Name: Cultivo de tejido ovárico para visualizar fenómenos en ovario de ratón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-19T14:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 30 s
Description: Aprende a cultivar tejido ovárico de ratón para estudiar el desarrollo folicular, la ovulación y la atresia en tiempo real. Esta técnica permite observar procesos ováricos bajo condiciones controladas en biología reproductiva.

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Agradecemos a Dr. Naojiro Minami (Universidad de Kioto) para proporcionar los ratones Oog1pro3.9 . Esta investigación fue apoyada por el JSP (KAKENHI # JP15H06275) y la Fundación de Nitto.

Ratones fueron alojados en una sala de ambiente controlada a 23 ± 1 ° C con un ciclo oscuro h 12 h luz/12. Protocolos de cuidado de los animales y los experimentos se llevaron a cabo con arreglo a las directrices para la experimentación Animal en la Universidad médica de Aichi y fueron aprobados por el Comité de uso y cuidado Animal titular.
1. preparación de medio de cultivo y platos
<ol><li>Para preparar medio de cultivo base, agregar suero bovino fetal (FBS, 5% v/v), FSH (100 mIU/mL), LH (10 mU/mL) y penicilina-estreptomicina (penicilina 100 U/mL, estreptomicina, 100 mg/mL) al mínimo esencial medio (MEM-alfa) y la mezcla en tubos de 50 mL. Nota: Volumen Total requiere de medios de cultivo varía entre experimentos y 1 mL de medio de cultivo es generalmente suficiente para platos de cultura de fondo de cristal de 3,5 cm.</li>
	<li>Verter alícuotas de 1 mL de medio de cultivo mezclado en platos de cultura de fondo de cristal de 3,5 cm y coloque lugar 30 mm de la célula cultura insertos en platos. Precaliente los platos en una incubadora (5% CO2 y 37 ° C) y los medios de comunicación.</li>
</ol>2. preparación del tejido ovárico
<ol><li>Pre-warm fosfato tampón salino (PBS) (−) y MEM-alfa que contiene 5% FBS, 100 U/mL de penicilina y estreptomicina 100 mg/mL en una incubadora (5% CO2 y 37 ° C). Nota: Aproximadamente 3 mL alícuotas de PBS (−) por ovario son suficientes para el uso durante la disección del ovario, y alícuotas de 1 mL de MEM-alfa son suficientes para el almacenamiento transitorio de los ovarios solo en platos de 3,5 cm.</li>
	<li>
Suprimir los ovarios de ratones femeninos 4 semana - el viejo del ICR (nombrado después de Instituto de investigación del cáncer) y de los tejidos que rodean al ovario usando tijeras y pinzas en un microscopio estereoscópico. Reserva los ovarios retirados en medio de cultivo (véase el paso 2.1) hasta su uso.
	<ol>
<li>Lugar los ovarios solo sobre el papel de filtro humedecidos con pre calentado PBS (−) (véase el paso 2.1) y cortar en 4 pedazos con una cuchilla de micrótomo en un microscopio estereoscópico. Nota: Los ovarios de ratones ICR 4 semana - el viejo son unos 2 mm de diámetro. El número de piezas depende del tamaño de ovario; sin embargo, trozos gruesos de alrededor de 500 μm permiten observaciones de folículo apropiado (en piezas más gruesas que 500 mm, se disminuye la transparencia del tejido, en pedazos más finos de 500 mm, se rompen y se perdieron muchos folículos antrales).</li>
		<li>Después de la disección, coloque a las muestras de ovario en rodajas con medio de cultivo en platos de 3,5 cm (vea el paso 2.1).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. ovario cultivo de tejidos
<ol><li>Gota aproximadamente 0,5 μl de medio de cultivo por rebanadas de tejido ovárico en la inserción de la cultura de célula donde estará el tejido ovárico mediante una micropipeta.</li>
	<li>Coloque a cada muestra en rodajas en una gota de medio de cultivo sobre los insertos de la cultura de célula con unas pinzas.</li>
	<li>Cultura de los tejidos del ovario de 5% CO2 a 37 ° C.</li>
	<li>Reemplazar el medio de cultivo con medio fresco precalentado cada 2 días. Nota: El horario para los cambios de medio para el cultivo de secciones de ovario de 4 semana - viejos ratones ICR se presenta en la figura 1.<ol>
<li>Para reproducir la oleada de LH, tratar cultivadas 4 semana - viejos ovarios de ratones ICR con el medio que contiene 100 mU/mL FSH y LH de 12 h cada 4 días (figura 1).</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. microscopio imágenes de ovarios cultivados
<ol><li>Iniciar la proyección de imagen los ovarios cultivados después de día 1 cuando los tejidos han adherido en los insertos de la cultura de célula y realizar análisis de microscopio confocal o invertida en intervalos de 24 h para permitir un crecimiento suficiente del folículo entre puntos de tiempo. Nota: La microscopia Confocal es superior a la microscopía invertida para la observación de los folículos en los ovarios todo cultos.</li>
</ol>5. Time-lapse proyección de imagen de ovarios cultivados
<ol><li>
Optimizar las condiciones de proyección de imagen de Time-lapse, incluyendo láser intensidades y tiempos de exposición, para el sistema de proyección de imagen (tabla 1).
	<ol>
<li>Seleccione muestras pareadas ovario de ratones solo para el uso como los grupos tratamiento y control. Variar intensidades láser y tiempo de exposición para lograr las mejores imágenes (tabla 1).</li>
		<li>Comparar el crecimiento del folículo bajo cada condición de cultivo mediante la medición de áreas de folículo en imágenes de muestras de control a intervalos de 24 h y en time-lapse de muestras (ver paso 6). Al mismo tiempo, contar el número de ovuladas ovocitos en cada ovario conjunto y seleccionar las condiciones óptimas de imagen Time-lapse.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Capturar imágenes a intervalos de 30 min con el sistema Time-lapse de imágenes bajo las condiciones determinadas (tabla 1).</li>
</ol>6. Análisis de crecimiento de folículo
<ol><li>
Para analizar el desarrollo del folículo, medir las áreas de folículo en las imágenes utilizando el software ImageJ (http://resbweb.nih.gov/ij/).
	<ol>
<li>Inicialmente, establecer la escala de la imagen haciendo clic en "Set escala" debajo de "Analizar" en la barra de herramientas. Introduzca las longitudes de lado de la imagen capturada y el correspondiente número de píxeles en los campos en blanco de "Distancia del conocido" y "Distancia en píxeles", respectivamente.</li>
		<li>Haga clic en "Mano libre" en la barra de herramientas y contorno de los folículos en las imágenes capturadas de campo brillante.</li>
		<li>Haga clic en "Medida" en "Analizar" en la barra de herramientas. Nota: Si desean otros datos de medición, haga clic en "Configurar medición" debajo de "Analizar" en la barra de herramientas y marque las casillas apropiadas en la lista.</li>
	</ol>
</li>
</ol>7. análisis del desarrollo folicular utilizando ratones transgénicos
<ol><li>Recoger los ovarios de postnatal días 0 y 4 (P0 y P4) hembra de ratones transgénicos que contienen los transgenes Oog1pro3.9 R26-H2B-mCherry cultura en partes movibles como se describe en los pasos 1.1, 3.2, excepto no rodaja la P0 y ovarios de P4.</li>
	<li>Reemplazar el medio de cultivo con medio fresco, precalentado en platos de 3,5 cm en una incubadora con 5% CO2 a 37 ° C cada 2 días. Nota: La concentración de LH en el medio de cultivo de ovarios P0 y P4 puede seguir siendo constante debido a las oleadas de LH no ocurre en ratones P0 y P4.</li>
	<li>Ajuste del microscopio para visualizar solamente AcGFP1-positivo primario los folículos en ovarios P4 cultivados (tabla 1). Nota: Sólo primarios y primordiales de los folículos están presentes en ovarios de ratón hembra P4.</li>
	<li>Captura de imágenes de culto P0 Oog1pro3.9R26-H2B-mCherry ovarios de ratones transgénicos en intervalos de 30 minutos utilizando la configuración utilizada para ovarios P4 (ver paso 5.2).</li>
	<li>Rastrear y analizar el desarrollo del folículo de señales AcGFP1 y H2B mCHerry.</li>
</ol>

<ol><li>Myers, M., Britt, K. L., Wreford, N. G., Ebling, F. J., Kerr, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+quantifying+follicular+numbers+within+the+mouse+ovary%5BTitle%5D)+AND+%22Reproduction%22%5BJournal%5D)">Methods for quantifying follicular numbers within the mouse ovary.</a> Reproduction. 127 (5), 569-580 (2004).</li>
<li>Adams, G. P., Jaiswal, R., Singh, J., Malhi, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progress+in+understanding+ovarian+follicular+dynamics+in+cattle%5BTitle%5D)+AND+%22Theriogenology%22%5BJournal%5D)">Progress in understanding ovarian follicular dynamics in cattle.</a> Theriogenology. 69 (1), 72-80 (2008).</li>
<li>Palma, G. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biology+and+biotechnology+of+follicle+development%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+World+J%22%5BJournal%5D)">Biology and biotechnology of follicle development.</a> Sci World J. , (2012).</li>
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<li>Spears, N., de Bruin, J. P., Gosden, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+establishment+of+follicular+dominance+in+co-cultured+mouse+ovarian+follicles%5BTitle%5D)+AND+%22J+Reprod+Fertil%22%5BJournal%5D)">The establishment of follicular dominance in co-cultured mouse ovarian follicles.</a> J Reprod Fertil. 106 (1), 1-6 (1996).</li>
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<li>Nilsson, E. E., Skinner, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+morphogenetic+protein-4+acts+as+an+ovarian+follicle+survival+factor+and+promotes+primordial+follicle+development%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Reprod%22%5BJournal%5D)">Bone morphogenetic protein-4 acts as an ovarian follicle survival factor and promotes primordial follicle development.</a> Biol Reprod. 69 (4), 1265-1272 (2003).</li>
<li>Nilsson, E. E., Skinner, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kit+ligand+and+basic+fibroblast+growth+factor+interactions+in+the+induction+of+ovarian+primordial+to+primary+follicle+transition%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Endocrinol%22%5BJournal%5D)">Kit ligand and basic fibroblast growth factor interactions in the induction of ovarian primordial to primary follicle transition.</a> Mol Cell Endocrinol. 214 (1-2), 19-25 (2004).</li>
<li>Abe, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishment+of+conditional+reporter+mouse+lines+at+ROSA26+locus+for+live+cell+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Establishment of conditional reporter mouse lines at ROSA26 locus for live cell imaging.</a> Genesis. 49 (7), 579-590 (2011).</li>
<li>Lan, Z. J., Xu, X., Cooney, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+oocyte-specific+expression+of+Cre+recombinase+activity+in+GDF-9-iCre%2C+Zp3cre%2C+and+Msx2Cre+transgenic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Reprod%22%5BJournal%5D)">Differential oocyte-specific expression of Cre recombinase activity in GDF-9-iCre, Zp3cre, and Msx2Cre transgenic mice.</a> Biol Reprod. 71 (5), 1469-1474 (2004).</li>
<li>Payer, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+stella-GFP+transgenic+mice%3A+a+novel+tool+to+study+germ+cell+development%5BTitle%5D)+AND+%22Genesis%22%5BJournal%5D)">Generation of stella-GFP transgenic mice: a novel tool to study germ cell development.</a> Genesis. 44 (2), 75-83 (2006).</li>
<li>Ohinata, Y., Sano, M., Shigeta, M., Yamanaka, K., Saitou, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comprehensive%2C+non-invasive+visualization+of+primordial+germ+cell+development+in+mice+by+the+Prdm1-mVenus+and+Dppa3-ECFP+double+transgenic+reporter%5BTitle%5D)+AND+%22Reproduction%22%5BJournal%5D)">A comprehensive, non-invasive visualization of primordial germ cell development in mice by the Prdm1-mVenus and Dppa3-ECFP double transgenic reporter.</a> Reproduction. 136 (4), 503-514 (2008).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

En este estudio, hemos desarrollado dos nuevos métodos para estudiar el desarrollo folicular en ovarios de ratón. El primer método implica el cultivo de los tejidos de ratones adultos ovárico en rodajas seguida por análisis del desarrollo del folículo, y el segundo involucra el uso de Time-lapse de imágenes para visualizar el desarrollo folicular temprano durante la etapa independiente de la gonadotropina. Anteriormente, utiliza el método de cultivo de tejidos de ovario presente para evaluar el efecto del factor inhibido...

Los ovarios de la hembra del ratón contienen varios mil folículos1, y la ovulación periódica madura aproximadamente diez ovocitos en cada ciclo estral. Los folículos se clasifican en varias etapas del desarrollo: primordial, primaria, secundaria, antral y los folículos de Graaf, dependiendo de la forma de la capa celular granulosa que rodean a cada ovocito. La mayoría de los folículos primordiales están inactivos, y algunos de ellos se activan y se convierten en folículos primarios en cada estro ciclo2. Después de la etapa folicular secundaria, desarrollo folicular está regulado principalmente por gonadotropinas, foliculares estimulante hormona (FSH) y hormona luteinizante (LH). Sin embargo, desarrollo del folículo primordial y principal es independiente de la gonadotropina, y los mecanismos de regulación que rigen estas etapas siguen siendo mal inderstood3,4,5. Además de factores de crecimiento y hormonas, el folículo primordial y primario está regulado por las interacciones entre los folículos de6,7. Por lo tanto, se realizaron análisis de la dinámica folicular en los tejidos de ovario de ratón e investigaron los mecanismos de regulación asociados con cultivos de tejido ovárico8,9,10.
Adjunto, presentamos dos métodos del modelo de cultivo de tejido ovárico. El primero se utiliza para analizar el desarrollo del folículo por la medida de áreas foliculares, y la segunda se utiliza para estudiar el mecanismo de regulación durante el desarrollo temprano del folículo de primordial a la etapa de folículo secundario con ratones transgénicos. Para el análisis del desarrollo del folículo, utilizan principalmente ovarios de ratones hembra 4 - semanas de edad debido a que permiten la fácil visualización de los folículos. Para inducir la ovulación periódica y desarrollo de modelos en vivo del folículo, reproducen de LH y la ovulación observada, la atresia del folículo y secreción de estradiol bajo condiciones de cultivo de tejidos. Imágenes de los ovarios cultivados fueron capturados, y los procesos de desarrollo del folículo se analizaron por los cambios de trazado en la zona folicular. Sin embargo, en los análisis de microscopía de campo claro, la distinción entre folículos primordiales y principios primarios era claro. Así, se desarrolló un método para detectar folículos pequeños y distinguir entre el primordial, primario, y folículo secundario en cultiva tejidos ováricos usando Oogenesin1 pro3 (Oog1). 9 y R26-H2B-mCherry ovarios de ratones transgénicos a los 0 y 4 días después del nacimiento11. Oog1 expresión es detectable en ovocitos después de entrada en meiosis y aumenta gradualmente con el desarrollo del folículo, lo que permite la observación de la transición de primordial a primarios folículos con imágenes de Time-lapse de tejido de ovario cultivadas11 ,12. Aunque se han utilizado métodos morfológicos para estudiar factores que activan los folículos primordiales inactivos13,14,15,16, desarrollo fisiológico del folículo en los ovarios es difícil de observar, y los efectos de varios factores siendo desacostumbrados. Los métodos actuales de la cultura fueron diseñados para abordar esta falta en tiempo real Análisis de factores objetivos.
En el presente estudio, con desarrollo folicular utilizando un método de imagen Time-lapse y había caracterizado el proceso de desarrollo folicular. Nuestros nuevos métodos ofrecen una herramienta sin precedentes para la investigación de la fisiología de los ovarios.

<table><tbody><tr><td>Hormona folículo estimulante de la hipófisis humana</td><td>SIGMA</td><td>F4021</td><td></td></tr><tr><td>Hormona lutinizante de la hipófisis equina</td><td>SIGMA</td><td>L9773</td><td></td></tr><tr><td>Solución de penicilina-estreptomicina</td><td>Wako Pure Chemical Industries</td><td>168-23191</td><td></td></tr><tr><td>MEM a, GlutaMax, sin nucleótidos</td><td>Thermo Fisher</td><td>32561037</td><td></td></tr><tr><td>Plato con fondo de vidrio</td><td>MatTek</td><td>P35G-0-10-C</td><td>Plato de 35 mm, cubreobjetos n.º 0, diámetro de vidrio de 10 mm</td></tr><tr><td>Inserto de cultivo celular Millicell</td><td>Merck Millipore</td><td>PICM0RG50</td><td>Diámetro: 315 mm, tamaño de poro: 0,4 mm, material: PTTE hidrófilo</td></tr><tr><td>Placas de cultivo celular de 3,5 cm</td><td>Greiner Bio-One</td><td>627160</td><td></td></tr><tr><td>50 ml / tubo de centrífuga con tapón de triple sellado</td><td>IWAKI</td><td>2345-050</td><td></td></tr><tr><td>Cuchillas desechables de perfil bajo 819</td><td>Leica</td><td>14035838925</td><td></td></tr><tr><td>LSM 710</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>Microscopio confocal</td></tr><tr><td>CellVoyager, CV1000</td><td>Yokogawa Electric Corporation</td><td></td><td>Imágenes time-lapse</td></tr><tr><td>BZ-X700</td><td>KEYENCE</td><td></td><td>Time-lapse imaging</td></tr></tbody></table>

cultivo de tejido ovárico para visualizar fenómenos en ovario de ratón

Ovarian Tissue Culture to Visualize Phenomena in Mouse Ovary

Las hembras mamíferas ovulan periódicamente una cantidad casi constante de ovocitos durante cada ciclo estral. Para sostener tal regularidad y periodicidad, regulación ocurre a nivel de eje hipotalámico-pituitario-gonadal y en el desarrollo de los folículos en el ovario. A pesar de estudios activos, mecanismos de desarrollo del folículo no son claros debido a los varios pasos de la activación del folículo primordial inactiva a la ovulación y debido a la complejidad de la regulación que difiere en cada fase folicular. Para investigar los mecanismos de desarrollo folicular y la dinámica de los folículos durante el ciclo estral, se desarrolló un modelo de cultura de tejido ovárico de ratón que puede ser utilizado para observar el desarrollo folicular utilizando un microscopio. Desarrollo sistemático del folículo, la ovulación periódica y atresia del folículo pueden todas reproducidas en el modelo de ovario cultivadas, y las condiciones de cultivo pueden ser moduladas experimentalmente. Aquí, demostramos la utilidad de este método en el estudio de los mecanismos de regulación del desarrollo folicular y otros fenómenos de ovarianos.

La figura 1 muestra el protocolo para los cambios en los medios de comunicación en cultura del tejido ovárica. Siguiendo este programa, ovarios de ratones ICR 4 semanas de edad fueron cultivadas e imagen a intervalos de 24 h mediante microscopía confocal (figura 2). Durante el cultivo de tejidos de ovario durante 3 semanas, más folículos antrales y secundarios fueron degenerados por atresia del folículo y algunos fueron ovuladas ...

Cultivos de tejido ováricos se puede utilizar como modelos de la atresia de desarrollo, la ovulación y el folículo folículo e indicar mecanismos reguladores de procesos dinámicos de ovarianos.

Cultivo de tejido ovárico para visualizar fenómenos en ovario de ratón

Mammalian females periodically ovulate an almost constant number of oocytes during each estrus cycle. To sustain such regularity and periodicity, ...

Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la investigación de los ovarios sobre el desarrollo de los folículos, la atresia de los folículos y su funcionamiento. La principal ventaja de esta técnica es que podemos reproducir los fenómenos ováricos en condiciones de cultivo controladas para la observación en tiempo real. Para preparar los ovarios de un ratón del Instituto de Investigación del Cáncer de cuatro semanas de edad para el cultivo: Use tijeras y pinzas para recortar el tejido circundante de los ovarios bajo un microscopio estereoscópico y coloque los ovarios limpios en un plato de medio de cultivo fresco.Cuando se hayan recortado todos los ovarios, transfiera los ovarios individuales a un pedazo de papel de filtro humedecido con PBS a 37 grados centígrados y use una cuchilla de micrótomo para cortar cada ovario en cuatro piezas. Transfiera las rodajas a un plato de 3,5 centímetros con un medio de cultivo a 37 grados centígrados y utilice una micropipeta para añadir una gota de aproximadamente 0,5 micrómetros de medio de cultivo en un inserto de cultivo celular por sección de tejido ovárico. En una segunda placa de cultivo celular con fondo de vidri

ovarian-tissue-culture-to-visualize-phenomena-in-mouse-ovary

Research

Investigación

JoVE Journal

Developmental Biology

Biología del Desarrollo

Cultivo de células normales en sus tres dimensiones contexto representa un método alternativo para estudiar los primeros eventos necesarios para la transformación celular y tumorigénesis. Este método se utiliza para producir los ovarios normales y las células del oviducto para estudiar los eventos tempranos en la formación de cáncer de ovario.

Los hidrogeles de alginato para la cultura del órgano en tres dimensiones de los ovarios y oviductos

Este protocolo describe el cultivo primario / co-cultivo de tejido ovárico ratón, utilizando los ovarios de ratones recién nacidos y los folículos ováricos individuales de ratones prepúberes. Las técnicas de cultivo de apoyar el desarrollo de una manera altamente fisiológica, lo que permite la investigación del efecto de los agentes extrínsecos en el ovario, y de las interacciones entre los folículos ováricos.

Cultura y Co-cultura de ratón ovarios y los folículos ováricos

Aquí, presentamos un protocolo para cuantificar los folículos en los ovarios cultivados de ratones jóvenes sin seccionamiento serial. Con inmunofluorescencia de todo órgano y tejido claro, seccionar físico se sustituye por seccionamiento óptico. Este método de preparación de la muestra y visualización mantiene la integridad de órganos y facilita la cuantificación automática de células específicas.

Todo Monte inmunofluorescencia y cuantificación del folículo de los ovarios de ratón cultivadas

Se presenta el cultivo in vitro de la corteza ovárica bovina y el efecto de la dieta nutricional Stair-step sobre el microambiente ovárico. Las piezas de la corteza ovárica se cultivaron durante siete días y se evaluaron los esteroides, las citoquinas y las etapas del folículo. El tratamiento de la dieta Stair-Step había aumentado la esteroidogénesis, lo que resultó en la progresión del folículo en cultivo.

Cultivo de tejido de corteza ovárica bovina

Aquí, presentamos un protocolo optimizado para obtener imágenes de ovarios enteros para análisis cuantitativos y cualitativos utilizando inmunotinción de montaje completo, microscopía multifotónica y visualización y análisis 3D. Este protocolo se adapta al procesamiento de alto rendimiento, confiable y repetible que es aplicable para toxicología, diagnóstico clínico y ensayos genómicos de la función ovárica.

Inmunofluorescencia de ovario completo, limpieza y microscopía multifotónica para el análisis cuantitativo en 3D de la reserva ovárica en desarrollo en ratones

Describimos métodos para cultivar folículos ováricos en un novedoso molde de agarosa sin andamios que complementan la gametogénesis in vitro .

Producción y uso de moldes de agarosa personalizables para cultivo de folículos ováricos de ratón sin andamios

Describimos métodos para aislar células somáticas ováricas de ratón a partir de una fracción del ovario enriquecida con estroma y para generar organoides somáticos ováricos de ratón utilizando un enfoque sin andamiaje.

Investigación del microambiente ovárico: métodos para aislamiento, cultivo 2D y cultivo organoide de células somáticas ováricas de ratón

Aquí presentamos un protocolo que proporciona una herramienta para examinar los mecanismos reguladores de genes específicos durante el desarrollo del hipocampo. El empleo de la electroporación ex útero y el cultivo de cortes organotípicos permite la regulación hacia arriba y hacia abajo de la expresión de genes de interés en células individuales y seguir su destino durante el desarrollo.

Ex Utero electroporación y organotípicos rebanada Cultura de ratón Hipocampo Tissue

El objetivo de este protocolo es para describir un deficitaria y ganancia de función que el método es aplicable para identificar neogenin como un receptor de la etapa específica que lleva a trophectoderm y diferenciación masa celular interna de embriones de preimplantación ratón.

Deficitaria y en el enfoque de ganancia de función de investigar la célula destino temprano Determinantes de preimplantación embriones de ratón

Este trabajo demuestra un nuevo enfoque para evaluar la proliferación, la diferenciación y el potencial de formación de vasos de células madre endoteliales vasculares (VESCs) a través de trasplante de almohadillas de grasa mamaria seguido de preparación de tejido de montaje completo para la observación microscópica. También se presenta una estrategia de seguimiento de linaje para investigar el comportamiento de VESCs in vivo .

Una nueva técnica de trasplante de grasa mamaria para visualizar la generación de vasos de células madre endoteliales vasculares

Aprende a cultivar tejido ovárico de ratón para estudiar el desarrollo folicular, la ovulación y la atresia en tiempo real. Esta técnica permite observar procesos ováricos bajo condiciones controladas en biología reproductiva.

Cultivo de tejido ovárico para visualizar fenómenos en ovario de ratón

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