Un nuevo método sencillo para la medida de lipofilicidad (logP) ¹⁹F NMR espectroscopia

Hemos desarrollado un método sencillo para la medición de la lipofilia de compuestos frenéticos utilizando LA RMN de flúor que es lo suficientemente acre lo suficiente como para reproducir medimos pequeñas diferencias en la lipofilia. Este método se puede utilizar para estudiar sistemáticamente el impacto de la formación de compuestos orgánicos en los cambios de lipofilia cambiantes resueltos, que es de interés en la química medicinal general. Las ventajas de este método incluyen que los compuestos no tienen que ser reactivos, y no tienen que ser completamente puros.

No hay necesidad de medir la masa o los volúmenes exactos, y no hay necesidad de establecer curvas de calibración. Se debe elegir un compuesto de referencia adecuado y evitar la contaminación cruzada de la alícuota durante la fase de muestreo. En este video demostraremos las habilidades prácticas apropiadas para el muestreo, el sellado de tubos de RMN y el uso correcto del software de RMN para el procesamiento de datos.

Añadir 6,0 miligramos de Compuesto X y 3,0 miligramos del Compuesto de Referencia a un matraz en forma de pera de 10 mililitros. Disuelva los compuestos en aproximadamente dos mililitros de n-octanol de grado HPLC y agregue dos mililitros de agua de grado HPLC. Coloque los matraces dentro de un receptáculo de temperatura controlada por encima de una placa de agitación y conéctelos a un enfriador de recirculación.

Revuelva la mezcla bifásica a 25 grados Celsius durante dos horas, con la velocidad de agitación establecida a 600 RPM. Equilibrar la mezcla a 25 grados centígrados durante la noche para permitir una separación completa de la fase. Fije el matraz a un soporte de réplica con una abrazadera.

Tome una alícuota de aproximadamente 0,70 a 0,85 mililitros de las capas de agua y n-octanol utilizando jeringas de plástico desechables de un mililitro con agujas largas. Para tomar la alícuota de agua, extraiga aproximadamente 0,02 mililitros de aire en la jeringa antes de colocar la aguja en la mezcla. Mientras mueve la aguja a través de la capa superior de n-octanol en la capa de agua, empuje suavemente hacia fuera el aire para evitar que la solución n-octanol entre en la aguja.

Retire la aguja larga de la mezcla. Deseche una pequeña cantidad de muestra de agua, dejando aproximadamente 0,6 mililitros de muestra en la jeringa. Limpie cuidadosamente la aguja con tejido seco e inyecte aproximadamente 0,5 mililitros de la muestra de agua en un tubo de RMN limpio.

Cierre rápidamente el tubo de RMN con una tapa. Para la muestra de n-octanol, retire la aguja larga de la capa n-octanol. Deseche una pequeña cantidad de muestra de n-octanol, dejando aproximadamente 0,6 mililitros de muestra en la jeringa.

Después de limpiar cuidadosamente la aguja con tejido seco, inyecte aproximadamente 0,5 mililitros de la muestra de n-octanol en un tubo de RMN limpio. Cierre rápidamente el tubo de RMN con una tapa. Inspeccione visualmente las muestras de n-octanol y agua en busca de cualquier contaminación de la otra fase.

A cada tubo de RMN, agregue 0,1 mililitros de un disolvente de RMN deuterated que sea miscible con n-Octanol y agua, para permitir el bloqueo de señal durante la adquisición de RMN. Para compuestos con puntos de ebullición bajos, selle los tubos de RMN utilizando un soplete, y después de enfriar invierta el tubo para comprobar si hay fugas. Invierta cuidadosamente los tubos de RMN sellados o no sellados 20 veces para obtener una solución homogénea para experimentos con RMN F19.

Ejecutar experimentos de RMN de fluorina desacoplados por protones para identificar los cambios químicos del Compuesto X y el Compuesto de Referencia en muestras de n-Octanol y DE RMN de agua. Utilice la configuración estándar de los parámetros de RMN como se indica en el protocolo de texto. Mida el tiempo de relajación de la celosía de espín, o T1, para los núcleos de flúor de diagnóstico mediante una secuencia de recuperación de inversión.

Calibre el nivel de tiempo de retardo de pulso adecuado a partir de los valores T1 obtenidos para una integración cuantitativa precisa de rmN. Ejecute un espectro F19 H1 rápido para configurar los parámetros iniciales. Mida el ancho de pulso de 90 grados, luego establezca el parámetro para el experimento de medición T1 y ejecute el experimento de medición T1 utilizando una secuencia de recuperación de inversión.

Ejecute los experimentos de RMN de fluorina desacoplados de protones de nuevo con ajustes de parámetros ajustados. Establezca D1 y centre el punto de desplazamiento de frecuencia entre las dos señales de fluorina de diagnóstico para que ambos núcleos puedan excitarse por igual. Además, establezca el ancho espectral como 300 PPM y establezca el número de transitorios en 64.

Ajuste estos valores si se requiere una relación señal-ruido más alta. Procesar los datos obtenidos utilizando ACD NMR Processor Academic Edition u otro software de procesamiento de RMN personalizado. Abra el archivo de datos DENM.

A continuación, abra la carpeta pdata, seguida de la carpeta 1. Elimine el archivo 1r. Vuelva al archivo de datos DE RMN y arrastre el archivo FID a la ventana Procesador de RMN ACD.

Haga clic en el botón de función de ventana, seleccione exponencial, establezca el valor de ampliación de línea como dos y haga clic en el botón Aceptar. Ahora, haga clic en el botón de relleno cero, aumente el número de puntos a cuatro veces su número de puntos original haciendo clic en un pequeño botón junto al número y haga clic en el botón de aceptar. Seleccione el botón de transformación de fourier.

A continuación, haga clic en el botón de fase y, a continuación, haga clic en el botón de fase del mouse. Haga clic y mantenga presionado el botón izquierdo del ratón, y proceda a mover el ratón hacia adelante o hacia atrás hasta que el pico principal del espectro se ponga correctamente en fase. Ahora, haga clic y mantenga presionado el botón derecho del ratón y mueva el ratón hacia adelante o hacia atrás hasta que los otros picos del espectro se nivelen correctamente.

A continuación, haga clic en el botón de fase del ratón y haga zoom en el área espectral con los picos de flúor. Haga clic en Ajuste fino, realice la corrección de fase si es necesario como se describió anteriormente y, a continuación, haga clic en el botón de marca. Haga clic en el botón de línea base y, a continuación, en el botón de opciones.

Seleccione el promedio de espectro para los modelos automáticos, ajuste el número de puntos para la mitad de anchura de la caja si es necesario. Haga clic en Aceptar, automático y, a continuación, haga clic en el botón de marca. A continuación, haga clic en integración, integre los picos de fluoruro de diagnóstico y haga clic en el botón de marca.

Por último, obtenga las relaciones de integración de las muestras de n-Octanol y de RMN de agua y utilícelos en la ecuación de cálculo logP para obtener el valor logP de Compound X.Using 2, 2, 2-Trifluoroetanol como compuesto de referencia, se obtuvo un valor logP de 0,75 para dos fluoroetanol, y se encontró un valor logP de 1,20 positivo para 3, 3, 3, 2, 2-pentafluoropropanol. Posteriormente, la lipofilia de dos fluoroetanol se determinó de nuevo, pero con 3, 3, 3, 2, 2-pentafluoropropanol como referencia. El valor logP medido era 0,76, que sólo tenía una diferencia de 0,01 unidades logP en comparación con el valor medido utilizando 2-2-2-trifluoroetanol como referencia.

Del mismo modo, para cis-2, 3-difluro-1, 4-butane-diol, la diferencia en los valores logP medidos mediante el uso de dos fluoroetanol y su trans-isómero son muy pequeñas. Esto demuestra una buena reproducibilidad y que la selección del compuesto de referencia no tiene impacto en la medición del logP. Aquí se muestran ejemplos seleccionados adicionales.

Todos estos compuestos alofágicos activos no UV, desde carbohidratos fluorados, hasta fluorohidrinas, se pueden medir fácilmente con este método. Otros métodos basados en RMN proto se pueden utilizar si su compuesto no contiene flúor, y si el compuesto contiene UV Chromofor, entonces la medición logP se puede llevar a cabo mediante la cuantificación UV. Se midió la lipofilia de una amplia gama de fluorohidrinas activas no UV y carbohidratos desoxifluonados.

La biblioteca de datos obtenida se utilizó para establecer tendencias y reglas para el impacto de la fluoración alifática en la lipofilia. Octanol y agua plantean riesgos mínimos de seguridad. Por supuesto, siempre deben tenerse en cuenta los peligros que se miden y el compuesto de referencia.