Name: Grabación espacial restringido a oscilaciones en el hipocampo de ratones de comportarse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-01T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 10 s
Description: Aprende a registrar potenciales de campo local en el hipocampo de ratones libremente móviles utilizando sondas de silicio multishank. Este método permite analizar oscilaciones cerebrales espacialmente restringidas mediante análisis de densidad de corriente fuente.

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Agradecemos a Karin Winterhalter y Kerstin Semmler asistencia técnica. Este trabajo fue apoyado por el cluster de excelencia BrainLinks - BrainTools (EXC 1086) de la Fundación alemana de investigación.

Todos los métodos que implican animales vivos han sido aprobados por el Freiburg competente con arreglo a la ley de Bienestar Animal.
1. preparaciones
<ol><li>Diseñar y construir una herramienta de inserción apropiado llevar transitoriamente la punta de prueba de silicio y el conector del electrodo durante el proceso de implantación. Vea la figura 1 para una ejemplo personalizado construido herramienta.</li>
	<li>Suelte con cuidado el conector de electrodo y sonda de silicona de su embalaje con unas pinzas con punta de cerámica.</li>
	<li>Levante la placa de conector y fije con una pinza de cocodrilo atada a un soporte.</li>
	<li>Uso de un estereoscopio, alinee la punta de prueba con la herramienta de inserción con pinzas con punta de cerámica. Aplicar una capa de ~ 2 mm de cera de parafina derretida con un cauterizador para pegar la sonda a la herramienta de inserción. Tenga cuidado de no para tocar los vástagos de sondeo durante este procedimiento.</li>
	<li>Fije el conector de electrodo en el eje de la herramienta de inserción con cinta adhesiva estándar. Tenga en cuenta que dependiendo del fabricante, los cables de tierra puede ser que necesite ser soldadas a la placa de conector electrodo antes de la implantación. Retire el aislamiento de dos piezas cortas barniz aislante del alambre de cobre con estaño-soldadura con un soldador (400 ° C). La soldadura de los cables de tierra a las ranuras correspondientes en la Junta del conector de electrodo.</li>
	<li>Retire el aislamiento de dos piezas adicionales de cable de cobre. Envuelva cada alambre desnudo de cobre tres veces alrededor de un tornillo de acero inoxidable (1 mm de diámetro, 2 mm de longitud). Aplique fundente adecuado para soldar acero y soldar el alambre de cobre en la parte inferior de la tapa de rosca. Asegúrese de que la parte inferior de la mitad de los restos de la rosca de tornillo libre de estaño-soldadura.</li>
	<li>Utilice un multímetro estándar para comprobar el contacto eléctrico entre el cable y tornillo.</li>
	<li>Desinfectar los vástagos de la sonda de silicona y los tornillos de tierra mediante inmersión en etanol al 70% (10 s).</li>
	<li>Preparar una cubierta protectora para el implante de sonda cortando la cabeza de una pipeta Pasteur de plástico por la mitad.</li>
</ol>2. implantación cirugía
<ol><li>Esterilizar los instrumentos quirúrgicos (pinzas de punta fina, tijeras, pinzas quirúrgicas) con un esterilizador de grano caliente. Limpie todas las superficies con etanol al 70%.</li>
	<li>Inducir la anestesia con isoflurano de 3% en oxígeno suministrado en ~ 1 L/min.<ol>
<li>Para el mantenimiento, uso de 1-1.5% isoflurano. Tenga en cuenta que la concentración de isoflurano necesaria para lograr la tolerancia quirúrgica puede variar desde animal a animal.</li>
		<li>Tolerancia quirúrgica estable se logra cuando el animal no responde a pellizcos del dedo del pie. El ritmo de respiración del ratón y ajustar la concentración de isoflurano si es necesario.</li>
		<li>Aplique ungüento para los ojos del animal para evitar que se sequen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Montar el ratón en un marco estereotáxicas insertando barras oído suavemente en el canal auditivo. Una vez que se estabiliza la cabeza del ratón por las barras de la oreja, coloque un pedazo de boca sobre el hocico para la entrega continua del isoflurano. Coloque el ratón en toalla o cojín sobre una almohadilla de calefacción e inyecte la buprenorfina por vía subcutánea (0.05 - 0.1 mg/kg de peso corporal) para la analgesia postoperatoria.</li>
	<li>Afeitarse la cabeza con una afeitadora estándar y desinfectar la piel con etanol al 70%. Usando tijeras quirúrgicas, hacer una incisión en la piel a lo largo de la línea media del cráneo y abrir la piel con pinzas quirúrgicas.</li>
	<li>Alinear la cabeza del animal con la ayuda de una herramienta de alineación estereotáctica a nivel bregma y lambda. Debe haber menos de 50 μm de compensación de altura entre bregma y lambda. Además, la cabeza en el eje mediolateral mediante la medición de la profundidad del vértice del cráneo de la superficie en el nivel definido distancias izquierdas y derechas (por ejemplo, 1 mm a la izquierda y derecha de bregma). Ajustar la inclinación de la cabeza si es necesario.</li>
	<li>Limpie el cabezal con peróxido de hidrógeno 3% y secar con toallitas de algodón estéril.</li>
	<li>Determinar la ubicación de la craneotomía en relación a bregma usando un apropiado estereotáxicas atlas12.</li>
	<li>Usando una cabeza de broca de 0,9 mm, perfore dos agujeros en el hueso sobre el cerebelo para colocar tornillos referencia y tierra. Además, 1-3 agujeros para tornillos de anclajes son deseables para estabilizar el implante. La ubicación de los tornillos de anclaje dependerá de la ubicación de la craneotomía. Para su implantación en el hipocampo, coloque tornillos de anclaje sobre la corteza frontal parietal y ipsilateral contralateral. Inserte los tornillos en el hueso con un destornillador adecuado. Tenga cuidado de no para penetrar en el cerebro.</li>
	<li>Realizar la craneotomía enrareciendo poco a poco el cráneo con el taladro en un área rectangular alrededor del lado de la implantación. Humedecer con frecuencia el hueso con tampón de fosfato esterilizada (PB). El cráneo diluido restante puede perforado suavemente y retirar con la ayuda de una fina aguja de inyección (27G) y un par de pinzas.</li>
	<li>Cuidadosamente perforar la duramadre con una aguja fina (27G). Forma un pequeño gancho doblando la punta de la aguja con un par de pinzas y tire la dura para el retiro. Aplicar PB para impedir que se seque la superficie del cerebro.</li>
	<li>Montar la herramienta de inserción del electrodo en un portamuestras estereotáxicas, cero la sonda en bregma y mueva la sonda a las coordenadas estereotáxicas sobre la craneotomía. Penetrar lentamente en la superficie del cerebro. Asegúrese de que no doblan los ejes de la sonda. Evitar implantar a través de los vasos sanguíneos.</li>
	<li>Baje lentamente la sonda hasta ~ 200 μm superior la profundidad deseada. La craneotomía y la caña de la sonda de silicona con vaselina esterilizada para la protección de la cubierta. Aplique el cemento dental para corregir la base de la sonda al tornillo de anclaje en el cráneo.</li>
	<li>A la derecha después de la aplicación de cemento, mueva lentamente la sonda hasta la profundidad del objetivo. Avanza la última ~ 200 μm después de aplicación del cemento reduce el movimiento lateral de la sonda y asegura daño mínimo del tejido en el área de destino. Tenga en cuenta que el tiempo de curado del cemento utilizado puede influir en este paso del protocolo. Con cemento de curado rápido, omite este paso y directamente implantes la sonda a la profundidad del objetivo para evitar daños en la sonda de silicona.</li>
	<li>Después de que el cemento haya curado, soltar la sonda de la herramienta de inserción por la fusión de la cera con un cauterizador.</li>
	<li>Libere la Junta del conector del dispositivo de inserción y colocarlo en un lugar adecuado en el cráneo con una pinza de cocodrilo atada a la manija de inserción. En caso de implantación de la sonda en el hipocampo, coloque la Junta del conector en el hueso parietal contralateral. Fije la tarjeta del conector al cráneo con cemento dental.</li>
	<li>Suelde los cables Tierra y referencia de la Junta del conector en los cables a los tornillos sobre el cerebelo.</li>
	<li>Cortar la tapa a la altura correcta y colóquelo sobre la sonda de silicona. Fijar la cubierta a la placa de conector y cráneo con cemento dental, evitando la piel que rodea el cráneo expuesto. Suturar la piel alrededor del sitio de implantación generalmente no es necesario.</li>
</ol>3. recuperación después de la cirugía
<ol><li>Aplicar un tratamiento analgésico adecuado durante al menos 2 días (por ejemplo, las inyecciones subcutáneas de buprenorfina cada 6 h durante el día y en el agua potable durante la noche combinado con carprofeno (4-5 mg/kg de peso corporal) por vía subcutánea cada 24 h). Vivienda solo se recomienda para evitar daños en el implante.</li>
	<li>Permite al menos una semana para la recuperación. Consultar con guías locales de bienestar animal.</li>
</ol>4. adquisición de datos
<ol><li>Registro LFPs mueva libremente ratones utilizando un sistema de adquisición de datos adecuados conectado a través de un conmutador. Para adquirir LFPs, utilizar una frecuencia de muestreo de 1-5 kHz. Tasas de muestreo más altas (20-30 kHz) están necesarias si descargas unitarias son a grabar junto con la LFP.</li>
	<li>Almacenar archivos de grabación raw de los canales individuales para análisis fuera de línea.</li>
</ol>5. histología
<ol><li>Después de la terminación de la grabación, profundamente anestesiar el animal (por ejemplo, 2 g/kg cuerpo peso uretano inyectada por vía intraperitoneal). Confirmar el estado anestésico por la falta de respuesta a pellizcos.</li>
	<li>Inundar el transcardially ratón con helada salina con tampón fosfato (~ 1 min) seguida de paraformaldehído al 4% (~ 10 min) uso de métodos de perfusión intracardial estándar13. Antes de la perfusión, lesiones electrolíticas de los sitios de grabación puede ser realizada (por ejemplo, mediante la aplicación de 10-20 V de voltaje constante para hasta 1 s). Alternativamente, tintes fluorescentes aplican a las puntas de caña antes de implantación se puede utilizar para seguimiento de identificación. Se recomienda la prueba de los distintos métodos para la identificación de posiciones de los electrodos para obtener resultados óptimos con diferentes tipos de sondas de silicio.</li>
	<li>Cortar secciones de la cerebral (~ 100 μm) y mancha las rebanadas con 4'-6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, 1 μg/mL) seguido de tres pasos de lavado en PB (cada 10 min a temperatura ambiente).</li>
	<li>Coloque las secciones en un portaobjetos de microscopio, aplique una gota de medio de inclusión y cubrir la sección con un cubreobjetos. Dejar que la incrustación medio seque durante la noche a temperatura ambiente.</li>
	<li>Con un epifluorescencia o microscopio de escaneo láser confocal, identificar la ubicación de los sitios de grabación.</li>
	<li>Para intentar la recuperación de la sonda de silicona para su uso posterior, sostenga la sonda con una pinza de cocodrilo y lanzar la sonda desde el scull derritiendo con cuidado el cemento dental con un soldador (400 ° C). ¡Tenga cuidado de no para tocar los vástagos de sondeo durante este procedimiento!</li>
	<li>Lavar la sonda con agua destilada caliente (~ 80 ° C, 15 min) seguida de solución enzimática (1% Tergazyme en agua destilada, 30 min a temperatura ambiente) y otro lavado en agua destilada (15 min). Tenga en cuenta que la tasa de éxito de la recuperación de la sonda es baja.</li>
</ol>6. CSD análisis
<ol><li>Un ambiente de análisis adecuado (por ejemplo, Python), convierte datos de la LFP de una caña individual al CSD por aproximación de la segunda derivada espacial a lo largo de la caña como <img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57714/57714eq1.jpg"> donde LFPn, t es la señal de la LFP en el electrodo deth nen el tiempo t y Δz es la distancia entre electroda. Tenga en cuenta que debido a las operaciones de n+ 1 y n-1, el CSD de los electrodos y de la caña no puede ser estimado, que tiene que ser tomado en consideración durante la colocación de la sonda. Aplicar la fórmula de aproximación usando un corto segmento de código que calcula la señal CSD para cada electrodo mientras iterando con el tiempo (ver archivo de código suplementario).</li>
	<li>Utilice la señal obtenida del CSD para su posterior análisis (por ejemplo, estudiando las bandas de frecuencia específicas de oscilaciones del cerebro aplicando filtros band-pass).</li>
</ol>

<ol><li>Buzsáki, G., Draguhn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+oscillations+in+cortical+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neuronal oscillations in cortical networks.</a> Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).</li>
<li>Keefe, J., Recce, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phase+relationship+between+hippocampal+place+units+and+the+EEG+theta+rhythm%5BTitle%5D)+AND+%22Hippocampus%22%5BJournal%5D)">Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm.</a> Hippocampus. 3 (3), 317-330 (1993).</li>
<li>Benchenane, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coherent+theta+oscillations+and+reorganization+of+spike+timing+in+the+hippocampal-prefrontal+network+upon+learning%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Coherent theta oscillations and reorganization of spike timing in the hippocampal-prefrontal network upon learning.</a> Neuron. 66 (6), 921-936 (2010).</li>
<li>Jadhav, S. P., Kemere, C., German, P. W., Frank, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Awake+hippocampal+sharp-wave+ripples+support+spatial+memory%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Awake hippocampal sharp-wave ripples support spatial memory.</a> Science. 336 (6087), 1454-1458 (2012).</li>
<li>Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+execution+of+working+memory+linked+to+synchronized+high-frequency+gamma+oscillations%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations.</a> Cell. 157 (4), 845-857 (2014).</li>
<li>Karalis, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((4-Hz+oscillations+synchronize+prefrontal-amygdala+circuits+during+fear+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">4-Hz oscillations synchronize prefrontal-amygdala circuits during fear behavior.</a> Nature Neuroscience. 19 (4), 605-612 (2016).</li>
<li>Khodagholy, D., Gelinas, J. N., Buzsáki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Learning-enhanced+coupling+between+ripple+oscillations+in+association+cortices+and+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Learning-enhanced coupling between ripple oscillations in association cortices and hippocampus.</a> Science. 358 (6361), 369-372 (2017).</li>
<li>Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG%2C+ECoG%2C+LFP+and+spikes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).</li>
<li>Mitzdorf, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Current+source-density+method+and+application+in+cat+cerebral+cortex%3A+investigation+of+evoked+potentials+and+EEG+phenomena%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena.</a> Physiological Reviews. 65 (1), 37-100 (1985).</li>
<li>Lasztóczi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Layer-specific+GABAergic+control+of+distinct+gamma+oscillations+in+the+CA1+hippocampus%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Layer-specific GABAergic control of distinct gamma oscillations in the CA1 hippocampus.</a> Neuron. 81 (5), 1126-1139 (2014).</li>
<li>Strüber, M., Sauer, J. -F., Jonas, P., Bartos, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distance-dependent+inhibition+facilitates+focality+of+gamma+oscillations+in+the+dentate+gyrus%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Distance-dependent inhibition facilitates focality of gamma oscillations in the dentate gyrus.</a> Nature Communications. 8 (1), 758(2017).</li>
<li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFranklin%2C+KBJ+%22The+mouse+brain+in+stereotaxic+coordinates%22">The mouse brain in stereotaxic coordinates</a>. , Academic Press, Elsevier. (2007).</li>
<li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564(2012).</li>
<li>Kajikawa, Y., Schroeder, C. E. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22153379">How local is the local field potential?</a> Neuron. 72 (5), 847-858 (2011).</li>
<li>Berens, P., Keliris, G. A., Ecker, A. S., Logothetis, N. K., Tolias, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Feature+selectivity+of+the+gamma-band+of+the+local+field+potential+in+primate+primary+visual+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Feature selectivity of the gamma-band of the local field potential in primate primary visual cortex.</a> Frontiers in Neuroscience. 2 (2), 199-207 (2008).</li>
<li>Lastóczi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/28391402">Distinct gamma oscillations in the distal dendritic field of the dentate gyrus and the CA1 area of mouse hippocampus.</a> Brain Structure and Function. 222 (7), 3355-3365 (2017).</li>
<li>Nguyen Chi, V., Müller, C., Wolfenstetter, T., Yanovsky, Y., Draguhn, A., Tort, A. B. L., Brankačk, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippocampal+respiration-driven+rhythm+distinct+from+theta+oscillations+in+awake+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Hippocampal respiration-driven rhythm distinct from theta oscillations in awake mice.</a> Journal of Neuroscience. 36 (1), 162-177 (2016).</li>
<li>Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micro-drive+and+headgear+for+chronic+implant+and+recovery+of+optoelectronic+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes.</a> Scientific Reports. 7 (1), 2773(2017).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Evidencias crecientes indican que las oscilaciones del cerebro en circuitos neuronales hippocampal ocurren en dominios espaciales discretos10,11,16. Análisis CSD reduce drásticamente la influencia de la conducción de volumen, un requisito previo fundamental para el estudio de eventos de oscilación local. Con este video, le ofrecemos a una guía para la implantación de sondas de silicio en el hipocampo del ratón para el análisis d...

Oscilaciones en la LFP están implicadas críticamente en circuitos neuronales de procesamiento de información. Cubren un amplio espectro de frecuencias, que van desde las ondas lentas (~ 1 Hz) ondulación rápida oscilaciones (~ 200 Hz)1. Bandas de frecuencia distintas se asocian con las funciones cognitivas como la memoria, el procesamiento emocional y navegación2,3,4,5,6,7. Flujo de corriente a través de membranas neuronales constituye la mayor parte de la LFP señal8. Cationes en la célula (e.g. vía activación de sinapsis excitatoria glutamatérgica) representan un fregadero actual activo (mientras carga sale el medio extracelular). En contraste, el flujo neto de carga positiva en el medio extracelular, por ejemplo por la activación de las sinapsis inhibitorias GABAérgicas, representa una fuente activa de corriente en ese lugar. En dipolos neuronales, fregaderos actuales están emparejados con fuentes pasivas y viceversa debido a la compensación de las corrientes que afectan a la carga de la membrana en sitios distantes.
El campo eléctrico producido por procesos de los nervios alejados puede también dar lugar a desviaciones considerables de voltaje en un electrodo de la grabación y así puede considerarse falsamente como un evento local. Esta conducción volumen plantea un serio desafío a la interpretación de las señales de la LFP. CSD el análisis proporciona información sobre fregaderos actuales locales y fuentes subyacentes LFP señales y por lo tanto comprende un medio para reducir el impacto de la conducción de volumen8. En laminado estructuras como el hipocampo, las señales unidimensionales de CSD pueden obtenerse por la segunda derivada espacial de la LFP grabada de perpendiculares equidistantes electrodos dispuestos en los planos laminares9. La llegada de sondas de silicona lineal disponible en el mercado ha permitido a los investigadores utilizar el método CSD para el estudio de la actividad local de la oscilación en el hipocampo. Por ejemplo, se ha demostrado que las oscilaciones gamma distintas emergen en forma de capa-específicas en el área CA1 del10. Además, análisis CSD ha identificado focos independientes de la actividad de la gamma en la capa de la célula principal de la convolución del cerebro dentada11. Importantemente, estos resultados sólo fueron evidentes en CSD local pero no en las señales de la LFP. Análisis CSD proporciona así una herramienta poderosa para ganar la penetración en las operaciones de microcircuito del hipocampo.
En este protocolo, le ofrecemos una guía completa para obtener las señales unidimensionales de CSD con sondas de silicio. Estos métodos le permiten a los usuarios investigar eventos de oscilación localizada en el hipocampo de ratones comportarse.

<table><tbody><tr><td>Abrazadera de cocodrilo con soporte</td><td>Reichelt Elektronik</td><td>HALTER ZD-10D Sonda</td><td></td></tr> de <tr><td>silicona</td><td>Cambridge Neurotech</td><td>P-series 32</td><td></td></tr><tr><td>Estereoscopio</td><td>Olympus</td><td>SZ51</td><td></td></tr><tr><td>Alambre de cobre con aislamiento de barniz</td><td>B&uuml; rklin Elektronik</td><td>89 F 232</td><td></td></tr><tr><td>Tornillos de tierra Tornillos</td><td>& Más GmbH (screwsandmore.de)</td><td>DIN 84 A2 M1x2</td><td></td></tr><tr><td>Flux</td><td>Stannol</td><td>114018</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas con punta de cerámica</td><td>Fine Science Tools</td><td>11210-60</td><td></td></tr><tr><td>Cera de parafina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>327204</td><td></td></tr><tr><td>Cauterizador</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Soldador</td><td>Kurtz Ersa</td><td>OIC1300</td><td></td></tr><tr><td>Multímetro</td><td>Uni-T</td><td>UT61C</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Carl Roth</td><td>9065.1</td><td></td></tr><tr><td>Pipetas Pasteur</td><td>Carl Roth</td><td>EA65.1</td><td></td></tr><tr><td>Esterilizador térmico</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Marco estereotáxico</td><td>David Kopf</td><td>Modelo 1900</td><td></td></tr><tr><td>Portaelectrodos estereotáxico</td><td>David Kopf</td><td>Modelo 1900</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Abbvie</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Concentrador de oxígeno</td><td>Respironix</td><td>1020007</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Indivior UK Limited</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Afeitadora eléctrica</td><td>Tondeo</td><td>Eco-XS</td><td></td></tr><tr><td>Almohadilla térmica</td><td>Thermolux</td><td>463265/-67</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas quirúrgicas</td><td>Fine Science Tools</td><td>18050-28</td><td></td></tr><tr><td>Peróxido de hidrógeno</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1009</td><td></td></tr><tr><td>Toallitas de algodón estériles</td><td>Carl Roth</td><td>EH12.1</td><td></td></tr><tr><td>Drill</td><td>Proxxon</td><td>Micromot 230/E</td><td></td></tr><tr><td>21G aguja de inyección</td><td>B. Braun</td><td>4657527</td><td></td></tr><tr><td>Tampón de fosfato/solución salina</td><td></td><td></td><td></td>tamponada con fosfato</tr><tr><td>Atlas estereotáxico</td><td>Elsevier</td><td>9.78012E+12</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras quirúrgicas</td><td>Fine Science Tools</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas quirúrgicas</td><td>Fine Science Tools</td><td>11272-40</td><td></td></tr><tr><td>Agujas de inyección 27G</td><td>B. Braun</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>Vaselina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cemento dental</td><td>Sun Medical</td><td>SuperBond T& M</td><td></td></tr><tr><td>Carprofeno</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Amplificador de grabación</td><td>Intan Technologies</td><td>C3323</td><td></td></tr><tr><td>Tarjeta de adquisición USB</td><td>Intan Technologies</td><td>C3004</td><td></td></tr><tr><td>Cables de grabación</td><td>Intan Technologies</td><td>C3216</td><td></td></tr><tr><td>Conmutador eléctrico</td><td>Lentes dóricas</td><td>HRJ-OE_FC_12_HARW</td><td></td></tr><tr><td>Software de adquisición</td><td>OpenEphys (www.open-ephys.org)</td><td>GUI</td><td>permite la adquisición de datos independiente de la plataforma</td></tr><tr><td>Ordenador para la adquisición</td><td></td><td></td><td></td>de datos</tr><tr><td>Entorno de análisis</td><td>Python (www.python.org)</td><td></td><td>permite el análisis de datos independiente de la plataforma</td></tr><tr><td>Uretano</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica</td><td>VT1000</td><td></td></tr><tr><td>Portaobjetos de microscopio</td><td>Carl Roth</td><td>H868.1</td><td></td></tr><tr><td>Cubreobjetos</td><td>Carl Roth</td><td>H878.2</td><td></td></tr><tr><td>Medio de inclusión</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>81381-50G</td><td></td></tr><tr><td>Agua destilada</td><td>Millipore</td><td>Milli Q</td><td>Máquina de sobremesa para la producción de agua destilada</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox</td><td>Tergazyme</td><td></td></tr></tbody></table>

grabación espacial restringido a oscilaciones en el hipocampo de ratones de comportarse

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

El potencial de campo local (LFP) surge de los movimientos de iones a través de las membranas neuronales. Puesto que el voltaje registrado por los electrodos de la LFP refleja el campo eléctrico sumado de un gran volumen de tejido cerebral, extraer información sobre la actividad local es un reto. Estudio de Microcircuitos neuronales, sin embargo, requiere una distinción fiable entre eventos verdaderamente locales y llevadas a cabo por volumen señales procedentes de áreas distantes del cerebro. Análisis de densidad (CSD) de fuente actual ofrece una solución para este problema, proporcionando información sobre actuales sumideros y fuentes en las cercanías de los electrodos. En áreas del cerebro con cytoarchitecture laminar como el hipocampo, CSD unidimensional puede obtenerse mediante la estimación de la segunda derivada espacial de la LFP. Aquí, describimos un método para grabar multilaminares LFPs utilizando sondas de silicona lineal en el hipocampo dorsal. Rastros CSD se calculan a lo largo de los vástagos de la sonda. Así, este protocolo describe un procedimiento para resolver las oscilaciones espacialmente restringida red neuronal en el hipocampo de libremente mover ratones.

La figura 1 ilustra la herramienta utilizada para la implantación de sondas de silicio. Grabaciones del silicio crónicamente implantado sondas dirigidas a la zona CA1 y la capa de la célula del gránulo de la convolución del cerebro dentate se muestran en la figura 2. Grabamos LFPs de la caña de punta de prueba en movimiento libre en el homecage. Para minimizar el efecto de la conducción de volumen, las señales obtenidas fueron co...

Este protocolo describe la grabación de potenciales de campo local con caña múltiples sondas de silicona lineal. La conversión de las señales mediante análisis de densidad de fuente actual permite la reconstrucción de la actividad eléctrica local en el hipocampo del ratón. Con esta técnica, se pueden estudiar las oscilaciones del cerebro espacialmente restringida libremente mover ratones.

Grabación espacial restringido a oscilaciones en el hipocampo de ratones de comportarse

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la neurociencia, como cómo se organizan las actividades de la red neuronal a escalas temporales y espaciales finas. La principal ventaja de esta técnica es que el análisis de datos de corriente mediante el uso de sondas lineales de silicio permite la reconstrucción de oscilaciones locales que no se pueden detectar fácilmente en los registros de potencial de campo convencionales. Para comenzar este procedimiento, esterilice los instrumentos quirúrgicos con un esterilizador de perlas calientes, luego, limpie todas las superficies de trabajo con etanol al 70%.A continuación, monte al animal anestesiado en un marco estereotáxico insertando suavemente las barras de los oídos en el canal auditivo. Una vez que la cabeza del ratón esté estabilizada por las barras de las orejas, coloque una boquilla sobre el hocico para la administración continua de isoflurano, luego aplique ungüento en los ojos para evitar que se sequen. Posteriormente, coloque una almohadilla térmica debajo del ratón e inyecte buprenorfina por vía subcutánea para asegurar la analgesia postoperatoria.Posteriormente, afeitar su cabeza y desinfectar la piel

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Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Este video describe un protocolo para implantar una sonda de silicio lineal de múltiples vástagos en el cerebro del ratón para medir los potenciales de campo local. El procedimiento consiste en asegurar la sonda a una unidad estereotáxica, colocarla con precisión sobre la región del cerebro objetivo, insertarla en el cerebro y asegurarla con cemento dental. Después de la implantación, el conjunto se protege con una carcasa. Después de la recuperación, la configuración permite registrar los...

Registro de la actividad eléctrica cerebral en ratones que se comportan utilizando sondas de silicio lineales de vástago múltiple

El video muestra un procedimiento para registrar el potencial de campo local (LFP) en cortes de corteza hipocampal-entorrinal de ratón. La estimulación eléctrica se proporciona en el estrato radial CA3 del hipocampo, lo que provoca cambios en el potencial postsináptico en el estrato piramidal CA1. Se registra el cambio combinado en el potencial de membrana de las neuronas CA1, denominado potencial de campo local.

Registro del potencial de campo local en cortes de corteza hipocampal-entorrinal de ratón

Este video muestra un protocolo para modular las oscilaciones theta en un modelo de ratón modificado genéticamente con canales iónicos sensibles a la luz en sus neuronas del tabique medial GABAérgico. Al entregar pulsos de luz al hipocampo, el protocolo tiene como objetivo sincronizar la actividad neuronal y generar oscilaciones theta, que se registran como potenciales de campo local.

Manipulación selectiva de oscilaciones theta en un modelo de ratón

Este video muestra la implantación estereotáctica de una guía de electrodos de alambre y una fibra óptica en el hipocampo de un modelo de ratón.

Implantación de una guía de electrodos y fibra óptica en el hipocampo del ratón

Este video muestra el registro de la actividad rítmica de la red neuronal, también conocida como oscilaciones theta, en un hipocampo aislado. Los electrodos se insertan en varias capas y posiciones espaciales para detectar y analizar las oscilaciones theta. Esto muestra las composiciones neuronales únicas y la conectividad de la red neuronal a través de diferentes capas del hipocampo.

Registro in vitro de oscilaciones theta en el hipocampo del ratón

Aquí, presentamos un protocolo para la grabación de la red neuronal rítmica teta y oscilaciones gamma de una preparación de hipocampo aislado todo. Describimos los pasos experimentales desde la extracción del hipocampo hasta los detalles de las grabaciones de parches de campo, unitarios y de células enteras, así como la estimulación optogenética del ritmo teta.

Tuning en la banda Theta Hippocampal<em&gt; In Vitro</em&gt;: Metodologías para la grabación del circuito septohippocampal de roedores aislados

Describimos el uso de optogenetics y grabaciones electrofisiológicas para la manipulación selectiva de oscilaciones de hippocampal de la theta (5-10 Hz) en ratones de comportarse. La eficacia del arrastre de ritmo se controla usando el potencial de campo local. Una combinación de opto - e inhibición farmacogenética aborda la lectura eferente del hipocampo sincronización.

Optogenetic de arrastre de las oscilaciones Theta Hippocampal en comportarse ratones

Este protocolo describe la preparación de rodajas horizontales de corteza hipocampal-entorrinaal (HEC) de ratones que exhiben actividad espontánea de ondulación de onda aguda. Las rodajas se incuban en una cámara de retención de interfaz simplificada y las grabaciones se realizan en condiciones sumergidas con líquido cefalorraquídeo artificial de flujo rápido para promover la oxigenación tisular y la aparición espontánea de la actividad a nivel de red.

Corte cerebral de ratón agudo para investigar la actividad espontánea de la red de hipocampo

Este artículo demuestra la preparación de una ventana de encargo de la proyección de imagen complementada con la cánula de la infusión y su implantación sobre la región CA1 del hipocampo en ratones.

Procedimiento De Craneotomía Para La Visualización De Las Actividades Neuronales En El Hipocampo De Comportarse Ratones

Este protocolo describe el uso de un dispositivo de registro y electrodos diseñados a medida para registrar los potenciales de campo local e investigar el flujo de información en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón.

Registros extracelulares duales en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón

Este protocolo investiga la relación cerebro-comportamiento en el hipocampo CA1 en ratones que navegan por una columna de olor. Proporcionamos un protocolo paso a paso, que incluye cirugía para acceder a imágenes del hipocampo, entrenamiento conductual, registro y procesamiento del cerebro con miniscopio GCaMP6f, y datos de comportamiento para decodificar la posición del ratón a partir de la actividad neuronal ROI.

Miniscopio que registra señales de calcio en el hipocampo de ratones que navegan por una columna de olor

Aprende a registrar potenciales de campo local en el hipocampo de ratones libremente móviles utilizando sondas de silicio multishank. Este método permite analizar oscilaciones cerebrales espacialmente restringidas mediante análisis de densidad de corriente fuente.

Grabación espacial restringido a oscilaciones en el hipocampo de ratones de comportarse

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