Comportamiento pruebas para evaluar el déficit funcional causado por la implantación de microelectrodos en la corteza de Motor rata roedor

Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la ingeniería neuronal, como si la implantación de dispositivos tiene implicaciones para la función motora a largo plazo. La principal ventaja de esta técnica es que, a diferencia de la histología de punto final, el comportamiento continuo proporciona una medición global y en tiempo real de la función motora a lo largo del estudio. Para comenzar este procedimiento, inyecte al animal un antibiótico de cefalosporina por vía subcutánea para prevenir la infección y un antiinflamatorio no esteroideo para el manejo del dolor.

A continuación, aplique una pomada oftálmica en los ojos del animal para evitar que se sequen. Con cortaúñas para animales pequeños, corte las uñas de los pies para evitar que el animal se rasque las suturas durante la cicatrización de la herida después de la cirugía. Posteriormente, proporcionar un analgésico local con una inyección subcutánea de bupivacaína en la zona de la incisión en la cabeza del animal.

Monta al animal en un marco estereotáxico usando barras en los oídos para evitar que la cabeza se mueva durante la cirugía. Luego coloque una almohadilla térmica de agua circulante debajo del animal para mantener su temperatura interna. Después, frote el área quirúrgica con una solución alterna de Betadine y exfoliantes de isopropanol.

A continuación, se realiza un pinzamiento del dedo del pie según el protocolo institucional para asegurar que el animal se encuentre bajo el plano quirúrgico. Para preparar al animal para la implantación, haga una incisión de aproximadamente una pulgada a lo largo de la línea media para exponer el cráneo. Retire sin rojez el periostio con un aplicador con punta de algodón y detenga el sangrado con un trozo de gasa.

A continuación, retraiga el tejido circundante con pinzas de cocodrilo o hemostáticos. Después de limpiar el cráneo, aplique unas gotas de adhesivo tisular a base de cianoacrilato en el cráneo expuesto para mejorar la unión del cemento dental en pasos posteriores. En el hemisferio elegido, marque la región de la corteza motora correspondiente al movimiento de la pata delantera creando una muesca en el hueso.

Extirpe una parte del cráneo con un taladro dental de punta redondeada de 1,75 milímetros, teniendo especial cuidado de no perforar demasiado rápido o demasiado profundo. El taladro debe aplicarse en el cráneo de forma intermitente para evitar el sobrecalentamiento. Con solución salina y succión ligera, elimine cualquier residuo óseo del cráneo.

Tenga cuidado de no dañar la duramadre durante la perforación. A continuación, utilice rongeurs finos o micropinzas curvas para extraer el hueso restante. Después, refleja la duramadre con una púa de duramadre de 45 grados, con un gancho fino.

Limpie cualquier sangrado con un aplicador con punta de algodón y solución salina, teniendo cuidado de no tocar directamente la superficie del cerebro. Para insertar el microelectrodo en la corteza motora, monte con cuidado el microelectrodo esterilizado en el soporte universal del marco estereotáxico, teniendo cuidado de no golpear el vástago del electrodo. Asegúrese de que el conector de interfaz de la etapa principal del electrodo esté firmemente sujeto por el soporte.

Usando el micromanipulador en el marco estereotáxico, coloque cuidadosamente la punta del electrodo sobre la craneotomía abierta. Baje suavemente el electrodo aproximadamente dos milímetros en el cerebro. Tenga cuidado de evitar cualquier vasculatura visible siempre que sea posible.

Para la inserción manual/manual, como se demuestra aquí, se utilizan micropinzas para insertar el microelectrodo falso de silicona no funcional. Una vez que el electrodo esté en su lugar, suelte con cuidado el conector del soporte universal y retraiga el brazo de inserción. Limpie cuidadosamente cualquier sangrado alrededor del electrodo con un aplicador con punta de algodón y solución salina.

A continuación, selle la craneotomía alrededor del electrodo implantado con un elastómero de silicona. A continuación, fije el electrodo al cráneo con cemento dental. Una vez que el cemento esté completamente seco, junte los bordes de la incisión en la parte delantera y trasera de la tapa de la cabeza de cemento y suérelos.

En el caso de los implantes no funcionales, se puede cerrar toda la incisión. Para comenzar la prueba de rejilla en campo abierto, coloque al animal en el centro de la rejilla de espaldas al probador. Permita que el animal corra libremente durante tres minutos mientras graba un video.

Cuando el animal haya terminado la prueba, retírelo de la rejilla y límpiela a fondo con un esterilizante a base de dióxido de cloro. Analice el número de líneas de cuadrícula cruzadas, la distancia total recorrida y la velocidad máxima del animal como métricas de la función motora gruesa utilizando un software de seguimiento de video. Para las pruebas de escalera, se requiere una semana de entrenamiento antes de registrar las puntuaciones de referencia previas a la cirugía.

Luego, transfiera al animal a una jaula de retención limpia temporal para comenzar la prueba de escalera. Coloca la escalera de manera que haga un puente entre dos jaulas. El extremo inicial de la escalera descansa sobre una jaula limpia, y el extremo final descansa en la jaula de origen del animal para servir como motivación para completar la carrera.

Coloque la cámara de video utilizada para filmar las pruebas de escalera en un trípode en el centro de la escalera alrededor de la altura del peldaño. Con una cámara de video en marcha, sostenga al animal en la línea de salida de la escalera, permitiendo que sus patas delanteras toquen el primer peldaño. Deja que la rata cruce la escalera a su propio ritmo.

El tiempo transcurrido entre el momento en que la pata del animal toca el primer peldaño y la meta del antepenúltimo peldaño determinará el tiempo que tendrá el animal para cruzar. Si el animal se da la vuelta en la escalera o no se mueve durante un período de 20 segundos, considere que el animal falla. Asígnele un tiempo de puntuación de penalización por cada carrera fallida y determine el tiempo de penalización por el rendimiento más lento registrado durante las pruebas previas a la cirugía.

Permita que cada animal cruce la escalera cinco veces por día de prueba con aproximadamente un minuto de descanso entre cada carrera. Promedie las tres carreras más rápidas por día como una métrica de la función motora fina. Además, registre el número de veces que cada una de las patas delanteras se desliza de los peldaños utilizando un software de seguimiento de video.

Para la prueba de fuerza de agarre, coloque el medidor de fuerza de agarre en el borde del mostrador con el manillar de agarre extendido sobre el suelo. Luego, permita que el animal agarre el manillar con ambas patas delanteras mientras sostiene al animal por la base de la cola. Una vez que el animal tenga un agarre firme con cada pata, retírelo del metro por la base de la cola con una fuerza lenta y constante.

Registre la fuerza máxima de agarre ejercida por el animal mediante el medidor de fuerza de agarre. Pruebe a cada animal tres veces por día de prueba con aproximadamente dos minutos de descanso entre cada prueba. Como métrica de la función motora fina, registre y promedie la fuerza de agarre máxima de cada una de las tres pruebas.

Solo se observaron diferencias significativas en el rendimiento de la rejilla de campo abierto entre los animales de control y los implantados en la primera semana de pruebas después del período de recuperación. No hubo diferencias en el rendimiento durante el resto del estudio, lo que indica que no hubo un déficit de la función motora gruesa a largo plazo. Aparte de la primera semana de pruebas posteriores a la recuperación, los animales de control cruzan la escalera significativamente más rápido que los animales implantados.

Los animales implantados no fueron capaces de mantener las velocidades de cruce de la escalera antes de la cirugía, lo que indica posibles déficits en la función motora fina. Esto se ve respaldado por el aumento de la incidencia de deslizamientos de la pata derecha en animales implantados, en correlación con la región del cerebro que recibe un implante. Los animales de control a menudo lograron resultados de fuerza de agarre significativamente más altos en comparación con los animales implantados en el transcurso del estudio.

Además, los animales implantados tuvieron un rendimiento significativamente inferior al rendimiento inicial inmediatamente después de la recuperación, pero mejoraron con el tiempo y volvieron al rendimiento basal. Aquí se muestra la correlación entre el rendimiento de la escalera y la intensidad de la fluorescencia de la inmunoglobulina G, un marcador de la permeabilidad de la barrera hematoencefálica. Se encontró un coeficiente de correlación de 0,901, lo que indica una correlación muy fuerte.

Una vez dominada, esta técnica se puede realizar en aproximadamente 30 minutos por animal por sesión de pruebas. Al intentar este procedimiento, es importante reducir las variables ambientales, ya que pueden distraer a los animales de la tarea en cuestión. Después de este procedimiento, se pueden realizar otros métodos, como la inmunohistoquímica u otras técnicas de imagen óptica, con el fin de investigar la respuesta celular o tisular a la microelectrónica implantada.

Después de ver este video, debe tener una buena comprensión de cómo realizar un ensayo rápido, simple y repetible para los déficits motores gruesos y finos que pueden surgir de la implantación del dispositivo o una lesión en la corteza motora primaria.