Name: Un enfoque alternativo para estudiar acontecimientos primarios en neurodegeneración con rodajas de cerebro de rata Ex Vivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 57 s
Description: Aprende a investigar eventos primarios en neurodegeneración usando hemisecciones cerebrales de rata ex vivo con tratamiento T30. Este método permite comparar condiciones control y tratadas en el mismo plano anatómico para analizar cambios moleculares clave como receptores nicotínicos, tau fosforilada y amiloide beta.

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Este trabajo fue financiado por Neuro-Bio Ltd. Nos gustaría agradecer al Dr. Giovanni Ferrati y Dr. Sergio Rotondo (Neuro-Bio) por sus comentarios y consejos sobre el manuscrito.

Todos los estudios en animales se han realizado bajo protocolos aprobados.
Nota: En esta sección, la secuencia de las fases principales realizadas durante el procedimiento experimental y el intervalo de tiempo sugerido se proporciona (figura 1). Por otra parte, una descripción paso a paso el protocolo se complementa con un panel ilustrativo, con acciones que van desde la extracción de cerebro a homogeneización de tejidos después de la incubación (figura 2). Los datos sobre los materiales y las instrucciones para construir el aparato y la fase posterior para el análisis de la WB son previamente descrito22.
1. quirúrgicos herramientas, configuración de Vibratome y preparación tratamiento
Nota: Ejecutar los siguientes pasos antes de comenzar el procedimiento experimental:
<ol><li>Preparar dos diferentes artificiales líquidos cerebroespinales (aCSFs), se utiliza para el corte del cerebro y el otro para el paso de incubación como describió anteriormente29. Brevemente, las concentraciones de trabajo (en mmol) de las dos aCSFs son para la aCSF "rebanar": NaCl 120, 5 KCl, 20 NaHCO3, 2.4 CaCl2, 2 de MgSO4, 1,2 KH2PO4y glucosa 10; 6.7 HEPES de sal y ácido 3,3 de HEPES; pH: 7,1. Mientras que para la aCSF "grabando": 124 NaCl, 3.7 KCl, 26 NaHCO3, 2 CaCl2, 1.3 MgSO4, 1.3 KH2PO4y glucosa 10; pH: 7,1.</li>
	<li>Mezclar bien las soluciones y después en el hielo y oxigenar la aCSF corte para que el frío mientras se quitan el cerebro y la sección posterior. Mantener a temperatura ambiente (RT) y suministro de oxígeno a la aCSF grabación.</li>
	<li>Colocar los instrumentos bajo el capó de la disección para la eliminación de decapitación y cerebro, es decir, guillotina, kit de disección quirúrgica (tijeras, pinzas, cuchillas) y espátula.</li>
	<li>Configurar los parámetros de vibratome eligiendo el grosor de corte (300 μm en esta preparación) y la frecuencia en la 7 y la velocidad en 6. Introduzca la cámara vibratome en su espacio correspondiente y lo rodean con hielo.</li>
	<li>Abra la válvula de carbogen (95% O2, 5% CO2) para oxigenar el "corte" (aCSF) durante el seccionamiento del cerebro. Seleccione el caudal mínimo, alrededor de 2 mL/min.</li>
	<li>Tomar dos tubos de 15 mL para preparar las condiciones para probar. Añadir en un tubo de 10 mL de la "grabación" aCSF sola (grupo control) y en la otra, 10 mL de la aCSF "grabando" enriquecido con T30 en una concentración de 2 μm (grupo tratado). Mezclar ambos tubos y mantenerse en hielo hasta su uso en la fase de preparación de la configuración (sección 3).</li>
</ol>2. anestesia, extracción de cerebro y rebanar
Nota: En este estudio, se utilizaron 9 ratas Wistar macho tipo salvaje P14. Extracción de cerebro y posterior corte constituyen una parte fundamental del protocolo ya que debe ser rápidamente realizados (dentro de 10 min) para evitar o al menos retardar procesos de degeneración del tejido.
<ol><li>Añadir 1,5 mL de 100% w/w de isoflurano sobre una capa de algodón en la cámara de inducción, coloque al animal dentro y cierre la tapa. Espere hasta que el animal está profundamente anestesiado, confirmando la ausencia del reflejo pedal y luego decapitar el animal mediante la guillotina.</li>
	<li>Mantener la cabeza del animal dentro de un pote que contiene helada corte aCSF durante la etapa de extracción del cerebro (figura 2A -C).</li>
	<li>Haga una incisión en la piel sobre el cráneo con una cuchilla quirúrgica, luego cortar el cráneo con unas tijeras siguiendo la línea media, desde la parte posterior y continuar hacia delante hasta llegar al hueso por encima de las OBs (figura 2A).</li>
	<li>Tire lateralmente los dos lados del cráneo con un par de pinzas para tener acceso al cerebro (figura 2B). Introduzca una espátula ventralmente al cerebro, cuchara suavemente hacia fuera y mantener hidratada en helada aCSF "rebanar" durante aproximadamente 5 minutos (figura 2).</li>
	<li>Deseche el cerebro en papel de filtro y cortar el cerebelo con una hoja (Figura 2D). Pegue el cerebro verticalmente sobre el disco de vibratome Inserte dentro de la cámara de seccionamiento, rellenarlo con helado "rebanar" aCSF y proveer oxígeno (Figura 2E).</li>
	<li>Ajustar el intervalo de corte y proceder con el seccionamiento del cerebro (figura 2F). Recoger las secciones que contiene la región de interés, como el tabique medial (MS), banda diagonal de Broca (DBB) y sustancia innominada (SI), como se describió anteriormente22. De arriba hacia abajo, tres rebanadas contienen la rostral (R), intermedio (I) y porción caudal (C) de la BF (figura 2).</li>
	<li>Dividir a lo largo de la línea media de cada sección con pequeñas tijeras, obteniendo dos hemislices especulares (figura 2 H), utilizado individualmente como el control y la condición tratada en el mismo plano anatómico.</li>
	<li>Mantener la hemisections en la cámara de vibratome durante 5-10 minutos, luego transferir con una pipeta de vidrio en una olla burbujeante que contiene grabación aCSF. Mantener a temperatura ambiente por aproximadamente 30 min para recuperarse.</li>
	<li>Llenar, mientras tanto, tres frascos de vidrio con 3 mL de grabación aCSF solo (previamente preparado en el paso 1.6 para el grupo de control) y tres frascos con 3 mL de la aCSF enriquecido con T30 (previamente preparado en el paso 1.6) para el grupo tratado.</li>
</ol>3. preparación de la instalación
<ol><li>Transferencia de la hemisections en sus correspondientes frascos de vidrio (figura 2I) para tener tres hemislices consecutivos (incluyendo la región rostral, caudal e intermediaria de BF) para el grupo de control (marco verde, figura 2J) y su con contrapartes para el grupo tratado (recuadro rojo, figura 2J).</li>
	<li>Transferir el tejido cerebral con dos cepillos diferentes, uno para la hemislices de control y otro para las contrapartes tratadas, para evitar cualquier contaminación entre condiciones.</li>
	<li>Sello de cada frasco de cristal con la tapa correspondiente, presentando la oxigenación aguja (21G) (figura 2J). Conecte el tubo principal del aparato a la fuente de carbogen (figura 2 K). Suministrar oxígeno a la hemislices durante todo el período de incubación con un caudal mínimo de 2 mL/min para evitar cualquier movimiento del tejido cerebral y posibles daños mecánicos durante el experimento. Iniciar la incubación de 5 h. Ejecutar los pasos 3.1-3.3 dentro de 5 minutos. Nota: Compruebe con frecuencia (cada 15-20 min) si el oxígeno se suministra en todos los frascos y que su caudal no mueve el tejido de la parte inferior.</li>
</ol>4. homogeneización de la muestra
<ol><li>Detener el flujo de oxígeno después de la incubación y quitar todas las tapas de los frascos. La transferencia de la hemislices, utilizando los pinceles adecuados, en tubos de 1,5 mL que contienen 250 μl de tampón de lisis, manteniendo los tubos en hielo (figura 2 L). Para hacer la lisis de tampón, mezclar PBS 1 x con cócteles inhibidores de fosfatasas y proteasas tanto diluido al 1: 100 y homogeneizar el tejido con diferentes morteros para prevenir la contaminación entre las muestras. Completar estas acciones dentro de 10-15 minutos.</li>
	<li>Centrifugue el cerebro lisado a 1.000 x g durante 5 min a 4 ° C. Transferir el sobrenadante a tubos nuevos y mantener las muestras a-80 ° C.</li>
</ol>5. lectura de la concentración de proteínas y el análisis de Western Blot
<ol><li>Determinar la concentración de proteína de cada muestra y posteriormente preparar las alícuotas para el análisis de Western blot como se describió anteriormente22.</li>
	<li>Realizar el análisis estadístico para evaluar los efectos del tratamiento sobre la expresión de la proteína.</li>
</ol>

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</ol>

Los autores declaran a que compiten intereses financieros. Susan A. Greenfield es el fundador y Presidente de Neuro-Bio Limited, una compañía privado poseída y posee acciones de la compañía. Emanuele Brai y Antonella Cogoni son empleados de Neuro-Bio Ltd.

El aspecto principal de este protocolo, basado en la técnica de cerebro bien establecida ex vivo , permite probar sincrónicamente dos hemislices especulares, obtenidos en el mismo plano anatómico, monitoreo de la respuesta después de la aplicación de un específico condición de control o tratamiento; por lo tanto ofrece un paradigma experimental controlado tan ajustadamente como sea posible. La posibilidad de evaluar en un tiempo, dosis y forma específica diferentes neuroquímicos relacionados con el deterioro neu...

AD es que una patología crónica caracterizada por deterioro neurodegenerativo progresivo que afecta a diversas áreas del cerebro, tales como la corteza entorrinal (CE), BF, hipocampo (HC) y el bulbo olfatorio (OB)1,2,3, 4,5. Las etapas finales de desarrollo AD conducen a un deterioro cognitivo progresivo, que esta enfermedad la forma más común de demencia, representando aproximadamente el 70% de los casos6. A pesar de intentos amplia para entender las etapas iniciales que causan AD, no hay actualmente una indicación experimental definida elucidarlos. Además, la teoría más popular - la "hipótesis del amiloide" - es cada vez más puesta en duda ya que no provee un perfil completo en la explicación de la Patobiología de la AD, ni un objetivo farmacéutico que ha demostrado ser eficaz7,8 ,9.
Una teoría alternativa que está recibiendo atención cada vez mayor sugiere que los mecanismos iniciales que ocurren durante la neurodegeneración están relacionados con un grupo neuronal principalmente susceptible en AD3,10,11 , 12 , 13 , 14. el rodete celular heterogéneo englobado dentro de los proyectos BF, mesencéfalo y médula oblonga, para varias regiones, tales como la CE, HC y OB15,16. A pesar de su diversidad en la morfología neuronal y la síntesis del neurotransmisor, este núcleo de células comparte una característica común en la expresión de dolor, que puede tener también una función no-enzimática17,18. Este papel no clásico como una novela de señalización molécula media flujo de calcio (Ca2 +) en las neuronas que puede someterse a eventos tóxicos o tróficos en relación con la dosis de Ca2 + y la disponibilidad neuronal edad17,18 , 19.
Durante la neurodegeneración, la pérdida celular observada podría ser, por tanto, asociada a esta función no enzimática17,18,20, que es atribuible a un péptido 30mer (T30) troceado de la C-terminal de dolor 20. en consonancia con los resultados anteriores, en cultivo celular y óptica de18,21 preparados, hemos demostrado, a través de un novedoso enfoque basado en ex vivo las rebanadas de cerebro de rata en que contienen estructuras BF, que T30 un perfil de AD-como22. En concreto, esta nueva metodología ofrece un escenario más fisiológico que la cultura de célula ya que mantiene muchas de las características de un tejido intacto, desde anatómicos a la preservación de los circuitos, aunque para una ventana de tiempo de horas. Hemos aplicado este protocolo para explorar los eventos que tienen lugar durante las primeras fases de la neurodegeneración, monitoreo de la respuesta aguda al T30 aplicación.
A pesar del gran cuerpo de literatura sobre el uso de cerebro rebanadas para investigar vías moleculares implicadas en el daño neuronal o neurogénesis23,24, este protocolo proporciona por primera vez una más inmediata y sensible a la lectura en comparación con para el uso común de organotypic rebanadas. Sin embargo, como es el caso de organotypic secciones del cerebro, este procedimiento de rebanada aguda puede también adoptar para varios propósitos, tales como la evaluación de neuroprotectores o moléculas neurotóxicas, descubrimiento de primarios cambios moleculares que ocurren en un proceso específico, el análisis de immunohistochemical y ensayos farmacológicos para el sistema nervioso central relacionados con patologías.

<table><tbody><tr><td>Cloruro de sodio (NaCl)</td><td>Sigma-Aldrich, Alemania</td><td>S7653</td><td>Reactivo para la preparación de aCSF</td></tr><tr><td>Cloruro de potasio (KCl)</td><td>Sigma-Aldrich, Alemania</td><td>P9333</td><td>Reactivo para la preparación de aCSF</td></tr><tr><td>Bicarbonato de sodio (NaHCO3)</td><td>Sigma-Aldrich, Alemania</td><td>S5761</td><td>Reactivo para la preparación de aCSF</td></tr><tr><td>Sulfato de magnesio heptahidratado (MgSO4 (7H2O))</td><td>Sigma-Aldrich, Alemania</td><td>63138</td><td>Reactivo para la preparación de aCSF</td></tr><tr><td>Fosfato de potasio monobásico (KH2PO4)</td><td>Sigma-Aldrich, Alemania</td><td>P5655</td><td>Reactivo para la preparación de aCSF</td></tr><tr><td>Sal de hepes</td><td>Sigma-Aldrich, Alemania</td><td>H7006</td><td>Reactivo para la preparación de aCSF</td></tr><tr><td>Ácido de hepes</td><td>Sigma-Aldrich, Alemania</td><td>H3375</td><td>Reactivo para la preparación de aCSF</td></tr><tr><td>Glucosa</td><td>Sigma-Aldrich, Alemania</td><td>G7528</td><td>Reactivo para la preparación de aCSF</td></tr><tr><td>Cloruro de calcio deshidratado</td><td>Sigma-Aldrich, Alemania</td><td>223506</td><td>Reactivo para la preparación de aCSF</td></tr><tr><td>Péptido T30</td><td>Genosphere Biotechnologies, Francia</td><td></td><td>Péptido derivado de AChE probado</td></tr><tr><td>Kit de disección quirúrgica</td><td>World Precision Instruments, EE. UU</td><td>. Articulo #: MOUSEKIT</td><td>Paso de extracción de cerebro</td></tr><tr><td>Cuchillas quirúrgicas</td><td>Swann-Morton, Reino Unido</td><td>BS 2982 Paso de</td><td>extracción de cerebro</td></tr><tr><td>Papel de filtro</td><td>Fisher Scientific, EE. UU.</td><td>11566873</td><td>Preparación del cerebro para el corte</td></tr><tr><td>Pegamento</td><td></td><td></td><td>Preparación del cerebro para el corte</td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica, Alemania</td><td>VT1000 S</td><td>Cepillos para rebanar</td></tr><tr>Manipulación<td>de</td><td></td><td></td><td>tejidos</td></tr><tr><td>Bombona</td><td></td><td></td> <td>de oxígenoFase de corte e incubación</td></tr><tr><td>1x Tampón de fosfato salino (PBS)</td><td>Fisher Scientific, EE. UU</td>. <td>BP2438-4</td><td>Etapa de homogeneización</td></tr><tr><td>Inhibidores de la fosfatasa</td><td>Fisher Scientific, EE. UU</td>. <td>1284-1650 Paso de</td><td>homogeneización</td></tr><tr><td>Inhibidores de la proteasa</td><td>Roche completo PIC, EE. UU</td><td>. 4693116001</td><td>Paso de homogeneización</td></tr><tr><td>Mortles</td><td>Starlab, Reino Unido</td><td>I1415-5390</td><td>Paso de homogeneización</td></tr><tr><td>Microcentrífuga</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pierce 660 nm Ensayo de proteínas</td><td>Thermo Scientific, EE. UU</td>. <td>22660</td><td>Concentración de proteínas</td></tr></tbody></table>

un enfoque alternativo para estudiar acontecimientos primarios en neurodegeneración con rodajas de cerebro de rata ex vivo

An Alternative Approach to Study Primary Events in Neurodegeneration Using Ex Vivo Rat Brain Slices

A pesar de numerosos estudios que intentan desarrollar modelos animales confiables que refleja la primaria procesos de neurodegeneración subyacente, muy pocos han sido ampliamente aceptados. Aquí, proponemos un nuevo procedimiento de adaptación de la conocida ex vivo cerebro rebanada técnica, que ofrece un más de cerca en vivo-como escenario de preparativos en vitro , para investigar los acontecimientos tempranos provocando degeneración de célula, como observado en la enfermedad de Alzheimer (AD). Esta variación consiste en pasos simples y fácilmente reproducibles, que permiten la preservación de la Citoarquitectura anatómico de la región seleccionada del cerebro y su funcionalidad local en un medio fisiológico. Pueden obtenerse diferentes áreas anatómicas del cerebro mismo, brindando la oportunidad de realizar múltiples experimentos con los tratamientos en cuestión en un sitio, dosis y forma dependiente del tiempo. Limitaciones potenciales que puedan afectar a los resultados relacionados con esta metodología se relacionan con la conservación del tejido, es decir, el mantenimiento de su integridad anatómica durante los pasos de incubación y corte y el espesor de la sección, que puede influir en el bioquímico y el análisis immunohistochemical. Este enfoque puede ser empleado para diferentes fines, como explorar mecanismos moleculares implicados en condiciones fisiológicas o patológicas, detección de drogas o ensayos dosis-respuesta. Por último, este protocolo también podría reducir el número de animales empleados en estudios de comportamiento. La aplicación aquí ha sido recientemente descrita y probado por primera vez en vivo ex rebanadas de cerebro rata, que contiene el prosencéfalo basal (BF), que es una de las regiones cerebrales afectadas principalmente en AD. En concreto, se ha demostrado que la administración de un péptido tóxico derivado de la c-terminal de la acetilcolinesterasa (AChE) podría sugerirán el un anuncio como perfil, disparo, a lo largo del eje antero-posterior del BF, una expresión diferencial de las proteínas alteradas en DC, como el receptor nicotínico alpha7 (α7-nAChR), fosforilada (P-tau) del Tau y amiloide beta (Aβ).

El protocolo presentado aquí indica que la administración de un péptido tóxico, T30, modula de una manera dependiente del sitio de la expresión de α7-nAChR, p-Tau y Aß en secciones que contienen BF (Figura 3A). El receptor nicotínico muestra un aumento significativo en la hemislice rostral tratados en comparación con su contraparte de control (segmento 1, p = 0.0310) (figura 3B), mientras que el segmento intermedio no re...

Se presenta un método que puede proporcionar más información sobre los eventos principios subyacentes a la neurodegeneración y basado en la técnica de cerebro establecido ex vivo , combinando las ventajas de los experimentos en vivo y en vitro . Además, representa una oportunidad única para comparación directa del grupo tratado y no tratado en el mismo plano anatómico.

Un enfoque alternativo para estudiar acontecimientos primarios en neurodegeneración con rodajas de cerebro de rata Ex Vivo

Despite&#160;numerous studies that attempt to develop reliable animal models&#160;which reflecting the primary processes underlying neurodegeneration, ...

El objetivo general de este procedimiento es investigar simultáneamente dos hemílices especulares obtenidos del mismo plano anatómico y controlar los efectos después de un tratamiento. Este método puede ayudar a responder preguntas cruciales en el campo de la neurociencia molecular, como los eventos primarios que afectan a las moléculas clave involucradas en los procesos neurodegenerativos. La principal ventaja de esta técnica es que puede proporcionar un medio llevado a cabo de cascadas moleculares subyacentes a eventos neurodegenerativos.Aunque este método puede proporcionar información sobre los eventos primarios que ocurren en la neurodegeneración, también se puede aplicar para investigar modelos animales de diferentes trastornos u otras propiedades de los órganos y tejidos. Comience con la preparación de dos líquidos cefalorraquídeos artificiales diferentes. Uno se utiliza para el corte de cerebros y el otro para la etapa de incubación.Después de preparar el ACSF en rodajas, mezcle la solución y manténgala en hielo. Del mismo modo, prepare la grabación ACSF, pero manténgala a temperatura ambiente. Oxigenar ambas soluciones.A continuación, prepare los instrumentos para la decapitación y la extracción del cerebro en la campana de disección. A continuación, configure los parámetros del vibratome. Establezca el grosor de la rebanada según sea necesario.Como trescientas micras. Establezca la frecuencia en siete y la velocidad en seis. Luego, inserte la cámara del vibratomo y rodéela con hielo.Para el corte del cerebro, abriendo la válvula de carbógeno para oxigenar el ACSF de corte. Seleccione el caudal mínimo de unos dos mililitros por minuto. Ahora en dos tubos de 15 mililitros, prepara las condiciones tus.Cargue un tubo con 10 mililitros de la grabación ACSF como control. Cargue el otro con los 10 mililitros de grabación ACSF enriquecido con el tratamiento. En este caso, dos micromolares de T30.Agite ambos tubos y manténgalos en hielo hasta que se necesiten. Incida la piel sobre el cráneo con una cuchilla quirúrgica. Luego, con unas tijeras, corte el cráneo a lo largo de la línea media desde la parte posterior hasta el hueso por encima de los bulbos olfatorios.Luego, tire lateralmente de los dos lados del cráneo con fórceps para acceder al cerebro. Inserte una espátula ventralmente al cerebro. Sácalo suavemente y mantenlo hidratado en rodajas de ACSF heladas durante unos cinco minutos.Después del reposo en ACSF frío, transfiera el cerebro a un papel de filtro. Y después de haber eliminado el cerebelo, pegue el cerebro verticalmente en el disco de vibratome. Luego transfiéralo a la cámara de corte llena de ACSF en rodajas heladas.Ahora inicie el flujo de oxígeno a la solución de la cámara. A continuación, ajuste el intervalo de corte y proceda a la sección del cerebro. Recopile las secciones que contienen la región de interés utilizando métodos estándar.Ahora divida cuidadosamente cada sección con tijeras pequeñas a lo largo de la línea media para obtener dos hemílices especulares. Utilice cada par de hemílices para el control y la condición tratada. Después de dividirlas, deje reposar las hemisecciones en la cámara del vibratomo durante cinco a diez minutos.Después del resto, transfiera suavemente las hemisecciones con una pipeta de vidrio a una olla burbujeante que contenga ACSF de grabación a temperatura ambiente. A continuación, deje que las hemisecciones se recuperen durante unos 30 minutos antes de continuar. Durante el descanso, cargue tres viales de vidrio con tres mililitros de ACSF de registro para el grupo de control y tres viales con tres mililitros de ACSF enriquecido con T30 para el grupo tratado.Después del descanso de 30 minutos, dentro de los cinco minutos, transfiera la muestra a los baños. Primero cargue los hemílices consecutivos en la solución de control con un cepillo. Luego, con un cepillo diferente, transfiera las hemisecciones contralaterales a la solución de tratamiento.A continuación, selle los viales con tapones de plástico que contengan agujas de calibre 21 para la administración de carbgeno a la muestra. Suministre oxígeno a un caudal mínimo, como dos mililitros por minuto, para evitar cualquier movimiento del tejido cerebral que resulte en un posible daño mecánico al tejido. Esto completa la configuración.Ahora comience una incubación de cinco horas. Después de la incubación, detenga el flujo de oxígeno y destape los viales. A continuación, transfiera suavemente las hemélices con el cepillo adecuado a tubos de 1,5 mililitros que contengan 250 microlitros de tampón de lisis mantenido en hielo.A continuación, utilizando morteros separados, homogeneice cada tejido. Complete los pasos de transferencia y homogeneización en un plazo de 10 a 15 minutos para las seis muestras. Ahora centrifuga las muestras homogeneizadas a 1.000 veces la gravedad durante cinco minutos a cuatro grados centígrados.Después del centrifugado, transfiera los sobrenadantes a nuevos tubos y almacene las muestras a menos 80 grados centígrados. La administración de un péptido tóxico, T30, al prosencéfalo de albahaca que contenía hemisecciones tuvo tres efectos específicos en el tejido. Moduló la expresión del receptor nicotínico alfa siete, la fosforilación de Tau y la expresión de beta amiloide.El receptor nicotínico mostró un aumento significativo en la hemíliza tratada con rostral, mientras que el corte intermedio no reveló ningún cambio entre las dos condiciones. En la sección posterior, se presentó una reducción significativa en la porción expuesta T30. Los niveles de Tau fosforilada aumentaron significativamente en la región anterior.Por otro lado, las otras dos secciones del cerebro anterior de albahaca no muestran ninguna diferencia significativa entre las condiciones. La beta amiloide mejoró significativamente después de la exposición a T30 en las hemisecciones rostral e intermedia. Sin embargo, en la diapositiva de codal, no hubo ningún efecto medible sobre la expresión de beta amiloide.Una vez dominada, esta técnica se puede realizar en siete horas si se realiza correctamente.

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Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Cultura Cortar organotípicos de los cerebros de ratas E18

En este artículo se describen los procedimientos para la preparación de rodajas de hipocampo de ratas y ratones transgénicos para el estudio de las alteraciones sinápticas del cerebro asociadas con el envejecimiento y relacionadas con la edad las enfermedades neurodegenerativas, tales como la enfermedad de Alzheimer.

Preparación de la aguda rodajas de hipocampo de ratas y ratones transgénicos para el estudio de las alteraciones sinápticas durante el envejecimiento y la patología amiloide

Este informe demuestra una técnica para aislamiento mecánico de las neuronas individuales viable mantener unido boutons presináptica. Vibrodissociated neuronas tienen la ventaja de una rápida producción, el control farmacológico excelente y mejora del espacio-clamp sin la influencia de las células vecinas. Este método puede ser utilizado para obtener imágenes de los elementos sináptica y la grabación de patch-clamp.

Vibrodissociation de las neuronas del cerebro de roedores Rodajas para el Estudio de la transmisión sináptica y la imagen terminales presinápticos

Este video muestra el procedimiento para preparar y tratar los hemílices cerebrales de rata con un péptido neurotóxico para imitar la neurodegeneración. El protocolo permite analizar los eventos neurodegenerativos comparando directamente los cortes control y tratados en el mismo plano anatómico.

Tratamiento de cortes coronales de rata con un péptido neurotóxico

El tráfico de membrana neuronal controla dinámicamente la membrana plasmática y la disponibilidad de proteína significativamente impactos neurotransmisión. Hasta la fecha, ha sido un desafío para medir el tráfico endocítica neuronal en las neuronas adultas. Aquí se describe un método altamente efectivo, cuantitativa para medir los cambios rápidos en la superficie de la proteína expresión ex vivo en rodajas de cerebro agudas.

Cerebro Slice Biotinilación: Una<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Enfoque medir tráfico de proteínas específicas Región membrana plasmática en adultos las neuronas

Hemos desarrollado un modelo de cortes de cerebro que se puede utilizar para examinar los mecanismos moleculares implicados en la lesión cerebral excitotoxicidad mediada. Esta técnica genera tejido cerebral madura viable y reduce el número de animales necesarios para la experimentación, mientras que mantiene los circuitos neuronales, las interacciones celulares y compartimentos postsinápticos parcialmente intacta.

Excitotóxica Estimulación del cerebro Microslices como<em&gt; In vitro</em&gt; Modelo de Carrera

Describimos procedimientos para el procesamiento de tejido cerebral de rata recién nacida para obtener micrografías electrónicas de alta resolución para el análisis morfolométrico de la distribución de vesículas sinápticas en los terminales nerviosos. Los micrográficos obtenidos con estos métodos también se pueden utilizar para estudiar la morfología de un número de otros componentes celulares y sus relaciones estructurales dimensionales.

Preparación del tejido cerebral de rata recién nacida para el análisis Morfolométrico ultraestructural de la distribución de vesículas sinápticas en los terminales nerviosos

Este protocolo describe la preparación de rodajas horizontales de corteza hipocampal-entorrinaal (HEC) de ratones que exhiben actividad espontánea de ondulación de onda aguda. Las rodajas se incuban en una cámara de retención de interfaz simplificada y las grabaciones se realizan en condiciones sumergidas con líquido cefalorraquídeo artificial de flujo rápido para promover la oxigenación tisular y la aparición espontánea de la actividad a nivel de red.

Corte cerebral de ratón agudo para investigar la actividad espontánea de la red de hipocampo

Presentamos un protocolo para preparar rodajas agudas del hipocampo dorsal-intermedio de ratones. Comparamos esta preparación transversal con el corte coronal en términos de calidad de las grabaciones y preservación de las características morfológicas de las neuronas grabadas.

Preparación de rodajas agudas del hipocampo dorsal para la grabación de células enteras y la reconstrucción neuronal en el dentate gyrus de ratones adultos

Este protocolo demuestra un método sencillo y robusto para estudiar el crecimiento del axón in situ y la dinámica del cono de crecimiento. Describe cómo preparar cortes cerebrales agudos fisiológicamente relevantes ex vivo y proporciona una tubería de análisis fácil de usar.

In situ Visualización del crecimiento de axones y la dinámica de los conos de crecimiento en cultivos agudos de cortes cerebrales embrionarios ex vivo

Aprende a investigar eventos primarios en neurodegeneración usando hemisecciones cerebrales de rata ex vivo con tratamiento T30. Este método permite comparar condiciones control y tratadas en el mismo plano anatómico para analizar cambios moleculares clave como receptores nicotínicos, tau fosforilada y amiloide beta.

Un enfoque alternativo para estudiar acontecimientos primarios en neurodegeneración con rodajas de cerebro de rata Ex Vivo

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