li>
		<li>Asegúrese de que el renacuajo es profundamente anestesiado (no responden y no natación) antes de proceder al paso 2.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Asegure el renacuajo anestesiado a un bloque de silicona sumergida en el suelo del plato de grabación de disección.<ol>
<li>Utilice una pipeta de transferencia desechable para mover el renacuajo anestesiado a un plato de disección y grabación que contiene solución de grabación externo (115 mM de NaCl, KCl, 2 mM 3 mM de CaCl2, 3 mM de MgCl2, 5 mM de HEPES, 1 mM de glucosa; ajustar el pH 7.25 uso 10 N de NaOH, osmolaridad 255 mOsm).<ol>
<li>Para minimizar la espontánea del músculo espasmos, añadir el bloqueador de los receptores de la acetilcolina, tubocurarina (100 μm) a la solución externa. (Por lo general, esto se hace mediante el uso de pipeta 200 μL para añadir 100 μl de un caldo de tubocurarina 10 mM a 10 mL de la solución externa).</li>
		</ol>
</li>
		<li>Con pernos de insectos, fije el renacuajo, el lado dorsal, a un bloque sumergido de elastómero de silicona (como Sylgard 184, véase Tabla de materiales para más detalles), que ha sido pegado a la disección baja de plato. Nota: La colocación de los pasadores es crítica: colocarlos a ambos lados del cerebro, suficiente caudal para evitar empalar a los axones aferentes de grave ese proyecto del ojo y entrar en el cerebro justo anterior al tectum óptico (figura 1A).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Filete el cerebro a lo largo de la línea media.<ol>
<li>Para una visión clara del cerebro, retire la piel que cubre el cerebro haciendo una incisión superficial a lo largo de la línea media usando una aguja estéril de 25 G.</li>
		<li>Filete el cerebro a lo largo del mismo eje de la línea media por la inserción de la aguja en el tubo neural y tirando suavemente hacia arriba (dorsal) tal que la porción dorsal del tubo se corta limpiamente (cortada) dejando la placa intacta (figura 1B). Nota: Es importante que la placa del piso del tubo neural se deje intacto porque las entradas sensoriales aferentes entran El tectum a través de la placa.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Quitar la membrana ventricular transparente que cubre las neuronas tectal.<ol>
<li>Mover el plato de grabación para la plataforma de electrofisiología y use una pipeta de vidrio roto para quitar la membrana ventricular que cubrían los cuerpos celulares de neuronas tectal. Romper la punta arrastrando ligeramente a través de un limpiador de tarea delicada.</li>
		<li>Tornillo de la pipeta en el soporte de pipeta y baje hasta El tectum óptico a través de las amalgamas dentales.</li>
		<li>Utilizar la pipeta rota para pelar la membrana ventricular lejos El tectum. Nota: No es necesario sacar la membrana entero tectum; una pequeña ventana será suficiente y proporcionar acceso a un montón de neuronas.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Obtener la célula todo grabaciones de patch clamp. Nota: El enfoque de este punto hacia adelante es similar a la realización de grabaciones de abrazadera de parche de células enteras de rodajas de cerebro de ratón como se describe en Segev, et al. 16 (Figura 1C).</li>
	<li>Registro de las respuestas de la neurona tectal de aumento a un campo todo destello de luz se proyecta sobre la retina.<ol>
<li>Para proyectar un flash de todo campo de la luz sobre la retina, colocar una fibra óptica adyacentes al ojo de renacuajo. En el otro extremo de la fibra óptica es un LED con una resistencia variable que permite la luz luminancia a controlarse. Gatillo el LED por la salida digital del amplificador. De esta manera, todo campo destellos de diferentes intensidades de luz pueden ser registrado (figura 4A).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. todo el cerebro preparación
<ol><li>Realice los pasos 1.1 a 1.3. Nota: No hay ninguna necesidad de tubocurarina en la solución externa para esta preparación.</li>
	<li>Aislar el cerebro.<ol>
<li>Utilice una aguja de 25 G para separar el cerebelo (figura 2A).</li>
		<li>Para aislar todo el cerebro de los renacuajos, correr suavemente la aguja por debajo del cerebro, en una dirección caudal a rostral a cortar todos los lateral y ventral del tejido conectivo y fibras nerviosas.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Asegure el cerebro a un bloque de elastómero de silicón.<ol>
<li>Una vez liberado totalmente, asegure el cerebro a un bloque de elastómero de silicona colocando un perno a través de uno de los bulbos olfativos y otro pasador por el cerebelo (figura 2B). Esta es la configuración óptima para la grabación de las neuronas tectal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Mover el plato que contiene la preparación anclados todo el cerebro de la disección alcance a la plataforma de electrofisiología. Quitar la membrana ventricular con una pipeta de vidrio roto como se describe en el paso 1.4.</li>
	<li>Coloque un electrodo de estimulación bipolar sobre el quiasma óptico (donde se cruzan los tractos axón de cada ojo en el cerebro medio) para activar directamente los axones RGC.<ol>
<li>Coloque el electrodo de estimulación bipolar rostral y casi junto al gran ventrículo medio. El quiasma óptico está situado inmediatamente rostral al ventrículo medio grande (figura 2B).<ol>
<li>Suavemente baje el electrodo estimulante en el quiasma óptico que está formado un pequeño hueco en el tejido. El electrodo bipolar es conducido por un estimulador de pulso que permite la fuerza del estímulo ser precisamente controlados.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>Realizar la grabación de abrazadera de parche de células enteras (figura 2C) según lo descrito por Segev, et al. 16
</li>
</ol>3. horizontal cerebro sector preparación
<ol><li>Realice los pasos 2.1 a 2.3.</li>
	<li>Utilice una cuchilla para suprimir el cuarto más lateral (que en vivo corresponde a la cuarta más dorsal) de un lado de un tectum óptico. Este corte se hace paralelo al plano rostral caudal como se muestra en la figura 3A.</li>
	<li>Volver a prender el cerebro al lado del elastómero de silicona con las rebanadas del lado hacia arriba (para que la somata y neuropilo pueden accederse directamente para la grabación) y la superficie ventricular del cerebro hacia el bloque de elastómero de silicona (figura 3 B) (de modo que puede colocarse un electrodo bipolar en el quiasma óptico).</li>
	<li>Realizar la abrazadera del remiendo de células enteras o grabación potencial archivado local (figura 3C) según lo descrito por Segev, et al. 16
</li>
</ol>

<ol><li>Pratt, K. G., Khakhalin, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+human+neurodevelopmental+disorders+in+the+Xenopus+tadpole%3A+from+mechanisms+to+therapeutic+targets%5BTitle%5D)+AND+%22Dis.+Model+Mech%22%5BJournal%5D)">Modeling human neurodevelopmental disorders in the Xenopus tadpole: from mechanisms to therapeutic targets.</a> Dis. Model Mech. 6, 1057-1065 (2013).</li>
<li>Pratt, K. G. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s40139-015-0075-1">Finding Order in Human Neurological Disorder Using a Tadpole.</a> Curr. Pathobio. Rep. 3 (2), 129-136 (2015).</li>
<li>Liu, Z., Hamodi, A. S., Pratt, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+development+and+function+of+the+Xenopus+tadpole+retinotectal+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Opin.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Early development and function of the Xenopus tadpole retinotectal circuit.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 41, 17-23 (2016).</li>
<li>Hamodi, A. S., Pratt, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Region-specific+regulation+of+voltage-gated+intrinsic+currents+in+the+developing+optic+tectum+of+the+Xenopus+tadpole%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Region-specific regulation of voltage-gated intrinsic currents in the developing optic tectum of the Xenopus tadpole.</a> J. Neurophysiol. 112 (7), 1644-1655 (2014).</li>
<li>Pratt, K. G., Aizenman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Homeostatic+regulation+of+intrinsic+excitability+and+synaptic+transmission+in+a+developing+visual+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Homeostatic regulation of intrinsic excitability and synaptic transmission in a developing visual circuit.</a> J. Neurosci. 27 (31), 8268-8277 (2007).</li>
<li>Cialeglio, C. M., Khakhalin, A. S., Wang, A. F., Constantino, A. C., Yip, S. P., Aizenman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multivariate+analysis+of+electrophysiological+diversity+of+Xenopus+visual+neurons+during+development+and+plasticity%5BTitle%5D)+AND+%22Elife%22%5BJournal%5D)">Multivariate analysis of electrophysiological diversity of Xenopus visual neurons during development and plasticity.</a> Elife. 4, 11351(2015).</li>
<li>Aizenman, C. D., Akerman, C. J., Jensen, K. R., Cline, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visually+driven+regulation+of+intrinsic+neuronal+excitability+improves+stimulus+detection+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Visually driven regulation of intrinsic neuronal excitability improves stimulus detection in vivo.</a> Neuron. 39 (5), 831-842 (2003).</li>
<li>Wu, G., Malinow, R. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/8875937">Cline H.T. of a central glutamatergic synapse.</a> Science. , 972-976 (1996).</li>
<li>Van Rheed, J. J., Richards, B. A., Akerman, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensory-evoked+spiking+behavior+emerges+via+an+experience-dependent+plasticity+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Sensory-evoked spiking behavior emerges via an experience-dependent plasticity mechanism.</a> Neuron. 87 (5), 1050-1060 (2015).</li>
<li>Schwartz, N., Schohl, A., Ruthazer, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity-dependent+transcription+of+BDNF+enhances+visual+acuity+during+development%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Activity-dependent transcription of BDNF enhances visual acuity during development.</a> Neuron. 70 (3), 455-467 (2011).</li>
<li>Zhang, L. I., Tao, H. W., Holt, C. E., Harris, W. A., Poo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+window+for+cooperation+and+competition+among+developing+retinotectal+synapses%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A critical window for cooperation and competition among developing retinotectal synapses.</a> Nature. 395 (6697), 37-44 (1998).</li>
<li>Hewapathirane, D. S., Haas, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+cell+electroporation+in+vivo+within+the+intact+developing+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Single cell electroporation in vivo within the intact developing brain.</a> J. Vis. Exp. (17), e705(2008).</li>
<li>Dong, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+avoidance+in+Xenopus+tadpoles+is+correlated+with+the+maturation+of+visual+responses+in+the+optic+tectum%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Visual avoidance in Xenopus tadpoles is correlated with the maturation of visual responses in the optic tectum.</a> J. Neurophysiol. 101 (2), 803-815 (2009).</li>
<li>Hamodi, A. S., Pratt, K. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+horizontal+brain+slice+preparation%3A+a+novel+approach+for+visualizing+and+recording+from+all+layers+of+the+tadpole+tectum%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The horizontal brain slice preparation: a novel approach for visualizing and recording from all layers of the tadpole tectum.</a> J. Neurophysiol. 113 (1), 400-407 (2015).</li>
<li>Nieuwkoop, P. D., Faber, J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNieuwkoop%2C+PD+%22Normal+Table+of+Xenopus+laevis+%28Daudin%29%22">Normal Table of Xenopus laevis (Daudin)</a>. , Garland. New York. (1994).</li>
<li>Segev, A., Garcia-Oscos, F., Kourrich, S. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/27341060">Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices.</a> J. Vis. Exp. (112), e54024(2016).</li>
<li>Muldal, A. M., Lillicrap, T. P., Richards, B. A., Akerman, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clonal+Relationships+Impact+Neuronal+Tuning+within+a+Phylogenetically+Ancient+Vertebrate+Brain+Structure%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Biol%22%5BJournal%5D)">Clonal Relationships Impact Neuronal Tuning within a Phylogenetically Ancient Vertebrate Brain Structure.</a> Curr. Biol. 24 (16), 1929-1933 (2014).</li>
<li>Khakhalin, A. S., Koren, D., Gu, J., Xu, H., Aizenman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitation+and+inhibition+in+recurrent+networks+mediate+collision+avoidance+in+Xenopus+tadpoles%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Excitation and inhibition in recurrent networks mediate collision avoidance in Xenopus tadpoles.</a> Eur. J. Neurosci. 40 (6), 2948-2962 (2014).</li>
<li>Ruthazer, E. S., Aizenmann, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Learning+to+see%3A+patterned+visual+activity+and+the+development+of+visual+function%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Learning to see: patterned visual activity and the development of visual function.</a> Trends Neurosci. 44 (4), 183-192 (2010).</li>
<li>Pratt, K. G., Aizenman, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multisensory+integration+in+mesencephalic+trigeminal+neurons+in+Xenopus+tadpoles%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Multisensory integration in mesencephalic trigeminal neurons in Xenopus tadpoles.</a> J. Neurophysiol. 102 (1), 399-412 (2009).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Todos los métodos descritos en este trabajo están optimizados para la grabación de neuronas tectal de renacuajos entre la etapa de desarrollo 42 y 49 (puesta en escena según Neiuwkoop y Faber15). Por etapa 42, los renacuajos son suficientemente grande y suficientemente desarrollada para que los insectos pasadores pueden colocarse a ambos lados del cerebro para grabaciones en vivo y para llevar a cabo la disección de todo el cerebro. En etapas más tempranas, cuando los renacuajos son esenc...

El circuito retinotectal es el componente principal del sistema visual de anfibios. Se compone de las RGCs en el ojo, que proyectan sus axones al tectum óptico donde forman conexiones sinápticas con las neuronas postsinápticas de tectal. El circuito de retinotectal renacuajo Xenopus es un popular modelo de desarrollo para el estudio de la función y formación de circuitos neuronales. Hay muchos atributos de circuito de retinotectal de este renacuajo que potente modelo experimental1,2,3. Un atributo importante y el foco de este artículo, es la capacidad para llevar a cabo grabaciones de abrazadera parche de células enteras de neuronas tectal, en vivo o utilizando una preparación de todo el cerebro. Con un aparejo de electrofisiología equipado con un amplificador que soporte el voltaje y corriente abrazadera modos de grabación, grabaciones de células enteras patch clamp permiten electrofisiología de la neurona que se caracterizará en alta resolución. Como resultado, toda célula parche abrazadera las grabaciones de las neuronas tectal en las distintas etapas claves de la formación de circuito retinotectal han proporcionado una comprensión detallada y completa del desarrollo y plasticidad intrínseca4,5 , 6 , 7 y sináptica8,9,10,11 propiedades. Combinación de grabaciones de celulares todo parche abrazadera neurona tectal, la habilidad de expresar genes o morfolinos de interés en estas neuronas12y un método para evaluar comportamiento guiado visual a través de un test de evitación visual establecido13 promueve el identificación de enlaces entre moléculas, la función del circuito y el comportamiento.
Es importante tener en cuenta que el tipo de alta resolución, datos obtenidos de las grabaciones de celular todo parche abrazadera no están posibles utilizar nuevos enfoques proyección de imagen tales como el indicador de calcio genética GCaMP6, porque aunque utilizando indicadores de calcio permite la proyección de imagen de calcio dinámica a través de grandes poblaciones de neuronas simultáneamente, no directa o de manera obvia de que los parámetros eléctricos específicos pueden obtenerse midiendo la fluorescencia del delta en la somata y no hay forma de tensión de la abrazadera la neurona para medir relaciones de corriente-tensión. Claramente estos dos enfoques distintos, las grabaciones electrofisiológicas y proyección de imagen del calcio, poseen fortalezas sin traslapo y generar diferentes tipos de datos. Así, el mejor método depende de la pregunta experimental concreta que se aborda.
Aquí, describimos nuestro método para adquirir células enteras patch clamp las grabaciones de las neuronas del tectum óptico renacuajo con una preparación en vivo , preparación de todo el cerebro, y un más nuevo modificado preparación de todo el cerebro que se desarrolló en nuestro laboratorio de14 . En la sección de resultados de representante, nos demuestran las ventajas experimentales de cada preparación y los diferentes tipos de datos que pueden obtenerse. Los límites y fortalezas de las diferentes preparaciones, así como consejos para la solución de problemas, se incluyen en la sección de discusión.

<table><tbody><tr><td>Stemi Stereo 508</td><td>Zeiss</td><td>495009-0006-000&nbsp;</td><td>Microscopio de disección</td></tr><tr><td>MS-222 "Tricane"</td><td>Finquel</td><td>ARF5G</td><td>Anestésico general anfibio</td></tr><tr><td>Cloruro de sodio (NaCl)</td><td>Fisher Scientific</td><td>S271-3</td><td>Se utiliza para preparar la solución de Stienberg y la solución externa</td></tr><tr><td>Cloruro de potasio (KCl)</td><td>Fisher Scientific</td><td>P217-500</td><td>Se utiliza para preparar la solución de Stienberg y la solución externa</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375-1KG</td><td>Se utiliza para preparar la solución de Stienberg y la solución externa</td></tr><tr><td>Tetrahirato de nitrato de calcio (Ca(NO3)&bull; 4H2O)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>237124-500G</td><td>Utilizado para preparar la solución de Stienberg&nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Sulfato de magnesio (MgSO4)</td><td>Mallinckrodt Chemicals</td><td>6066-04</td><td>Se utiliza para preparar la solución de Steinberg</td></tr><tr><td>Cloruro de calcio (CaCl2)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C5080-500G</td><td>Se utiliza para preparar la solución de grabación externa</td></tr><tr><td>Cloruro de magnesio (MgCl2)</td><td>J.T. Baker</td><td>2444-01</td><td>Se utiliza para preparar la solución de grabación externa</td></tr><tr><td>D-glucosa anhidra</td><td>Mallinckrodt Chemicals</td><td>6066-04</td><td>Se utiliza para preparar la solución de registro externa</td></tr><tr><td>Clorhidrato de tubocurarina pentahidratado</td><td>Sigma</td><td>T2379</td><td>Antagonista nicotínico del receptor de acetilcolina</td></tr><tr><td>Alfileres de insectos</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td>Pasadores de acero inoxidable de 0,1 mm de diámetro</td></tr><tr><td>Sylgard 184 Kit de elastómero de silicona</td><td>Dow Corning</td><td>761028</td><td>Kit de monómero y agente de curado prepesado</td></tr><tr><td>Placa de Petri de poliestireno estéril - 60x15mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>AS4052</td><td>Placas de Petri pequeñas</td></tr><tr><td>Aguja PrecisionGlide 25Gx5/8 (.0.5mm X 16mm)</td><td>BD</td><td>305122</td><td>Agujas de jeringa</td></tr><tr><td>1mL Slip Tip Tuberculin Syringe&nbsp;</td><td>BD</td><td>309659</td><td>Jeringas estériles desechables</td></tr><tr><td>Pipeta de borosilicato de vidrio</td><td>Sutter Instrument</td><td>BF150-86-10HP</td><td>Tirado según las especificaciones deseadas con la máquina de extracción de pipetas</td></tr><tr><td>Tirador de micropipetas Flamígero/Marrón</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-97</td><td>Fabrica micropipetas para el registro de electrofisiología</td></tr><tr><td>Toallitas Kimtech Toallitas</td><td>Kimberly-Clark</td><td>34120</td><td>Delicate Limpiaparabrisas sin pelusa</td></tr><tr><td>Axon Instruments MultiClamp 700B Headstage CV-7B</td><td>Molecular Devices</td><td>1-CV-7B</td><td>Pinza amperimétrica y pinza de tensión Headstage</td></tr><tr><td>MP-285 Manipulador Motorizado con Controlador de Mesa</td><td>Instrumento Sutter</td><td>MP-285/T</td><td>Control para cabecera en equipo de electrofisiología</td></tr><tr><td>LED acoplado a fibra (verde)</td><td>Thorlabs</td><td>M530F2</td><td>Cable de fibra óptica emparejado con LED verde</td></tr><tr><td>Electrodo bipolar de grupo (25&micro; m diámetro)</td><td>FHC</td><td>30207</td><td>Electrodo estimulante bipolar</td></tr><tr><td>ISO-Flex Estimulador</td><td>A.M.P.I. (Israel)&nbsp;</td><td>Contactar fabricante</td><td>Aislador de estímulo flexible</td></tr><tr><td>Axon Instruments 700B Amplificador multiparche</td><td>Molecular Devices</td><td>2500-0157</td><td>Amplificador para registro de pinzas amperimétricas de voltaje y corriente&nbsp;</td></tr><tr><td>Digitalizador Digidata 1322A</td><td>Molecular Devices</td><td>2500-135 Sistema de adquisición de</td><td>datos para el registro de electrofisiología</td></tr><tr><td>Axio Examiner.A1</td><td>Zeiss</td><td>491404-0001-000&nbsp;</td><td>Microscopio para electrofisiología</td></tr><tr><td>Mesa de laboratorio Micro-g</td><td>TMC</td><td>63-533 Mesa de</td><td>aire para microscopio de electrofisiología</td></tr><tr><td>Inspiron 620 Ordenador de sobremesa personal con Windows 7 de 64 bits</td><td>Ordenador Dell</td><td>D06D001</td> de 64 bits <td>con software de electrofisiología</td></tr><tr><td>Cámara CCD c2400</td><td>Hamamatsu</td><td>70826-5</td><td>Cámara de dispositivo de carga acoplada para imágenes de electrofisiología</td></tr><tr><td>7 O'Clock Super Platinum Cuchillas de</td> <td>afeitar de acero inoxidableGillette</td><td>CMM01049</td><td>Hojas de afeitar de acero inoxidable recubiertas de platino</td></tr><tr><td>Pipetas de transferencia</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-7M</td><td>Pipetas de transferencia de polietileno desechables</td></tr></tbody></table>

preparaciones y protocolos para todo celular parche abrazadera de neuronas tectal de xenopus laevis

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

El circuito de retinotectal renacuajo Xenopus , compuesto de las células ganglionares de la retina (RGCs) en el ojo que forman sinapsis directamente sobre las neuronas en El tectum óptico, es un modelo popular para estudiar circuitos neuronales cómo uno mismo-montar. La capacidad para llevar a cabo toda célula grabaciones de abrazadera de parche de neuronas tectal y al registro grave-evocado las respuestas, ya sea en vivo o mediante una preparación de todo el cerebro, ha generado un gran cuerpo de datos de alta resolución sobre los mecanismos subyacentes normales y anormal, circuito de formación y función. Aquí describimos cómo realizar la preparación en vivo , la preparación original de todo el cerebro, y más recientemente desarrollaron preparación de corte horizontal del cerebro para obtener grabaciones de abrazadera de parche de células enteras de neuronas tectal. Cada preparación tiene ventajas experimentales únicas. La preparación en vivo permite la grabación de la respuesta directa de neuronas tectal de aumento a los estímulos visuales que se proyectan en el ojo. La preparación de todo el cerebro permite que los axones RGC a activarse de forma muy controlada, y la preparación de corte horizontal del cerebro permite la grabación de a través de todas las capas del tectum.

Para registrar las respuestas evocadas de la luz un destello de todo campo de luz se proyecta sobre la retina mientras que la respuesta resultante se registra de neuronas individuales tectal (figura 4A). Este protocolo especial está diseñado para medir tanto la respuesta de la neurona a la luz de encendido ("On" respuesta) y luego apagar 15 s después para medir la "respuesta Off". Las neuronas tectal típicamente exhiben robusta y desactivar l...

En este artículo discutimos tres preparaciones de cerebro utilizadas para la grabación de abrazadera de parche de células enteras a estudiar el circuito retinotectal de los renacuajos de Xenopus laevis . Cada preparación, con sus propias ventajas específicas, contribuye a la maleabilidad experimental de los renacuajos de Xenopus como modelo para el estudio de la función neuronal del circuito.

Preparaciones y protocolos para todo celular parche abrazadera de neuronas Tectal de Xenopus laevis

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...

El objetivo general de este procedimiento es obtener registros electrofisiológicos de células completas de las neuronas del tectum óptico del renacuajo para aprender sobre su patrón de conectividad durante el desarrollo y, en última instancia, comprender cómo se forman y funcionan los circuitos neuronales. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo del desarrollo neuronal, como cómo cambian las neuronas a lo largo del desarrollo y cómo funcionan los circuitos para dar lugar al comportamiento. La principal ventaja de estas preparaciones es que permiten el registro electrofisiológico de las neuronas del tectum óptico para proporcionar información sobre la función de los circuitos neuronales en desarrollo.Zhenyu Lui, un estudiante graduado de mi laboratorio, demostrará el procedimiento. Con una pipeta de transferencia de eliminación, mueva el renacuajo anestesiado a una placa de registro de disección que contenga una solución de registro externa. Asegure el renacuajo anestesiado a un bloque de silicona sumergido en el suelo de la placa de grabación de disección.Para obtener una visión clara del cerebro, retire la piel que recubre el cerebro haciendo una incisión

preparations-protocols-for-whole-cell-patch-clamp-recording-xenopus

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Esta pretende ser una introducción a la revisión de la grabación de la abrazadera ovocitos de Xenopus laevis. Cubre la eliminación vitelina membrana, la formación de un sello gigaohm (gigaseal), y la conversión opcional de la revisión a la topología de fuera-out.

Parche de grabación Clamp de canales iónicos expresados ​​en ovocitos de Xenopus

Corriente iónica de los canales BK se registraron con la técnica de patch clamp. Canales BK se expresan...

Patch clamp y técnicas de perfusión para el estudio de los canales iónicos expresados ​​en Xenopus Ovocitos

Este protocolo describe una técnica llamada electrofisiología de pinza de parche de célula completa, que es un método para estudiar las propiedades eléctricas de las neuronas de Mauthner y otras células reticuloespinales en embriones de pez cebra.

Electrofisiología de pinza de parche de célula completa: un método para estudiar las propiedades eléctricas de las neuronas

Este video muestra una técnica de patch-clamp de celda completa para el registro electrofisiológico de la retina de un ratón de montaje plano. Se utiliza una pipeta de vidrio delgada con un electrodo para acercarse a las células amacrinas (SAC) dentro de la retina. Después de formar un sello, se aplica succión para romper la membrana y formar la configuración de abrazadera de parche de celda completa. Finalmente, se mide el flujo de iones a través de los receptores sinápticos SAC utilizando la...

Establecimiento de una pinza de parche de celda completa para el registro electrofisiológico de una retina de ratón de montaje plano

El video muestra un método para estudiar la excitabilidad de las células neuronales que expresan proteínas fluorescentes utilizando una pinza amperimétrica de parche de célula completa. En el modo de pinza de corriente, se generan potenciales de acción indicativos de excitabilidad neuronal.

Estudio de la excitabilidad de las neuronas fluorescentes utilizando una pinza de parche de célula completa

Este video muestra el procedimiento para realizar registros electrofisiológicos en neuronas de sustancia gelatinosa (SG) de cortes de médula espinal, utilizando técnicas de patch-clamp de células enteras para analizar los patrones de disparo de las neuronas. Este método permite el estudio de las respuestas neuronales a estímulos en las neuronas SG de la médula espinal.

Registro de pinza de parche de célula entera en una neurona gelatinosa de una sustancia de un corte de médula espinal

Este video demuestra el examen de la excitabilidad de las neuronas sensoriales en los ganglios de la raíz dorsal utilizando la técnica de pinza de parche para medir la reobase y el potencial de membrana, analizando las respuestas de las neuronas a las inyecciones incrementales de corriente.

Registros de pinzamiento de parche de célula completa en ganglios de la raíz dorsal de rata intacta

Hemos desarrollado una preparación espinal cerebral espinal intacta para registrar y monitorear la actividad eléctrica a través de la grabación de patch clamp de las neuronas y otras células de Mauthner reticulospinal en embriones de pez cebra. Por lo tanto, somos capaces de registrar las corrientes sinápticas excitatorias e inhibitorias, la actividad del canal dependiente de voltaje y los potenciales de acción de las neuronas clave en un embrión en desarrollo.

Patch Clamp Las grabaciones de las células embrionarias de pez cebra Mauthner

Descrito aquí es un procedimiento para la obtención de largos tramos de grabación actual de un canal de iones con la técnica de patch-clamp de células-adjunto. Este método permite observar, en tiempo real, el modelo de open-close conformaciones de canales que son la base de la señal biológica. Estos datos informan acerca de las propiedades de los canales en las membranas biológicas inalteradas.

Un canal celular conectado a Patch-clamp grabación

Este manuscrito ofrece protocolos que utilizan en el útero de electroporación (IUE) para describir la conectividad estructural de las neuronas en el nivel de una sola célula y la excitabilidad de las neuronas marcadas con fluorescencia. Histología se utiliza para caracterizar dendríticas y proyecciones axonales. células enteras de grabación en rodajas agudas se utiliza para investigar la excitabilidad.

La electroporación en el útero métodos para estudiar la excitabilidad de las subpoblaciones neuronales y Conectividad Una sola célula

Se presenta un protocolo que combina el aislamiento de células y de células enteras patch-clamp de registro para medir las propiedades eléctricas de la primaria células epiteliales disociadas de la cauda de la rata epididimidas. Este protocolo permite investigar las propiedades funcionales de las células epiteliales epididimales primarias para dilucidar adicionalmente el papel fisiológico del epidídimo.

Grabaciones de parche de sujeción de células enteras de células epiteliales primarias aisladas del epidídimo

Aprende la técnica de registro de parche de célula completa en neuronas del tecto óptico de Xenopus laevis. Este método permite estudiar la conectividad neural durante el desarrollo y comprender la función de los circuitos neuronales en anfibios.

Preparaciones y protocolos para todo celular parche abrazadera de neuronas Tectal de Xenopus laevis

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