Name: Grabaciones de Sensillum solo para langosta palpo Sensilla Basiconica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 16 s
Description: Aprende a realizar grabaciones de sensillum único en sensilla basiconica de palpos de langosta usando electrodos de tungsteno. Este método permite estudiar respuestas neuronales olfativas y mecanismos de quimiorrecepción en insectos.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este trabajo es apoyado por una beca de la Fundación Nacional de Ciencias naturales de China (No.31472037). Cualquier mención de nombres comerciales o productos comerciales en este artículo es únicamente con el propósito de proporcionar información específica y no implica una recomendación.

1. preparación de instrumentos y del insecto
<ol><li>
Preparación de tungsteno electrodos y estímulos soluciones
	<ol>
<li>Fijar un nuevo alambre de tungsteno (0,125 mm de diámetro, longitud de 75 mm) en un micromanipulador y afilar en una solución de nitrito (NaNO2) de sodio 10% (p/v) en una jeringa de 10 V proporcionado por una fuente de alimentación para 1 min. bajo un estereomicroscopio (aumento de X 40).</li>
		<li>Sumerja el alambre de tungsteno afilada repetidamente en la NaNO2 solución al 10%, aproximadamente de 4 mm a 5 V en < 1 minuto (figura 1A).</li>
		<li>Examinar el diámetro de la punta de tungsteno afilada con frecuencia bajo el estereomicroscopio hasta que esté lo suficientemente fina para penetrar la cutícula de un sensillum olfativa del palpo de langostas (figura 1B).</li>
		<li>Preparar las soluciones de estímulo. Diluir cada uno de la sustancia de estímulo químico en aceite mineral. Diluir 1-nonanol y ácido nonanoico en diluciones de 10%. Diluir E-2-hexenal y hexanal en 10-2, 10-3, 10-4y 10-5.</li>
		<li>Preparar Pasteur los tubos que llevan los estímulos: Inserte las tiras de papel de filtro (de 2 cm de largo, de 0,5 cm de ancho) en los tubos de Pasteur, agregar las soluciones diluidas de estímulo (cada 10 μl) a las tiras de papel de filtro y luego conecte los tubos de Pasteur con pipetas (1 ml).</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Preparar el insecto
	<ol>
<li>Posterior las langostas (Locusta migratoria) con plántulas de trigo fresco bajo condiciones de hacinamiento en una humedad relativa de 60%, una temperatura de 28-30 ° C y un fotoperíodo de 18:6 h (luz: oscuridad). Elija de 1 a 3 días de edad: 5º instar ninfas de langosta y quitar las antenas con tijeras finas para evitar cualquier interferencia durante la grabación.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Preparar el soporte del palpo maxilar langosta
	<ol>
<li>Utilizar un portaobjeto (25 x 75 mm) como la base del soporte del palpo maxilar (MPH). Póngale un trozo de plástico (1 mm de altura, 10 mm de ancho, 35 mm de longitud) en una esquina de la diapositiva de cristal con cinta adhesiva de doble cara y finalmente fijar un cubierta de vidrio (18 mm x 18 mm) encima de la pieza de plástico con cinta adhesiva de doble cara. Coloque un pedazo pequeño de cinta de goma roja en la cubierta de vidrio como una capa de antideslizante. La pieza de plástico y el vidrio de la cubierta constituyen la plataforma para el palpo de langosta. La altura de la plataforma es de aproximadamente 1,5 mm.</li>
		<li>Instalar un alambre de tungsteno (diámetro de 0,125 mm, 36 mm de longitud) a una distancia de 1,5 mm paralelo al interior borde de la plataforma. Fijar los dos extremos del cable a la plataforma con cinta adhesiva de doble cara.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. preparación de palpos maxilares de langosta
<ol><li>Cortar un tubo de centrífuga (1.5 ml) verticalmente por la mitad y cortar la parte inferior. Ponga la langosta en el tubo preparado. Salir de la región ventral y la cabeza de la langosta expuesta. Fijar el conjunto a la diapositiva de cristal con cinta adhesiva de doble cara (figura 2A).</li>
	<li>Tire el palpo maxilar derecho en la plataforma.</li>
	<li>Poner el alambre de tungsteno en el cuarto segmento de la palpo. Coloque masilla adhesiva a cada lado del alambre de tungsteno, unos 2 mm de la palpo maxilar (figura 2A y 2B).</li>
</ol>3. solo Sensillum grabaciones
<ol><li>Colocar la preparación de langosta palpo maxilar bajo un microscopio a bajo aumento (100 X). Ajuste la posición de la preparación hasta que el palpo es perpendicular al electrodo de la grabación (Figura 3A).</li>
	<li>Insertar el electrodo de referencia (electrodo de tungsteno) en el ojo de la langosta mediante un micromanipulador. Mover el electrodo de la grabación (electrodo de tungsteno) cerca el palpo maxilar con el instrumental quirúrgico (figura 3B y 3C).</li>
	<li>Ajuste el dispositivo de entrega de olor a aproximadamente 1 cm desde el palpo maxilar (figura 3B).</li>
	<li>Abra el software de grabación Auto punto 32. Configurar los parámetros de grabación como sigue: la escala de grabación 500 μV; el alta corte del filtro de 300 Hz, el límite baja a 200 Hz; y pretrigger en 10 s.</li>
	<li>Conectar el electrodo de la grabación a un 10 x amplificador de AC/DC universal.</li>
	<li>Interruptor del microscopio a un aumento alto de (500 X). Insertar el electrodo de registro en la base de un sensillum de basiconic en el palpo maxilar y delicadamente ajustar el electrodo de la grabación para obtener buena picos espontáneos (figura 3D).</li>
	<li>Abra el controlador de estímulo para entregar una corriente de aire continua a 20 ml/s. establecer el tiempo de estimulación 1 señales de registro s. para 10 s, a partir de 10 s antes de la aparición del pulso del estímulo.</li>
	<li>Utilice un amplificador de AC/DC universal de 10 x para amplificar las señales. Alimentan las señales de los 4 de IDAC. Analizar las señales con el software Auto punto 32. Señales de CA son band-pass filtrada entre 200 a 300 Hz. uso Auto punto 32 para distinguir las amplitudes pico a través de ruidos. Calcular las respuestas de las neuronas como los aumentos en la frecuencia del potencial de acción (espigas por segundo) sobre las frecuencias espontáneas. Realizar un análisis estadístico utilizando GraphPad Prisma 7.</li>
</ol>

<ol><li>Carey, A. F., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+olfaction+from+model+systems+to+disease+control%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Insect olfaction from model systems to disease control.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (32), 12987-12995 (2011).</li>
<li>Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odorant+reception+in+insects%3A+roles+of+receptors%2C+binding+proteins%2C+and+degrading+enzymes%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Entomology%22%5BJournal%5D)">Odorant reception in insects: roles of receptors, binding proteins, and degrading enzymes.</a> Annual Review of Entomology. 58, 373-391 (2013).</li>
<li>Zhang, J., Walker, W. B., Wang, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pheromone+reception+in+moths%3A+from+molecules+to+behaviors%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Molecular+Biology+and+Translational+Science%22%5BJournal%5D)">Pheromone reception in moths: from molecules to behaviors.</a> Progress in Molecular Biology and Translational Science. 130, 109-128 (2015).</li>
<li>Vosshall, L. B., Amrein, H., Morozov, P. S., Rzhetsky, A., Axel, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+spatial+map+of+olfactory+receptor+expression+in+the+Drosophila+antenna%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A spatial map of olfactory receptor expression in the Drosophila antenna.</a> Cell. 96 (5), 725-736 (1999).</li>
<li>Benton, R., Vannice, K. S., Gomez-Diaz, C., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variant+ionotropic+glutamate+receptors+as+chemosensory+receptors+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Variant ionotropic glutamate receptors as chemosensory receptors in Drosophila.</a> Cell. 136 (1), 149-162 (2009).</li>
<li>Vosshall, L. B., Stocker, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+architecture+of+smell+and+taste+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Molecular architecture of smell and taste in Drosophila.</a> Annual Review of Neuroscience. 30, 505-533 (2007).</li>
<li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li>
<li>Roelofs, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex+pheromone+production+and+perception+in+European+corn+borer+moths+is+determined+by+both+autosomal+and+sex-linked+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Sex pheromone production and perception in European corn borer moths is determined by both autosomal and sex-linked genes.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 84 (21), 7585-7589 (1987).</li>
<li>Larsson, M. C., Leal, W. S., Hansson, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Olfactory+receptor+neurons+detecting+plant+odours+and+male+volatiles+in+Anomala+cuprea+beetles+%28Coleoptera%3A+Scarabaeidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Physiology%22%5BJournal%5D)">Olfactory receptor neurons detecting plant odours and male volatiles in Anomala cuprea beetles (Coleoptera: Scarabaeidae).</a> Journal of Insect Physiology. 47 (9), 1065-1076 (2001).</li>
<li>Zhang, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+basis+of+alarm+pheromone+detection+in+aphids%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Molecular basis of alarm pheromone detection in aphids.</a> Current Biology. 27 (1), 55-61 (2017).</li>
<li>Cui, X., Wu, C., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+response+patterns+of+16+olfactory+neurons+from+the+trichoid+sensilla+to+odorant+from+fecal+volatiles+in+the+locust%2C+Locusta+migratoria+manilensis%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Insect+Biochemistry+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological response patterns of 16 olfactory neurons from the trichoid sensilla to odorant from fecal volatiles in the locust, Locusta migratoria manilensis.</a> Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 77 (2), 45-57 (2011).</li>
<li>Sharma, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cuticular+hydrocarbon+pheromones+for+social+behavior+and+their+coding+in+the+ant+antenna%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Cuticular hydrocarbon pheromones for social behavior and their coding in the ant antenna.</a> Cell Reports. 12 (8), 1261-1271 (2015).</li>
<li>de Bruyne, M., Clyne, P. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odor+coding+in+a+model+olfactory+organ%3A+the+Drosophila+maxillary+palp%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Odor coding in a model olfactory organ: the Drosophila maxillary palp.</a> Journal of Neuroscience. 19 (11), 4520-4532 (1999).</li>
<li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maxillary+palps+are+broad+spectrum+odorant+detectors+in+Culex+quinquefasciatus%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Senses%22%5BJournal%5D)">Maxillary palps are broad spectrum odorant detectors in Culex quinquefasciatus.</a> Chemical Senses. 32 (8), 727-738 (2007).</li>
<li>Lu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Biology%22%5BJournal%5D)">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Current Biology. 17 (18), 1533-1544 (2007).</li>
<li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> Journal of Visualized Experiments. 36, e1725(2010).</li>
<li>Grant, A. J., Wigton, B. E., Aghajanian, J. G., O'Connell, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+responses+of+receptor+neurons+in+mosquito+maxillary+palp+sensilla+to+carbon+dioxide%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Physiology+A%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological responses of receptor neurons in mosquito maxillary palp sensilla to carbon dioxide.</a> Journal of Comparative Physiology A. 177 (4), 389-396 (1995).</li>
<li>Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ultrastructure+of+an+olfactory+sensillum+on+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+%28L.%29%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Research%22%5BJournal%5D)">The ultrastructure of an olfactory sensillum on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.).</a> Cell and Tissue Research. 184 (3), 397-409 (1977).</li>
<li>Hassanali, A., Njagi, P. G. N., Bashir, M. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+ecology+of+locusts+and+related+acridids%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Entomology%22%5BJournal%5D)">Chemical ecology of locusts and related acridids.</a> Annual Review of Entomology. 50, 223-245 (2005).</li>
<li>Chapman, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contact+chemoreception+in+feeding+by+phytophagous+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Entomology%22%5BJournal%5D)">Contact chemoreception in feeding by phytophagous insects.</a> Annual Review of Entomology. 48, 455-484 (2003).</li>
<li>Chapman, R. F., Sword, G. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF01049149">The importance of palpation in food selection by a polyphagous grasshopper (Orthoptera: Acrididae).</a> Journal of Insect Behavior. 6, 79-91 (1993).</li>
<li>Winstanley, C., Blaney, W. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.1978.tb02839.x/abstract">Chemosensory mechanisms of locusts in relation to feeding.</a> Entomologia Experimentalis et Applicata. 24, 750-758 (1978).</li>
<li>Blaney, W., Duckett, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+significance+of+palpation+by+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+%28L.%29%3A+an+electrophysiological+and+behavioural+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">The significance of palpation by the maxillary palps of Locusta migratoria (L.): an electrophysiological and behavioural study.</a> Journal of Experimental Biology. 63, 701-712 (1975).</li>
<li>Blaney, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+responses+of+the+terminal+sensilla+on+the+maxillary+palps+of+Locusta+migratoria+%28L.%29+to+some+electrolytes+and+non-electrolytes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological responses of the terminal sensilla on the maxillary palps of Locusta migratoria (L.) to some electrolytes and non-electrolytes.</a> Journal of Experimental Biology. 60, 275-293 (1974).</li>
<li>Jin, X., Zhang, S., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+odorant-binding+and+chemosensory+proteins+and+spatial+map+of+chemosensilla+on+labial+palps+of+Locusta+migratoria+%28Orthoptera%3A+Acrididae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Anthropod+Structure+%26+Development%22%5BJournal%5D)">Expression of odorant-binding and chemosensory proteins and spatial map of chemosensilla on labial palps of Locusta migratoria (Orthoptera: Acrididae).</a> Anthropod Structure & Development. 35 (1), 47-56 (2006).</li>
<li>Zhang, L., Li, H., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+olfactory+pathways+to+detect+aldehydes+on+locust+mouthpart%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Biological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Two olfactory pathways to detect aldehydes on locust mouthpart.</a> International Journal of Biological Sciences. 13 (6), 759-771 (2017).</li>
<li>Dweck, H. K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Olfactory+channels+associated+with+the+Drosophila+maxillary+palp+mediate+short-+and+long-range+attraction%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Olfactory channels associated with the Drosophila maxillary palp mediate short- and long-range attraction.</a> eLife. 5, e14925(2016).</li>
<li>Bohbot, J. D., Sparks, J. T., Dickens, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+maxillary+palp+of+Aedes+aegypti%2C+a+model+of+multisensory+Integration%5BTitle%5D)+AND+%22Insect+Biochemistry+and+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">The maxillary palp of Aedes aegypti, a model of multisensory Integration.</a> Insect Biochemistry and Molecular Biology. 48, 29-39 (2014).</li>
<li>Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+recording+from+Drosophila+labellar+taste+sensilla%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla.</a> Journal of Visualized Experiments. 84, e51355(2014).</li>
<li>Ng, R., Lin, H. H., Wang, J. W., Su, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+recording+from+Drosophila+trichoid+sensilla+in+response+to+odorants+of+low+volatility%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological recording from Drosophila trichoid sensilla in response to odorants of low volatility.</a> Journal of Visualized Experiments. 125, e56147(2017).</li>
<li>Syed, Z., Leal, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+measurements+from+a+moth+olfactory+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological measurements from a moth olfactory system.</a> Journal of Visualized Experiments. 49, e2489(2011).</li>
<li>Saha, D., Leong, K., Katta, N., Raman, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multi-unit+recording+methods+to+characterize+neural+activity+in+the+locust+%28Schistocerca+Americana%29+olfactory+circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Multi-unit recording methods to characterize neural activity in the locust (Schistocerca Americana) olfactory circuits.</a> Journal of Visualized Experiments. 71, e50139(2013).</li>
<li>Liu, F., Liu, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+single+sensillum+recording+to+detect+olfactory+neuron+responses+of+bed+bugs+to+semiochemicals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Using single sensillum recording to detect olfactory neuron responses of bed bugs to semiochemicals.</a> Journal of Visualized Experiments. 107, e53337(2016).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Insectos dependen de palpos para detectar olores de alimentos y los palpos se creen que juegan un papel importante en la especiación13,27. Los palpos son órganos olfativos simples y están recibiendo una atención creciente como un modelo atractivo para la exploración de la neuromolecular redes subyacentes chemosensation28.
Insectos labellar y palpo SSRs se han realizado con éxito en Drosophila melanogaster</e...

Los animales han desarrollado una serie de órganos quimiosensoriales que detecta señales químicas exógenas. En los insectos, los órganos quimiosensoriales más importantes son las antenas y los palpos. En estos órganos, varios tipos de pelos quimiosensoriales, llamados chemosensory sensilla, están inervados por neuronas quimiosensoriales (CSNs) dentro de los pelos. CSNs en sensilla chemosensory reconocen señales químicas específicas a través de la transducción de estímulos químicos a potenciales eléctricos que posteriormente se transfieren hasta el sistema nervioso central1,2,3 .
CSNs expresan receptores quimiosensoriales varios [p. ej., receptores de olor (ORs)], ionotrópicos (IRs) de los receptores y los receptores gustativos (GRs) en sus membranas, que codifican señales químicos exógenos asociados con diferentes tipos de chemosensation 4,5,6. La caracterización de CSNs es clave para el esclarecimiento de los mecanismos celulares y moleculares de insectos quimiorrecepción. Ahora solo sensillum grabación (SSR) es una técnica ampliamente utilizada para la caracterización de insecto CSNs en la sensilla antenal de muchos insectos, incluyendo moscas7,8de polillas, escarabajos de9,10de áfidos, langostas11, y las hormigas12. Sin embargo, pocos estudios han aplicado un SSR a palpos insectos13,14,15,16,17, ya que las estructuras particulares de su sensillo un grabación electrofisiológica difícil18.
Enjambres de langostas (Orthoptera) a menudo causan graves daños y pérdidas económicas19. Los palpos se creen que juegan un papel importante en la selección del alimento de langosta20,21,22,23,24. Dos tipos de chemosensory sensilla son investigados por un microscopio electrónico de barrido (SEM). Generalmente, se observan en cada cúpula de langosta palpos18350 sensilla chaetica y sensilla basiconica de 7-8. Chaetica sensillo son sensillo gustativo que detecta señales químicas no volátil, mientras que sensillo basiconica tienen una función olfativa, detección de señales químicas volátiles.
En palpos de la langosta, los diámetros de las tomas del pelo de la basiconica de la sensilla (ca. 12 μm), son mucho mayores que los de sensilla chaetica (ca. 8 μm)18,25. La pared cuticular de la basiconica sensilla en los palpos es mucho más gruesa que el de sensillo antenal18. Además, la cúpula de la palpo tiene líquido contenido dentro de una cutícula flexible. Estas características significan que una penetración con un microelectrodo y adquisición de señales electrofisiológicas buena es más difícil que para sensillo antenal. En este documento, un protocolo SSR detallado y altamente eficaz para langosta palpo sensilla basiconica se presenta con un video.

<table><tbody><tr><td>Alambre de tungsteno</td><td>ADVENT</td><td>W559504</td><td>Se utiliza para fabricar el electrodo y fijar el palpo</td></tr><tr><td>NaNO2</td><td>Sigma-aldrich</td><td>563218-25G</td><td>Se utiliza para afilar el alambre de tungsteno</td></tr><tr><td>Fuente de alimentación de CA</td><td>Syntech</td><td>A2-70</td><td>Proporcionando el voltaje en el afilado del alambre de tungsteno</td></tr><tr><td>Estereoscopio</td><td>Motic</td><td>SMZ-163</td><td>Utilizado para observar el afilado de alambre de tungsteno</td></tr><tr><td>Microscopio</td><td>Olympus</td><td>W-51</td><td>Se utiliza para observar la sensilla en la langosta, palpos maxilares</td></tr><tr><td>Controlador inteligente de adquisición de datos</td><td>Syntech</td><td>IDAC-4</td><td>Visualización en pantalla en tiempo real de todas las señales antes y durante la grabación</td></tr><tr><td>Controlador de estímulos</td><td>Syntech</td><td>CS-55</td><td>Se utiliza para controlar la aplicación de estímulos</td></tr><tr><td>Electrónica micromanipulador</td><td>C.M.D.T</td><td>CFT-8301D</td><td>Se utiliza para el movimiento menor del electrodo de registro</td></tr><tr><td>Micromanipulador</td><td>Narishige</td><td>MN-151</td><td>Se utiliza para el movimiento menor del electrodo de referencia</td></tr><tr><td>Altavoz</td><td>EDIFIER</td><td>R101T06</td><td>Conectado con IDAC-4 y proporcionando sonido para la señal</td></tr><tr><td>Base magnética</td><td>PDOK</td><td>PD-101</td><td>Se utiliza para sujetar el electrodo y el tubo de entrega de estímulos</td></tr><tr><td>Mesa de aislamiento de vibraciones</td><td>TianHe</td><td>HAP-100-1208</td><td>Se utiliza para aislar la vibración del equipo</td></tr><tr><td>Corredera de vidrio</td><td>CITOGLAS</td><td>ZBP-407</td><td>Se utiliza para hacer la base para el MPH</td></tr><tr><td>Blu-tack</td><td>Bostik</td><td>Blu-tack-45g</td><td>Fijación del tubo de tungsteno</td></tr><tr><td>Pasteur</td><td>YARE</td><td>WITEG</td><td>Colocación del papel de filtro que contiene soluciones de estímulos</td></tr></tbody></table>

grabaciones de sensillum solo para langosta palpo sensilla basiconica

Single Sensillum Recordings for Locust Palp Sensilla Basiconica

Los palpos de piezas bucales de la langosta se consideran órganos gustativos convencionales que juegan un papel importante en la selección de alimentos de una langosta, especialmente para la detección de señales químicas no volátil por sensilla chaetica (anteriormente llamado terminal sensilla o sensillo crested). Hay creciente evidencia de que estos palpos tienen también una función olfatoria. Un receptor odorante (LmigOR2) y una proteína odorante (LmigOBP1) han sido localizados en las neuronas y células de accesorio, respectivamente, en el basiconica sensilla de los palpos. Sensillum sola grabación (SSR) se utiliza para registrar las respuestas de las neuronas receptoras del olor, que es un método eficaz para la detección de ligandos activos sobre los receptores de olor específico. SSR se utiliza en estudios funcionales de receptores odorantes en sensillo palp. La estructura de la basiconica sensilla situado en la cúpula de los palpos difiere un poco de la estructura de los de las antenas. Por lo tanto, cuando se realiza un SSR provocada por olores, algunos consejos específicos pueden ser útil para la obtención de resultados óptimos. En este papel, se presenta un protocolo detallado y altamente eficaz para un SSR de insectos palpo sensilla basiconica.

Se identifican dos subtipos sensilla (pb1 y pb2) en el palpo maxilar de langosta basado en dinámica de respuesta a olores químicos (10% 1-nonanol y 10% de ácido nonanoico). Las neuronas en pb1 producen significativamente más picos 1-nonanol de ácido nonanoico mientras las neuronas en pb2 son significativamente que menos activa 1-nonanol comparado con ácido nonanoico (figura 4). Hexanal y E-2-Hexenal pueden evocar un palpo langosta apertura respuesta (POR)<sup...

Este papel describe un protocolo detallado y muy eficaz para las grabaciones de solo sensillum de la basiconica sensilla en los palpos de partes bucales de insectos.

Grabaciones de Sensillum solo para langosta palpo Sensilla Basiconica

The palps of locust mouthparts are considered to be conventional gustatory organs that play an important role in a locust&#39;s food selection, especially ...

El objetivo general de este procedimiento es introducir un protocolo detallado y altamente efectivo para realizar registros de sensillum individuales del insecto Sensilla Basiconica. Desde que se domina puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la quimiorrecepción de disección. Al permitir la presencia de un receptor odorante específico en la sensibilidad palpos.La principal ventaja de esto es que utilizamos una flauta dulce Sensilla Basiconia de langosta de los palpos. Para preparar los electrodos de tungsteno, primero conecte un nuevo alambre de tungsteno a un micromanipulador y obsérvelo con un aumento de 40 veces. Ahora afila el cable entregándole 10 voltios mientras usa una jeringa para aplicar nitrito de sodio al 10%.Luego reduzca la potencia a cinco voltios y durante un minuto sumerja repetidamente cuatro milímetros del cable afilado en una solución de nitrito de sodio. Cuando está en uso, la punta debe ser lo suficientemente fina como para penetrar en la cutícula de un palpo de langosta. A continuación, prepare las soluciones de estímulo.Diluir cada una de las sustancias de estímulo químico en aceite mineral. Hacer diluciones al 10% de 1-Nonanol y ácido Nonano

single-sensillum-recordings-for-locust-palp-sensilla-basiconica

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Las respuestas electrofisiológicas de las neuronas sensoriales olfativas a los olores pueden ser medidos en los insectos a partir de grabaciones individuales sensillum. En este artículo de vídeo vamos a demostrar cómo realizar grabaciones individuales sensillum en las antenas de la mosca del vinagre...

Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae</em

Sistemas olfativos de insectos proporcionan oportunidades únicas para el registro de olor inducida por las respuestas en las formas de electroantennograms (EAG) y las grabaciones individuales sensillum (SSR), que se resumen las respuestas de todas las neuronas del receptor odorante (ORNs), ubicado en la antena y de los alojados en individuales sensilla, respectivamente.

Las mediciones electrofisiológicas de un sistema olfativo Polilla

Este artículo describe un método electrofisiológico para aislar a la estimulación química sensilla individuales a través extracelular, punta-grabaciones en aceite mineral.

Electrofisiología del Escorpión Peg sensilla

En este video, una mosca Drosophila viva está montada en un tubo para estudios electrofisiológicos. Los electrodos se colocan en la base del sensillum para registrar respuestas neuronales específicas a las feromonas con las neuronas receptoras olfativas de la mosca.

Registros electrofisiológicos de Drosophila sensilla en respuesta a odorantes volátiles

Demostramos variaciones de la técnica de grabación extracelular de múltiples unidades para caracterizar el mal olor respuestas evocadas en las tres primeras etapas de la vía olfativa invertebrado. Estas técnicas se pueden adaptar fácilmente para examinar la actividad conjunto en otros sistemas neurales también.

Varias unidades Métodos de grabación para caracterizar la actividad neuronal en el Locust (<em&gt; Schistocerca americana</em&gt;) Circuitos olfativas

Este protocolo describe registro extracelular de los potenciales de acción respuestas disparados por las neuronas gustativas labellar en Drosophila.

Electrofisiológico Grabación desde<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Taste Sensilla

Las chinches dependen de las neuronas receptoras olfativas alojadas en su sensibilidad olfativa antenal para detectar semioquímicos en el medio ambiente. Utilizando el registro de un solo sensillum, demostramos un método para evaluar la respuesta de las chinches a los semioquímicos y exploramos el proceso de codificación involucrado.

Uso Individual sensillum grabación para detectar respuestas olfativo neurona de chinches de cama a Semioquímicos

Este artículo describe un protocolo de hibridación in situ detallado y altamente eficaz, especialmente para los genes de receptores Odorantes expresados ​​de bajo nivel (OR), así como otros genes, en antenas de insectos usando sondas marcadas con biotina o marcadas con digoxigenina (DIG).

Localización de Genes Receptor Odorante en Antenas Locustinas por RNA<em&gt; In Situ</em&gt; Hibridación

El objetivo general de este protocolo es demostrar cómo presentar olorosos de baja volatilidad para el registro de un solo sensor de Drosophila neuronas receptoras olfativas que responden a la cadena larga de feromonas cuticulares.

Registro electrofisiológico de<em&gt; Drosophila</em&gt; Tricoide Sensilla en Respuesta a Odorantes de Baja Volatilidad

Con el fin de observar la ultraestructura de los insectos sensilla, se presentó en el estudio el protocolo de preparación de muestras de escaneo y transmisión electrónica (SEM y TEM, respectivamente). Se añadió Tween 20 en el fijador para evitar la deformación de la muestra en SEM. La microscopía de fluorescencia fue útil para mejorar la precisión del corte en TEM.

Método de preparación de muestras de microscopio electrónico de escaneo y transmisión para los apéndices del escarabajo carpintero

Un método de registro electrofisiológico poco utilizado, el registro de base, permite el análisis de las características de la codificación del gusto que no pueden ser examinadas por los métodos convencionales de registro. El registro de la base también permite el análisis de las respuestas gustativas a estímulos hidrofóbicos que no pueden estudiarse con los métodos electrofisiológicos tradicionales.

Registro de bases: una técnica para analizar las respuestas de las neuronas gustativas en Drosophila

Aprende a realizar grabaciones de sensillum único en sensilla basiconica de palpos de langosta usando electrodos de tungsteno. Este método permite estudiar respuestas neuronales olfativas y mecanismos de quimiorrecepción en insectos.

Grabaciones de Sensillum solo para langosta palpo Sensilla Basiconica

Explorar más videos