Name: Gene-dirigido mutagénesis al azar para seleccionar a mutantes de proteasoma desestabilizadoras de la heterocromatina en la levadura de fisión (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 18 s
Description: Aprende mutagénesis dirigida al azar para identificar mutantes que desestabilizan la heterocromatina en levadura de fisión Schizosaccharomyces pombe. Este método permite estudiar genes esenciales y comprender la regulación epigenética.

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Fondos para este proyecto fue proporcionada por el programa de investigación de ciencia básica a través de la nacional investigación Fundación de Corea (NRF) financiado por el Ministerio de ciencia y TIC (2016R1A2B2006354).

1. preparación de medios de
<ol><li>Preparar Extracto de levadura con suplementos (sí), sí sin adenina (Ade baja de sí), media de Pombe Glutamate (PMG12) y PMG sin adenina (Ade-PMG) mezclando los componentes como se describe en la tabla 1. SÍ-Ade (bajo Ade) y placas PMG-Ade tienen todos los mismos componentes, pero la adenina se omite de este último.<ol>
<li>Utilice el siguiente stock de sal (50 x): 52,5 g/L MgCl2·6H2O 2 g/L CaCl2·2H2O 50 g/L de KCl, 2 g/L Na2para4 en agua destilada. Filtro esterilice usando un filtro de tamaño de poro de 0,22 μm y almacenar a 4 ° C.</li>
		<li>Utilizar la vitamina siguiente (1, 000 x) stock: 10 g/L de ácido nicotínico, pantotenato de 1 g/L, biotina 10 mg/L en agua destilada, 10 g/L inositol. Filtro esterilice usando un filtro de tamaño de poro de 0,22 μm y almacenar a 4 ° C.</li>
		<li>Utilice el siguiente mineral (10, 000 x) stock: 5 g/L de ácido bórico, 4 g/L MnSO4, 4 g/L ZnSO4·7H2O, 2 g/L FECLAS2·4H2O 0.4 g/L MoO3, KI, 0.4 g/L CuSO4·5H2O de 1 g/L , 10 g/L de ácido cítrico en agua destilada. Filtro esterilice usando un filtro de tamaño de poro de 0,22 μm y almacenar a 4 ° C. Nota: Medio líquido sí puede realizarse omitiendo el agar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Medio de autoclave y enfriar a continuación 60 ° C mientras revuelve con una barra de agitación, a una velocidad de 200 rpm.</li>
	<li>Para las placas sí + G418 (geneticin), agregue solución 1 mL/L G418 al medio sí.<ol>
<li>Utilice el siguiente G418 (1, 000 x) stock: G418 100 mg/mL en agua destilada. Filtro de esterilización usando un filtro de tamaño de poro de 0.22 μm, alícuota a tubos de centrífuga de 1.5 mL y almacenar a-20 ° C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Revuelva con otro 5-10 min y alícuota los medios platos de Petri de 90 mm (a 1 L de medio alícuotas a aproximadamente 40 placas de Petri. Almacenar las placas a 4 ° C.</li>
</ol>2. clonación de rpt4 + y su 5' / 3' UTRs
<ol><li>Realizar la PCR con iniciadores p1 y p2 (figura 1A) usando la fisión levadura DNA genómico (gDNA) como la plantilla en un volumen total de 50 μl (~ 1 μg ADN, enzima de U 20, 1 x buffer de reacción), y aplicando los ciclos de reacción se describe en la tabla 2 para ampliar una base de 3.315 (bp) fragmento formado por rpt4 + y su 5' / 3' UTRs. Purificar el producto PCR utilizando un kit de purificación13 como lo indique el fabricante (figura 1A).</li>
	<li>Digerir la de vector pBlueScript KS(-)14 y el fragmento de ADN amplificado con rpt4 + con sus 5' / 3' UTRs con BamH1 y Xho1 en un volumen total de 20 μl (~ 1 μg de ADN, 20 de U de enzima, tampón de digestión x 1) a 37 ° C en un baño de agua durante 16-18 h (figura 1B).</li>
	<li>Gel purifica el vector digerido (gel de agarosa al 1,2%) e inserte el ADN por realizar la electroforesis en gel de agarosa TAE-basado (100 V, 1 h), suprimir las bandas de ADN de los tamaños deseados y aislar el ADN con una de kit de extracción de gel de15.</li>
	<li>Ligar el vector y el inserto de ADN con ligase de la DNA de T4 mediante la realización de una reacción de la ligadura de 20 μl que contiene 50-100 ng del vector de la DNA, una ~ 3-fold exceso molar del ADN inserto y 400 U T4 ADN ligasa 1 x buffer de la ligadura. Incubar la mezcla a 18 ° C durante 16-18 h.</li>
	<li>Transformar el ADN ligado en 100 μl de e. coli DH5α mediante la aplicación de choque térmico de 70 s a 42 ° C. Añadir 1 mL de LB e incubar 1 h a 37 ° C para la recuperación. Realizar la centrifugación (13.800 x g), descartar el sobrenadante, placa de la transformada de e. coli células en placas de LB-ampicilina (LA) e incubar a 37 ° C por 16 h.</li>
	<li>Tomar 4-8 colonias con palillos de dientes y crecer durante la noche a 37 ° C en medio de 3 mL LA.</li>
	<li>Aislar la plásmidos con un plásmido purificación kit16 utilizado según protocolo del fabricante y realizar análisis enzimático de la restricción digestiones con 5 μl del plásmido aislada, 5 U de cada enzima de restricción (BamH1 y Xho1) y 1 x de buffer de restricción. Incubar la mezcla de reacción a 37 ° C en un baño de agua durante 3 h. confirmar la clonación mediante la secuenciación de los plásmidos de candidato.</li>
</ol>3. Introducción de la mutación silenciosa (sitio de la restricción deXho1 )
<ol><li>Diseño de un par de cartillas 33-bp (p3 y p4) que contienen la mutación deseada en la secuencia complementaria de lo contrario.</li>
	<li>Realizar la polimerización en cadena con polimerasa de alta fidelidad17 (figura 1) en un volumen total de 25 μl (10 ng de plásmido clonado, 2 μl de 10 pmol cartilla mezcla, enzima U 2, 1 x buffer de reacción) utilizando los parámetros ciclismo enumerados en la tabla 3.</li>
	<li>Digerir el plásmido de plantilla con DpnI en un volumen total de 20 μl (20 U enzima, tampón de digestión 1 x) a 37 ° C en un agua de baño para 1 h.</li>
	<li>Transformar, propagar, aislar y secuenciar el plásmido que contiene la mutación silenciosa, como se describe en pasos de 2.5-2.7. Nota: La mutación silenciosa también puede introducirse mediante un método de clonación que permite la Unión de varios fragmentos de la DNA en una sola reacción18.</li>
</ol>4. al azar mutagénesis de rpt4 + por Error-prone PCR
<ol><li>Realizar PCR propensa a errores, utilizando el plásmido con la mutación silenciosa (Xho1 sitio) como la plantilla, cartillas p5 y p6, un volumen total de 50 μl (la cantidad de plantilla definida en el paso 4.1.1, 2 μl de mezcla de cartilla de 10 pmol, enzima U 2.5, tampón de reacción x 1) , y una polimerasa especial que está diseñada para generar un error de alta velocidad19 (figura 1). Realizar PCR como se describe en la tabla 2.<ol>
<li>Utilizar 4-5 μg de plásmido de plantilla para controlar la frecuencia de mutación a 1 bp/kb (kilobases). Nota: Una alta concentración (> 500 ng/μL) del plásmido, que se puede obtener utilizando un kit de preparación mini-para el20, se requiere.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilice gel de electroforesis para confirmar un producto PCR de 2670 bp (gel de agarosa al 1,2%). Gel purifica este producto PCR como se describe en el paso 2.5.</li>
</ol>5. preparación de los fragmentos PCR de fusión (KAN, 3' UTR)
<ol><li>Realizar PCR utilizando pFA6a-KANMX621 como plantilla, cartillas p7 y p8, y las condiciones enumeran en la tabla 4 para obtener el fragmento de marcador (KAN). Gel purifica el fragmento resultante de 1.480-bp como se describe en el paso 2.5 (Figura 1E).<ol>
<li>Compruebe si el codón del gen para la mutación y la región de la codificación de su gen adyacente están separados por más de 500 bp. El terminador endógeno no puede utilizarse cuando la región es inferior a 500 bp; algo, el terminador de ADH puede usarse en lugar del terminator endógena. Los cambios de protocolo necesarios para utilizar el terminador de ADH se presentan en la tabla 5. Nota: Estos cambios sólo se aplican cuando el terminador de la ADH , que está disponible en el plásmido pFA6a-3HA-KANMX6, se utiliza en lugar del terminator endógena.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Realizar la PCR con la clonada rpt4 +-que contiene el vector como la plantilla y las cartillas p9 y p10 en un volumen total de 50 μl (20 ng de plásmido clonado, 2 μl de 10 pmol cartilla mezcla, enzima U 2, 1 x buffer de reacción), utilizando las condiciones presentadas en el cuadro 6. Gel purifican obtenidos 506 bp 3' UTR fragmento (Figura 1E).</li>
</ol>6. generación de la construcción de la transformación por fusión PCR (Figura 1E)
<ol><li>Preparar los 3 fragmentos (mutagenized rpt4 +, KAN y el 3' UTR) a 50 ng/μl.</li>
	<li>Realizar fusión que polimerización en cadena de los tres fragmentos utilizando primers p11 y p12, tal como se describe en la tabla 7. (El protocolo de fusión PCR es una modificación del protocolo original22). Purificar el producto PCR de 4.398-bp principales.<ol>
<li>Utilice rpt4 +: KAN:3'UTR fragmentos en una proporción de 1:3:1 para obtener resultados óptimos. Nota: La cantidad total de ADN inserto no debe exceder 500 ng. La cantidad recomendada de rpt4 +: KAN:3'UTR es de 50 ng de ng:50 de ng:150. La región mutagenized es aproximadamente 1,6 kb, por lo que el número mínimo de colonias de levaduras que se representan todas las combinaciones posibles de cada base se mutó a los otros tres es 1.600 x 3 = 4.800 colonias. Debido a una reacción de transformación produce típicamente 400-500 colonias, por lo menos 10 reacciones digno de fusión PCR construir es necesario. Esta necesidad puede satisfacerse simplemente aumentando la cantidad de reacción (es decir, el número de tubos PCR) por un factor de diez.</li>
	</ol>
</li>
</ol>7. transformación de la levadura de fisión por electroporación (Figura 1F)
<ol><li>Inocular la levadura a 10 mL de medio sí saturación por incubar durante más de 16 h.</li>
	<li>Diluir las células a una densidad óptica a 600 nm (OD600) de 0.2 en 200 mL de sí medio e incubar a 30 ° C con agitación durante 5-6 h, para OD600 = 0.6 - 0.8.</li>
	<li>Concentrar las células OD600 = 30, dispensar a cuatro tubos cónicos de 50 mL y enfriar en hielo durante 10 minutos.</li>
	<li>La cosecha de las células mediante la realización de centrifugación a 1.050 x g durante 3 min a 4 ° C. Coloque los tubos y cubetas de electro 10 en hielo. Realice los pasos 7.3-7.8 en hielo.</li>
	<li>Deseche el sobrenadante y añadir 15 mL de sorbitol de 1,2 M. Agitar suavemente los tubos para resuspender las células.</li>
	<li>Centrifugar las células a 1050 x g durante 3 min a 4 ° C.</li>
	<li>Repita los pasos 7.4 y 7.5. Deseche el sobrenadante. Añadir 500 μl de sorbitol de 1.2 M a cada tubo, resuspender las células y recoger todas las células en un tubo cónico de 15 ml.</li>
	<li>Añadir sorbitol M 1,2 a 2,4 mL (OD600 = 10 por 0,2 mL). Mantenga el tubo en hielo.</li>
	<li>Añadir 200 μL de células suspendidas de sorbitol (Asegúrese de que se suspenden completamente) a un tubo de EP que contiene la fusión PCR construir, mezclar bien y transferir la muestra a una cubeta de electro.</li>
	<li>Electroporate las células con las siguientes opciones: hongos, ShS (2.00kV, 1 pulso).</li>
	<li>Añadir 600 μl de 1,2 M sorbitol a cada cubeta de electro para un volumen total de 800 μl y luego las células en sí cuatro platos (200 μl/placa). Diez cubetas de electro dispensará a 40 sí las placas.</li>
	<li>Incubar las placas a 30 ° C durante 24 h.</li>
	<li>Realizar placas réplica a sí + G418 e Incube las placas a 30 ° C durante 3 días.</li>
</ol>8. selección de mutantes desestabilizadoras de heterocromatina y comprobación de falsos positivos
<ol><li>Para cada placa sí + G418, realizar chapado en réplica a sí-Ade (bajo Ade) y placas PMG-Ade (No Ade). Incubar las placas de réplica durante 1-2 días a 30 ° C, hasta que algunas de las colonias en las placas Ade sí muestran una coloración roja (figura 1).</li>
	<li>Comparar placas sí-Ade y PMG-Ade y seleccionar las células que muestran color rosa o blanco en la placa sí-Ade y también crecen en la placa de PMG-Ade. No seleccione colonias sin crecimiento en PMG-Ade, ya que son falsos positivos (por ejemplo, lo que refleja que el cassette de KAN se ha integrado en un sitio de destino no en otros lugares en el genoma).</li>
	<li>Recoger aproximadamente 1 x 105 células de cada colonia e incuban en 10 μl de solución SPZ que contiene 2,5 mg/mL zymolyase 100 T a 37 ° C durante al menos 30 min uso 1 μl de esta solución como la plantilla inicial para Colonia PCR (figura 1 H).<ol>
<li>Hacer los SPZ (50 mL) mezclando 30 mL de sorbitol de 2 M, 4,05 mL de 1 M de Na2HPO4, 0,95 mL NaH2PO4 y 15 mL de agua destilada (pH final, 7.5). Muestras (5 mL) pueden ser complementadas con zymolyase y almacenar en alícuotas de 500 μl a-20 ° C hasta su uso.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Realizar la electroforesis en gel (gel de agarosa al 1.2%, 180V, 20 min) para visualizar los resultados de + la Colonia PCR. Seleccione las reacciones que exhiben bandas PCR del tamaño adecuado y digestión 5 μl de cada producto de la reacción con XhoI (4 U enzima, tampón de digestión x 1, baño de agua de 37 ° C, 1 h) para descartar falsos positivos (figura 1 H).</li>
	<li>Realizar la electroforesis en gel para visualizar los resúmenes XhoI (gel de agarosa 1.2%, 180 V, 20 min). Marque las colonias cuyos productos PCR se cortan por XhoIy parche a las placas sí + G418 (figura 1I).</li>
	<li>Aislar gDNA de las células de la levadura de fisión y realizar la secuencia de los productos PCR23. Comparar la secuencia obtenida con la secuencia wild type para identificar mutaciones (figura 1I).</li>
	<li>Directamente volver a introducir la mutación a las células de tipo salvaje transformándolos con fusión construcciones amplificadas por PCR de las células mutantes23. Utilice manchado para confirmar el fenotipo de las células mutantes recién hechas (Figura 1J).<ol>
<li>Fusión transformación construcción puede ser fácilmente amplificada por PCR con iniciadores p1 y p10 usando la DNA genomic de mutantes como la plantilla en un volumen total de 50 μl (~ 1 μg ADN, enzima de U 20, 1 x buffer de reacción) y la aplicación de los ciclos de reacción se describe en tabla 2 . Transformación de la construcción se puede hacer siguiendo los pasos 7.1-7.13.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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<li>Seo, H. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+19S+proteasome+is+directly+involved+in+the+regulation+of+heterochromatin+spreading+in+fission+yeast%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">The 19S proteasome is directly involved in the regulation of heterochromatin spreading in fission yeast.</a> J Biol Chem. , (2017).</li>
<li>Tang, N. H., et al. <a target="_blank" href="https://peerj.com/preprints/3377/">Generation and characterisation of temperature sensitive mutants of genes encoding the fission yeast spindle pole body.</a> PeerJ Preprints. 5, e3377v3371(2017).</li>
<li>Rasooly, A., Weisz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+antibacterial+activities+of+phloxine+B+and+other+halogenated+fluoresceins+against+methicillin-resistant+Staphylococcus+aureus%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrob+Agents+Chemother%22%5BJournal%5D)">In vitro antibacterial activities of phloxine B and other halogenated fluoresceins against methicillin-resistant Staphylococcus aureus.</a> Antimicrob Agents Chemother. 46 (11), 3650-3653 (2002).</li>
<li>Wilson, D. S., Keefe, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Random+mutagenesis+by+PCR%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Random mutagenesis by PCR.</a> Curr Protoc Mol Biol. , Chapter 8. Unit 8 (2001).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Mutagénesis al azar mediante error-prone PCR es una poderosa herramienta para la generación de un diverso grupo de mutantes en una región determinada. Esta técnica es especialmente útil para estudios que intentan evaluar la función de una proteína en una circunstancia específica. Por ejemplo, en el presente documento utilizamos error-prone PCR para evaluar la función de la subunidad del proteasoma 19S, Rpt4, en mantenimiento de heterocromatina. Variando la región dirigida por el error-prone PCR y ajustar las condiciones ...

Genética directa es un método clásico en el que los investigadores buscan a mutantes naturales que muestran un fenotipo particular y realizan análisis genéticos. En la genética reversa, se introducen mutaciones en un gen de interés y se examina el fenotipo. En este último caso, mutagénesis al azar de un gene de la blanco se utiliza a menudo para generar un grupo de mutantes que son posteriormente seleccionados para fenotipos deseados, tales como sensibilidad de temperatura o altera la actividad enzimática. Diversos métodos pueden utilizarse para mutagénesis al azar, incluyendo error-prone PCR1; De irradiación UV2; mutágenos químicos, tales como Metanosulfonato de etilo (EMS) o ácido nitroso3; el uso de cepas mutator temporal, tales como sobre-expresando mutD5 4; y barajado de ADN5.
Aquí, describimos una estrategia genética inversa en la cual utilizamos error-prone PCR para generar piscinas mutantes para un gen blanco en la levadura de fisión. Como uno puede imaginar por su nombre, este método genera mutaciones introduciendo deliberadamente errores durante el PCR. A diferencia de otros métodos de mutagénesis, error-prone PCR permite al usuario definir la región a ser mutagenized. Esto es particularmente útil en esfuerzos para estudiar la función de dominio y una proteína de interés.
Para demostrar este procedimiento mutagénesis al azar, en este documento utilizamos rpt4 +, que codifica la subunidad de proteasoma 19S, como un ejemplo. Rpt4 se ha demostrado que tienen funciones independientes de la proteólisis en organismos distintos de fisión levaduras6,7,8,9, y un defecto en la proteólisis puede causar efectos indirectos mediante la alteración de las proteínas niveles. Nosotros, por lo tanto, para los mutantes que desencadenó cambios independientes de la proteólisis, con el objetivo de investigar la función del proteasoma en la heterocromatina.
Error-prone PCR puede aplicarse a cualquier región del gene de templar la situación en la que se unen los cebadores. Mutantes que exhiben el cambio fenotípico deseado pueden identificarse con los reporteros apropiados. Aquí, utilizamos un ade6 + reportero insertado en el centrómero 1 exterior repita (otr) región10. Heterocromatina constitutiva es formada en esta región11, por lo que el reportero ade6 + está silenciado en la condición de tipo salvaje; Esto es indicado por las colonias rojo10. Una mutación que desestabiliza la heterocromatina constitutiva en el centrómero dará lugar a la expresión de la ade6 + reporter, que se visualiza como colonias blancas.

<table><tbody><tr><td><fuerte>1. Medios</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glucosa</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270-10KG</td><td></td></tr><tr><td>Extracto de levadura</td><td>BD Biosciences</td><td>212720</td><td></td></tr><tr><td>L-Leucina</td><td>JUNSEI</td><td>87070-0310</td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de adenina</td><td>ACR</td><td>16363-0250</td><td></td></tr><tr><td>Uracil&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>U0750</td><td></td></tr><tr><td>L-Histidina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H8125</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>1.05108.0050</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>JUNSEI</td><td>19015-0350</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4&bull; 7H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>63140</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>12095</td><td></td></tr><tr><td>Ftalato de potasio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6758-500g</td><td></td></tr><tr><td>Inositol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I7508-50G</td><td></td></tr><tr><td>Biotina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B4501-100MG</td><td></td></tr><tr><td>Ácido Bórico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B6768-1KG</td><td></td></tr><tr><td>MnSO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7634-500G</td><td></td></tr><tr><td>ZnSO4&bull; 7H2O&nbsp;</td><td>JUNSEI</td><td>83060-031</td><td></td></tr><tr><td>FeCl2&bull; 4H2O</td><td>KANTO</td><td>CB8943686</td><td></td></tr><tr><td>Molibdato de sodio dihidratado</td><td>YAKURI</td><td>31621</td><td></td></tr><tr><td>KI</td><td>JUNSEI</td><td>80090-0301</td><td></td></tr><tr><td>CuSO4&bull; 5H2O</td><td>YAKURI</td><td>09605</td><td></td></tr><tr><td>D-mio-inositol</td><td>MP biomédicos</td><td>102052</td><td></td></tr><tr><td>Pantotenato</td><td>YAKURI</td><td>26003</td><td></td></tr><tr><td>Ácido nicotínico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>N4126-500G</td><td></td></tr> <tr><td>(NH4)2SO4&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A4418-100G</td><td></td></tr><tr><td>Agarosa</td><td>Biobasic</td><td>D0012</td><td></td></tr><tr><td>G418, geneticina</td><td>LPS</td><td>G41805</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>2. Reacciones enzimáticas</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PfuUltra II Fusion HS DNA Polymerase</td><td>Aglient</td><td>600380</td><td>Para mutagénesis dirigida al sitio</td></tr><tr><td>GeneMorphII Kit de mutagénesis aleatoria</td><td>Aglient</td><td>200500</td><td>Para PCR propensa a errores</td></tr><tr><td>Phusion ADN polimerasa de alta fidelidad</td><td>Thermo Fisher</td><td>F-530L</td><td>Para PCR</td></tr><tr><td>de fusión Ex Taq&nbsp; ADN polimerasa</td><td>Takara</td><td>RR001b</td><td>Para PCR general</td></tr><tr><td>BamH1</td><td>New England BioLabs</td><td>R0136S</td><td></td></tr><tr><td>Xho1</td><td>New England BioLabs</td><td>R0146S</td><td></td></tr><tr><td>Dpn1</td><td>New England BioLabs</td><td>R0176S</td><td></td></tr><tr><td>3. Equipo</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Terciopelo cuadrado, negro</td><td>VWR</td><td>89033-116</td><td>Para réplica</td></tr><tr><td>Réplica de la herramienta de recubrimiento</td><td>VWR</td><td>25395-380</td><td>Para réplica</td></tr><tr><td>MicroPulsador Electroporador</td><td>Biorad</td><td>1652100&nbsp;</td><td>Para la transformación de levaduras de fisión</td></tr><tr><td>Cubetas de electroporación, espacio de 0,2 cm</td><td>Biorad</td><td>1652086&nbsp;</td><td>Para la transformación de levaduras de fisión</td></tr><tr><td>Termociclador</td><td>Bioer BYQ6078</td><td></td><td>para la reacción en rampa de PCR por fusión&nbsp;</td></tr></tbody></table>

gene-dirigido mutagénesis al azar para seleccionar a mutantes de proteasoma desestabilizadoras de la heterocromatina en la levadura de fisión

Gene-targeted Random Mutagenesis to Select Heterochromatin-destabilizing Proteasome Mutants in Fission Yeast

Mutagénesis al azar de un gene de la blanco se utiliza comúnmente para identificar las mutaciones que producen el fenotipo deseado. De los métodos que pueden utilizarse para lograr la mutagénesis al azar, error-prone PCR es una estrategia conveniente y eficiente para la generación de un diverso grupo de mutantes (es decir., una biblioteca mutante). Error-prone PCR es el método de elección cuando un investigador intenta mutar una región previamente definida, como la región codificante de un gen dejando otras regiones genómicas inafectado. Después de que la biblioteca mutante se amplifica por PCR propensa a errores, debe ser clonado en un plásmido adecuado. El tamaño de la biblioteca generado por error-prone PCR está limitado por la eficiencia de la clonación del paso. Sin embargo, en la levadura de fisión Schizosaccharomyces pombe, el paso de la clonación puede reemplazarse por el uso de una fusión de un solo paso muy eficiente PCR para generar construcciones para la transformación. Mutantes de fenotipos deseados pueden seleccionarse entonces usando reporteros apropiados. Aquí, describimos esta estrategia en detalle, tomando como ejemplo, un reportero insertado en centromérica de la heterocromatina.

Los mutantes Rpt4 adquiridos siguiendo los procedimientos descritos en la figura 1 se pueden analizar mediante la evaluación de los colores de las colonias. Los colores de las colonias se han manchado en las placas correspondientes en la disminución de número de células en la figura 2. El reportero ade6 + insertado en la región de heterocromatina es silenciado en el tipo salvaje y colonias rojo muestra en la placa sí-Ade...

Este artículo describe una metodología detallada para la mutagénesis al azar de un gene de la blanco en la levadura de fisión. Por ejemplo, apuntamos rpt4 +, que codifica una subunidad del proteasoma 19S y defender para las mutaciones que desestabilizan la heterocromatina.

Gene-dirigido mutagénesis al azar para seleccionar a mutantes de proteasoma desestabilizadoras de la heterocromatina en la levadura de fisión

Random mutagenesis of a target gene is commonly used to identify mutations that yield the desired phenotype. Of the methods that may be used to achieve ...

El objetivo general de esta mutagénesis aleatoria es detectar mutaciones que desestabilizan la heterocromatina. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la heterocromatina, como los factores que regulan la formación y el mantenimiento de la heterocromatina. La principal ventaja de esta técnica es que puede dirigirse específicamente a un gen deseado para la mutagénesis, incluso si el gen es esencial.Para empezar, prepare extracto de levadura con suplementos, o SÍ, sin adenina, Pombe Glutamato Medium, o PMG, y PMG sin adenina, mezclando los componentes como se muestra en esta tabla. Después de esterilizar en autoclave y agregar G418 si es necesario, revuelva el medio durante otros cinco a diez minutos. Luego, alícuota de los medios en placas de Petri de 90 mililitros y almacene las placas a cuatro grados centígrados.Utilizando el rpt4 positivo clonado, con sus cinco UTR primos y tres primos y mutación silenciosa, así como los cebadores p5 y p6 y una polimerasa especial, diseñada para generar una alta tasa de error, se realizan PCR propensas a errores en un volumen total de 50 microlitros. Después de generar un constructo de transformación-fusión, de acuerdo con el protocolo de texto, inocule diez mililitros de medio YES con levadura e incube durante más de 16 horas hasta la saturación. Utilice 200 mililitros de medio YES para diluir las células a un OD600 de 0,2, e incubar el cultivo a 30 grados centígrados agitando durante cinco o seis horas hasta un OD600 de 0,6 a 0,8.Calcule el volumen de celdas que suman OD600 de 30. Luego, dispense las células en cuatro tubos cónicos de 50 mililitros y enfríelos en hielo durante 10 minutos. Recolectar las células por centrifugación a 1050 G y cuatro grados centígrados durante tres minutos.A continuación, coloque los tubos de microfuga con ADN de casete y 10 electro cubetas en hielo. Mientras aún está en hielo, deseche el sobrenadante y agregue 15 mililitros de sorbitol 1.2 molar, agite suavemente los tubos para volver a suspender las células, luego centrifugue las células a 1050 G y cuatro grados Celsius durante tres minutos. Deseche el sobrenadante y realice un segundo lavado con sorbitol.Después de la centrifugación, deseche el sobrenadante. Luego, vuelva a suspender las células y recójalas todas en un tubo cónico de 15 mililitros. A continuación, añade sorbitol 1,2 molar hasta 2,4 mililitros.Mantenga el tubo de células en hielo. A continuación, añada 200 microlitros de células suspendidas con sorbitol a un tubo que contenga la construcción de PCR de fusión, mezcle bien y transfiera la muestra a una electrocubeta. Es importante no utilizar una cantidad excesiva de casete de PCR, ya que dará errores de descarga.Electroporar las celdas usando las siguientes opciones:agregue 600 microlitros de sorbitol 1.2 molar a cada electrocubeta para un volumen total de 800 microlitros. Luego, extienda las células en cuatro placas SÍ. Incubar las placas a 30 grados centígrados durante 24 horas.A continuación, realice la réplica de la siembra en YES plus G418 antes de incubar las placas durante tres días más. Para cada placa YES plus G418, realice una réplica del recubrimiento a YES sin adenina y PMG sin placas de adenina. Incubar las placas réplica a 30 grados centígrados durante uno o dos días hasta que algunas de las colonias de las placas YES sin adenina muestren una coloración blanca.Compare SÍ sin adenina y PMG sin placas de adenina y seleccione células que muestren rosa o blanco en la placa SÍ sin adenina, y también crezcan en la PMG sin placa de adenina. No seleccione colonias sin crecimiento en PMG sin adenina, ya que son falsos positivos. Elija cada colonia y agréguela a 10 microlitros de solución SPZ que contiene 2,5 miligramos por mililitro de zimolyase 100T.Luego, incuba las colonias a 37 grados centígrados durante al menos 30 minutos. Después de la incubación, utilice un microlitro de esta solución como plantilla de partida para la PCR de colonias. Después de digerir las colonias seleccionadas y realizar la electroforesis en gel de acuerdo con el protocolo de texto, marque las colonias cuyos productos de PCR fueron cortados por XHO1 y conéctelas a las placas YES plus G418.Tras el aislamiento del ADNg de las células de levadura de fisión y la secuenciación de los productos de PCR de acuerdo con el protocolo de texto, se compara la secuencia obtenida con la secuencia de tipo salvaje para identificar las mutaciones. Una vez que las mutaciones se reintroducen en las células de tipo salvaje, utilice el manchado para confirmar el fenotipo en las células mutantes recién creadas. Los mutantes rpt4 generados utilizando el protocolo demostrado en este video se pueden analizar evaluando los colores de las colonias.Como se muestra en esta figura, las colonias se detectaron en las placas correspondientes en una disminución del número de células. El reportero de adenina insertado en la región de heterocromatina se silencia en las células de tipo salvaje y produce colonias rojas en YES sin placas de adenina. Una vez que la heterocromatina se desestabiliza y se expresa el reportero de adenina, se pueden observar colonias blancas en el YES sin placas de adenina como se ve con el mutante clr4-delta.Los mutantes rpt4 cribados son los que se muestran, con el mutante rpt4-1 exhibiendo la desestabilización de heterocromatina más grave. Una vez dominada, esta técnica se puede realizar en dos semanas para obtener los mutantes deseados. Al intentar este procedimiento, es importante eliminar los falsos positivos, ya que son más frecuentes de lo esperado.Siguiendo este procedimiento, se pueden realizar otros métodos como la purificación de proteínas y las pruebas de actividad enzimática para responder preguntas adicionales, como la naturaleza de las proteínas. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo generar mutantes en un gen objetivo con el fenotipo deseado.

gene-targeted-random-mutagenesis-to-select-heterochromatin

Research

Investigación

JoVE Journal

Genetics

Genética

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Gene-dirigido mutagénesis al azar para seleccionar a mutantes de proteasoma desestabilizadoras de la heterocromatina en la levadura de fisión

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