Name: Medición del metabolismo energético en el tejido retiniano Explanted utilizando el análisis de flujo extracelular (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 19 s
Description: Aprende a medir el metabolismo energético en tejido retiniano explantado de ratón mediante análisis de flujo extracelular. Esta técnica permite evaluar glicólisis y fosforilación oxidativa en tiempo real para estudios de biología retiniana.

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Agradecemos al Dr. Alexander Kolesnikov y Dr. Vladimir Kefalov para proporcionar Gnat1- / -ratones, información útil y consejos y por leer el manuscrito.
Este trabajo fue financiado por los NIH EY025269 (RR), el centro de investigación de la Diabetes en la Universidad de Washington - NIH DK020579 (JRM y RR), un premio de desarrollo de carrera de la investigación para evitar la ceguera (RR), la Fundación Horncrest (RR), un premio de desarrollo de carrera de JDRF ( JRM), NIH DK101392 (CSA), DK020579 (CSA), DK056341 (SFC) y DK114233 (JRM).

Protocolos siguieron la Asociación para la investigación en visión y Oftalmología declaración para el uso de los animales y fueron aprobados por la Universidad de Washington.
1. animal preparación
<ol><li>Mantener animales en vivienda estándar con una 12 horas oscuras al ciclo de luz de 12 horas. Comenzar los experimentos en estandardizado veces para evitar los efectos, normalmente en la mañana poco después de que las luces se encienden.</li>
</ol>2. preparación de la solución
<ol><li>Preparar los medios base disolviendo 8.4 mg de medios en polvo en agua destilada doble H2O (ddH2O) y ajuste el pH a 7.4 con HCl o NaOH, hasta un volumen final de 1 L. filtro esterilizar esta solución con un filtro de 0,22 μm cultivo de tejidos.<ol>
<li>Añadir 1 M glucosa y piruvato de sodio 100 mM a los medios para alcanzar las concentraciones finales de 5 mM de glucosa y piruvato de 1 mM.</li>
		<li>Lugar una alícuota de 50 mL del medio base en un baño de agua de 37 ° C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparar la solución de lisis, para cuantificación del tejido al final del análisis de flujo, mediante la adición de tris base 10 mM, polietileno glicol éter de tert-Octylpheny al 0,2% (v/v) y EDTA 1 mm, en Dec2O. mezcla hasta que todos los componentes totalmente disuelven y ajustar pH a 8.0.</li>
	<li>Para el protocolo de estrés mitocondrial, preparar un balance de 11 μm de oligomycin, un inhibidor de la sintasa de ATP, disuelto en los medios de base a una concentración final de 1 μm en el pozo. Preparar un stock de 11 μm de cianuro de carbonilo - 4-(de trifluoromethoxy) phenylhydrazone (FCCP), un agente Desacoplador, disuelto en los medios de base a una concentración final de 1 μm en el pozo. Preparar un cóctel de inhibidores de la cadena de transporte de electrones, rotenona y antimicina A (RAA) mediante la adición de la rotenona a 11 μm y antimycin A 22 μm, disuelto en los medios de base a una concentración final de rotenona de 1 μm y 2 μm antimycin A en el bien.</li>
	<li>Para el protocolo de la glucólisis, preparar un caldo de 220 mM de glucosa disuelto en media base, a una concentración final de 20 mM en el pozo. También preparar un stock de 1.1 M de 2-desoxiglucosa (2-DG), un inhibidor competitivo de la glucosa y antagonista de glucolisis, disolviendo en medio base. Esto apuntará a una concentración final de 100 mM 2-DG en el pozo.</li>
</ol>3. calibración del instrumento
<ol><li>Para calibrar la instrumentación para un ensayo de flujo extracelular, añadir 1 mL de solución de calibración a cada pozo del cartucho de sensor (total de 24 pozos) e incube a 37 ° C en un CO2-libre de la incubadora durante la noche (o por lo menos 8 h).</li>
	<li>Aditivos para el protocolo de estrés mitocondrial o el protocolo de la glicolisis la carga en cada puerto del inyector, A la D, en el cartucho de sensor, ajuste por cambios en el volumen en el pozo. Nota: Por ejemplo, un ensayo típico incluiría 45 μl de aditivo en el primer puerto de inyector, 49.5 μL en la segunda, 54,5 μL en la tercera y 60 μL en la última, suponiendo un volumen bien inicial de 450 μl.</li>
	<li>Durante el primer varios experimentos, la carga media base en Puerto A medir cuánto tejido movimiento/artefacto se produce después de una inyección de puerto.</li>
	<li>Permiten que la placa de sensor cargado a incubar a 37 ° C en una incubadora sin CO2 de al menos 60 minutos.</li>
</ol>4. aislamiento del tejido retiniano dulce ratón
Nota: Este paso es una adaptación de la técnica del Dr. Barry Winkler15.
<ol><li>Después de administrar anestesia profunda utilizando un cóctel estándar de ketamina/xilacina, eutanasia ratones por dislocación cervical.</li>
	<li>Use un par de pinzas curvas medianas para sostener el globo posterior en el nervio óptico y suavemente aplique presión hacia delante para proptose el ojo (figura 1A).<ol>
<li>Con una cuchilla de afeitar limpia, crean una incisión de limbo a Limbo a través de la córnea usando un pase único y deliberado de la hoja.</li>
		<li>Usando bien, pinzas de McPherson de estilo angulares, pellizque el globo posterior para expresar las membranas hialoides anteriores de la incisión corneal y lente. Deseche estos tejidos.</li>
		<li>Repetir la maniobra de aplastarlos con el fórceps para expresar la retina neural.</li>
		<li>Usando las pinzas como una cuchara para levantar la retina, en lugar de agarrar el tejido, transfiera la retina lejos de la incisión corneal y coloque directamente en la prensa caliente en un plato de 3 cm o una placa de cultivo de tejidos bien 6 cluster.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Usar dos pares de pinzas de McPherson de estilo finos y angulados para disecar suavemente restantes vítreo de la retina. Esto se hace mejor agarrando el vítreo en la periferia de la retina Copa y tirando hacia el centro, con un final disinsertion del cuerpo vítreo del centro en su conjunto. Usando las pinzas, quite cualquier residual epitelio retiniano del pigmento de la superficie de fotorreceptores de la retina.<ol>
<li>Corte una punta de pipeta P1000 con una cuchilla de afeitar para crear una abertura ~ 4 mm para evitar trauma indebida en el delicado tejido retiniano durante maniobras de transferencia.</li>
		<li>Transferir el tejido retiniano aislado en medios frescos usando una punta de pipeta P1000 corte.</li>
		<li>Cortar Punzones de 1 mm de la retina en el nervio óptico con una biopsia de 1 mm golpe equipado con un émbolo para sacar el tejido en el caso de se aloja en el alesaje (figura 1B). Fijar los retinales golpes a un lado en medios limpios conservados en un bloque de 37 ° C o cojín de calefacción.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Protocolo
<ol><li>Transferencia de golpes individuales a una microplaca de captura de 24 pocillos islote mediante una corte punta P1000, aspiración 450 μl de medios junto con el tejido.</li>
	<li>Bien, utilizar pinzas rectas para manipular suavemente golpes en el centro de la microplaca. Mantener golpes orientados en la misma dirección (por ejemplo, parte de la célula del ganglio hacia arriba).<ol>
<li>Resto de la placa de captura de una almohadilla eléctrica o calefacción bloque conjunto a 37 ° C, estos pasos se repiten para las muestras restantes. Nota: Para cada experimento, dejar reposar 3-4 pocillos del blanco con 450 μl de base medios sirven como controles negativos. En el restante 20-21 pozos, prueba cada repetición biológica por triplicado. Por lo tanto, permitirá a cada placa de 24 pozos para la grabación de 6-7 animales diferentes o condiciones de tratamiento.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Evitando las burbujas de aire, posición suavemente el islote capturar inserciones de red en cada pocillo con pinzas y fijar los insertos con un émbolo metálico, o con una punta de pipeta P1000 corte (figura 1 C). Nota: Evitar el movimiento excesivo del tejido durante este paso para mantener la posición de perforación retiniana en el centro de la microcámara muestra. Burbujas de aire seriamente distorsionan las lecturas de OCR. Aunque la microcámara tiene profundidad suficiente para dar cabida a retina de ratón típico (figura 1), ocasionalmente defectos de mecanizado en los insertos de malla pueden causar tejidos a comprimirse excesivamente durante la inserción de la pantalla. Si esto sucede, simplemente tome nota de los tejidos aplastados y excluir muestra el análisis final.</li>
	<li>Incubar la placa de tejido en 37 ° C CO2-incubadora libre de al menos 60 minutos.</li>
	<li>Programar el analizador de flujo extracelular mediante mezcla, espera, medida y repita los comandos. Por ejemplo, un experimento típico con el tejido retiniano puede incluir lo siguiente: Mezcle 2 minutos, espere 2 minutos y medir 5 minutos. Repetir el experimento con estos tres pasos entre 5 - 8 veces (ciclos) para una grabación de línea de base y después de la inyección de cada compuesto está probando durante la marcha.</li>
	<li>Presione el botón de inicio del programa en el analizador de flujo extracelular y siga las instrucciones en la pantalla para insertar el cartucho de sensor para la calibración.</li>
	<li>Al final de la calibración, siga las instrucciones en pantalla para reemplazar la placa calibrant con la placa que contiene las muestras de retinales.</li>
	<li>Permita que el programa a ejecutar, conforme a lo programado. Al finalizar la carrera, siga las instrucciones en la pantalla para extraer la placa de tejido. Ver los resultados de la carrera y guarde el archivo de datos.</li>
	<li>Con una aguja de calibre 20 doblada y pinzas, remueva todo acoplamiento de los pozos, dejando el golpe retiniano.</li>
	<li>Cuidadosamente aspirar los medios de comunicación de los tejidos y lavar el tejido dos veces con 0,5 mL de solución salina fría con tampón fosfato (PBS). Aspire el PBS después de lavarse.</li>
	<li>Añadir 100 μl de tampón de lisis para cada bien y la pipeta hacia arriba y hacia abajo para homogeneizar el tejido.</li>
	<li>Cuantificar niveles de entrada basados en total ADN bicatenario (dsDNA) o el contenido de proteína total. Nota: A continuación se basa en un ensayo de dsDNA comercialmente disponibles.</li>
	<li>Diluir las muestras sometidas a lisis 1:1 mediante la adición de 100 μl de buffer Tris-EDTA (TE) y transferir 100 μl de la muestra diluida a una placa bien 96.<ol>
<li>Añadir 100 μl de buffer de detección en cada pozo. Después de mezclar durante 2-5 minutos, cuantificar la fluorescencia después de excitación a 480 nm y emisión a 520 nm, en comparación con una curva estándar.</li>
		<li>Normalizar el trazado de flujo extracelular crudo contenido de DNA en el pozo. Nota: En los resultados aquí presentados, las muestras se normalizan a 50 ng dsDNA - una cantidad típica en un golpe retiniana de 1 mm. Por lo tanto, valores absolutos presentados aquí podrá compararse con los estudios que presenta datos "por golpe retiniano". Normalizar los trazos a un estándar interno, tales como la línea de base a una concentración de glucosa de 5 mM.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Wong-Riley, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Energy+metabolism+of+the+visual+system%5BTitle%5D)+AND+%22Eye+and+brain%22%5BJournal%5D)">Energy metabolism of the visual system.</a> Eye and brain. 2, 99-116 (2010).</li>
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<li>Divakaruni, A. S., Paradyse, A., Ferrick, D. A., Murphy, A. N., Jastroch, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+and+interpretation+of+microplate-based+oxygen+consumption+and+pH+data%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+enzymology%22%5BJournal%5D)">Analysis and interpretation of microplate-based oxygen consumption and pH data.</a> Methods in enzymology. 547, 309-354 (2014).</li>
<li>Du, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phototransduction+Influences+Metabolic+Flux+and+Nucleotide+Metabolism+in+Mouse+Retina%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+biological+chemistry%22%5BJournal%5D)">Phototransduction Influences Metabolic Flux and Nucleotide Metabolism in Mouse Retina.</a> The Journal of biological chemistry. 291 (9), 4698-4710 (2016).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

OCR y ECAR se miden fácilmente en el tejido retiniano explanted utilizando un equipo bioanalyzer utilizando las técnicas descritas. Este método parte de los de otros grupos en varios pasos críticos. Los tejidos retinianos son aislados a través de una incisión corneal grande sin enucleando el mundo, originalmente descrito por Winkler15. Este método de aislamiento retiniana permite una transferencia rápida del ojo en la placa de captura de tejido (a menudo dentro de 5 minutos). Los tejidos son mante...

La retina es el tejido más demanda de energía en el sistema nervioso central1. Como la mayoría de los tejidos, genera trifosfato de adenosina (ATP) mediante la glucólisis en el citosol o a través de fosforilación oxidativa en las mitocondrias. La ventaja energética de la fosforilación oxidativa en la glucólisis para producir ATP a partir de una molécula de glucosa es clara: 36 moléculas de ATP generan por ex vs 2 moléculas de ATP que se generan a partir de este último. En consecuencia, las neuronas retinianas principalmente dependen de la respiración mitocondrial para suministro de energía y esto se refleja en su alta densidad de mitocondrias2. Sin embargo, la retina también depende en gran medida maquinaria glicolítica incluso cuando el oxígeno es abundante. Este proceso de glucólisis aeróbica fue descrito originalmente en las células cancerosas por Otto Warburg3, quien una vez observó que la retina el tejido sólo poste-mitotic capaces de esta forma de metabolismo4. Desde las observaciones iniciales, se han descrito muchos tejidos poste-mitotic para participar en diversos grados de glucólisis además de fosforilación oxidativa para atender sus demandas de ATP.
Fototransducción, pigmento visual reciclaje, biosíntesis de los segmentos externos del fotorreceptor y actividad sináptica son todos procesos exigentes de energía en los fotorreceptores, la subclase neuronal predominante en la retina. Pero la necesidad de transportar activamente los iones contra su eléctrico y gradientes de concentración es en gran medida el proceso energéticamente más lento en las neuronas1. Fotorreceptores son neuronas peculiar en el sentido que ellos son despolarizados en ausencia de estímulo (es decir, en la oscuridad), mientras que un ligero estímulo provoca cierre de canal y subsecuente hiperpolarización. Por lo tanto, en la oscuridad, la retina consume grandes cantidades de ATP para mantener su despolarización o "corriente oscura" como comúnmente se le llama. Desde un punto de vista adaptativo, un desafío importante en el suministro de estas grandes cantidades de ATP es la necesidad de los organismos mantener la claridad visual a través del eje óptico. La arquitectura retiniana invertida en criaturas modernas es la solución dominante, ya que mantiene la densa red capilar suministro de fotorreceptores lejos el camino de la luz. Pero esta maravilla de la bioingeniería natural coloca a la retina en un precipicio en términos de reserva metabólica. Incluso los pequeños insultos a retina potencialmente pueden perturbar el delicado equilibrio de la oferta de energía a la demanda, y la disfunción visual o ceguera Franco puede sobrevenir rápidamente.
Dadas las demandas energéticas únicas de la retina neural, junto con su restricción apretado de la fuente vascular, una medición precisa del consumo de ATP en la retina y sus cambios durante la enfermedad podría tener profundas implicaciones en la comprensión y el tratamiento de cegamiento de condiciones tales como retinitis pigmentosa y la retinopatía diabética. Tradicionalmente, estas medidas requieren equipo costoso, diseñado con la mayoría de los estudios de un puñado de laboratorios enteramente dedicado a las mediciones de la actividad metabólica2,5,6, 7,8. Las técnicas incluyen ensayos individuales de metabolitos específicos, estudios tracer usando precursores marcados con radio, grabación usando electrodos de Clark y metabolómicos perfiles9el consumo de oxígeno.
Con los avances en la tecnología de alto rendimiento y mayor disponibilidad de dispositivos comerciales, técnicas de registro del metabolismo retiniano son cada vez más accesibles y asequibles. El método descrito aquí mide tanto la fosforilación oxidativa y glicolisis en retina utilizando explantados tejido y un analizador de flujo extracelular comercialmente disponibles9,10,11,12. Este analizador por separado registra tasa de consumo de oxígeno (OCR) y la tasa de acidificación extracelular (ECAR), sirviendo como indicadores indirectos de la fosforilación oxidativa y la glicolisis, respectivamente13. Estas mediciones son realizadas por una sonda sumergida dentro de una microcámara en el tejido de interés. Esta adaptación de los métodos previamente publicados utiliza una placa de captura diseñada originalmente para los islotes pancreáticos de Langerhans para grabar la actividad metabólica en secciones pequeñas, circulares de retina de ratón. Múltiples exposiciones farmacológicas pueden entregarse al tejido durante el curso de una sola grabación porque el sistema contiene 4 puertos de inyección para cada muestra bien. Utilizando este sistema con protocolos aparte optimizados para grabaciones de ECAR y OCR, las respuestas de tipo salvaje retinas se pueden comparar con retinas carentes transducina (Gnat1- / -), una causa de ceguera de noche inmóvil congénita en los seres humanos14.

<table><tbody><tr><td>Analizador de flujo extracelular Seahorse XF24</td><td>Agilent, Santa Clara, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Seahorse XF24 Islet Capture FluxPak (incluye: microplaca de captura de islotes, cartucho de sensor y solución de calibre)</td><td>Agilent, Santa Clara, CA</td><td>101174-100</td><td>Incluye microplaca de captura de islotes, cartucho de sensor y solución de calibrador</td></tr><tr><td>Medios RPMI 1640 (medio en polvo)</td><td>Millipore-Sigma</td><td>R1383</td><td>RPMI 1640 Medios con L-Glutamina y sin glucosa ni bicarbonato de sodio</td></tr><tr><td>D-Glucosa</td><td>Millipore-Sigma</td><td>G8270</td><td>1M D-Glucosa filtrada, para la preparación de medios</td></tr><tr><td>Piruvato de sodio</td><td>Corning</td><td>25000CI</td><td>100 mM piruvato de sodio</td></tr><tr><td>Antimicina-A</td><td>Millipore-Sigma</td><td>A8674</td><td>Componente del protocolo de estrés mitocondrial</td></tr><tr><td>FCCP</td><td>Millipore-Sigma</td><td>C2920</td><td>Componente del protocolo de estrés mitocondrial</td></tr><tr><td>Rotenona</td><td>Millipore-Sigma</td><td>R8875</td><td>Componente del protocolo de estrés mitocondrial</td></tr><tr><td>2-desoxiglucosa</td><td>Millipore-Sigma</td><td>D6134</td><td>Componente del protocolo de glucólisis Punzones</td></tr><tr><td>de biopsia de piel de 1 mm con émbolo</td><td>Integra-Miltex</td><td>33-31AA-P/25 Herramienta de</td><td>explantación de tejido de retina</td></tr><tr><td>Dumont Mini-Forceps Straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>11200-10 Herramienta de</td><td>explantación de tejido de retina</td></tr><tr><td>Dumont Medical #5/45 Pinzas - Ángulo de 45 grados</td><td>Herramientas de ciencia fina</td><td>11253-25</td><td>Herramienta de explantación de tejido de retina</td></tr><tr><td>Pinzas Dumont #7 - Herramientas de ciencia fina curvas</td><td></td><td>11271-30 Herramienta de</td><td>explantación de tejido de retina</td></tr><tr><td>Quant-iT Kit de ensayo de dsDNA Picogreen Fisher</td><td>Scientific</td><td>P7589</td><td>Ensayo</td></tr> <tr><td>de normalización de cargaTrizma base (Tris base)</td><td>Millipore-Sigma</td><td>T6066</td><td>Componente del tampón de lisis</td></tr><tr><td>Triton X-100 (polietilenglicol tert-octilfenil éter)</td><td>Millipore-Sigma</td><td>X100</td><td>Componente del tampón de lisis</td></tr><tr><td>0.5M EDTA pH 8.0</td><td>Ambion</td><td>AM9262</td><td>Componente del tampón de lisis</td></tr><tr><td>C57BL/6J ratones&nbsp;</td><td>Laboratorios Jackson</td><td>&nbsp; Cepa 000664</td><td>animales</td></tr><tr><td>Gnat1-/- y Gnat1+/+&nbsp;</td><td>Dr. Vladímir Kefalov; Facultad de Medicina de la Universidad de Washington</td><td>Animales</td><td></td></tr></tbody></table>

medición del metabolismo energético en el tejido retiniano explanted utilizando el análisis de flujo extracelular

Measurement of Energy Metabolism in Explanted Retinal Tissue Using Extracellular Flux Analysis

Alta agudeza de la visión es un proceso altamente consumidor de energía, y la retina ha desarrollado varias adaptaciones únicas para precisamente cubrir tales demandas manteniendo la transparencia del eje visual. Las perturbaciones a este delicado equilibrio causan enfermedades cegadoras, tales como la retinopatía diabética. Por lo tanto, la comprensión de los cambios de metabolismo de energía en la retina durante la enfermedad es imprescindible para el desarrollo de tratamientos racionales para diversas causas de pérdida de visión. La reciente llegada de los analizadores de flujo extracelular comercialmente disponible ha realizado el estudio del metabolismo energético retiniana más accesible. Este protocolo describe el uso de tal un analizador para medir las contribuciones al suministro de energía retiniana a través de sus brazos dos principio - fosforilación oxidativa y glucólisis - mediante la cuantificación de cambios en las tasas de consumo de oxígeno (OCR) y extracelular tipos de acidificación (ECAR) como proxies para estas vías. Esta técnica se realiza fácilmente en el tejido retiniano explanted, facilitar la evaluación de las respuestas a múltiples agentes farmacológicos en un solo experimento. Firma metabólica en las retinas de los animales que carecen de señalización de fotorreceptores de varilla se comparan con controles de tipo salvaje con este método. Una limitación importante en esta técnica es la falta de capacidad de discriminar entre la utilización de la energía luz-adaptado y oscuro-adaptado, una consideración fisiológica importante en el tejido retiniano.

Utilizando las técnicas descritas (resumidas en la figura 1), explantes de retinales de 8 semanas de edad tipo de salvaje (WT) ratones fueron en comparación con pareados por edad y antecedentes transducina null ratones (Gnat1- / -). Porque Gnat1- / - animales carecen de la maquinaria para cerrar nucleótido cíclico cerrado canales iónicos en respuesta a estímulos de luz, los fotorreceptores de la barra permanece...

Esta técnica describe la grabación en tiempo real del consumo de oxígeno y los tipos de acidificación extracelular en los tejidos retinianos explanted ratón utilizando un analizador de flujo extracelular.

Medición del metabolismo energético en el tejido retiniano Explanted utilizando el análisis de flujo extracelular

High acuity vision is a heavily energy-consuming process, and the retina has developed several unique adaptations to precisely meet such demands while ...

Este método puede ayudar a responder preguntas clave como cómo el metabolismo energético en el tejido de la retina difiere entre las muestras biológicas, o después de la exposición a agentes farmacológicos. La principal ventaja de esta técnica es que utiliza tejido organotípico de la retina explantado para medir las tasas de glucólisis, y fosforilación oxidada y permite evaluaciones de intervenciones en tiempo real in vitro. Para calibrar la instrumentación para un ensayo de flujo extracelular, agregue primero un mililitro de solución de calibración a cada pozo del cartucho del sensor de 24 pozos, e incubar a 37 grados celsius en una incubadora libre de Co2 durante la noche.Aditivos de carga para el protocolo de tensión mitocondrial, o el protocolo de glucólisis en cada puerto del inyector en el cartucho del sensor, ajustando para los cambios de volumen en el pozo. Suponiendo un volumen inicial de 450 microlitros, un ensayo típico incluiría 45 microlitros de un aditivo en el primer puerto del inyector, 49,5 microlitros en el segundo, 54,5 microlitros en el tercero y 60 microlitros hasta el último. Durante los primeros experimentos, cargue el medio base en el puerto A para medir cuánto artefacto de movimiento de tejido se produce después de una inyección de puerto.Deje que la placa del sensor cargada se incuba a 37 grados celsius en una incubadora no co2 durante al menos 60 minutos. Comience el aislamiento del tejido fresco de la retina del ratón con un ratón recién eutanizado. Usa un par de fórceps curvados de tamaño medio para agarrar el globo posterior en el nervio óptico, y aplica suavemente presión hacia adelante para proptizar el ojo.Con una cuchilla de afeitar limpia, crea una incisión de limbo a limbo a través de la córnea usando una sola pasada deliberada de la hoja. Usando fórceps de estilo McPherson en ángulo fino, pellizca el globo posterior para expresar la lente y las membranas hiloide anteriores fuera de la incisión corneal. Repita la maniobra de pellizcar con fórceps para expresar la retina neural.Luego, usa los fórceps como una cuchara para levantar la retina lejos de la incisión corneal. Coloque la retina directamente en el medio caliente en una placa de tres centímetros, o una placa de racimo de cultivo de tejido de seis bien. A continuación, usa dos pares de fórceps de estilo de McPherson en ángulo fino para diseccionar suavemente el vítreo restante de la retina.Esto se hace mejor agarrando el vítreo en la periferia de la copa de la retina, y tirando hacia el centro, con una desinserción final del cuerpo vítreo desde el centro en su conjunto. Luego, retire cualquier epitelio pigmentario de retina residual de la superficie del foto receptor de la retina. Corte una punta de pipeta P1000 con una cuchilla de afeitar para crear una abertura aproximada de cuatro milímetros para evitar traumatismos indebidos en el delicado tejido de la retina durante las maniobras de transferencia.Luego, utilice la punta de la pipeta cortada para transferir el tejido de la retina aislado a un medio fresco. Por último, usa un punzón de biopsia de un milímetro equipado con un émbolo, para cortar punzones de retina alrededor del nervio óptico. Deje los punzones de retina a un lado en medio limpio, mantenido en un bloque Celsius de 37 grados, o almohadilla de calentamiento.Una vez que se haya recogido el número deseado de punzones, utilice la linda punta P1000 para aspirar un golpe individual en 450 microlitros de medio, y transferirlo a una micro placa de captura de ojal de 24 pozos en una almohadilla de calor de 37 grados Celsius o bloque de calor. Utilice fórceps finos y rectos para manipular suavemente los golpes en el centro de la micro placa. Mantenga los golpes orientados en la misma dirección.Por ejemplo, con el lado de la célula ganglionar hacia arriba. Para cada experimento reserva de tres a cuatro pozos en blanco con 450 microlitros de medio base para servir como controles negativos. Mientras evita las burbujas de aire o el movimiento excesivo, coloque suavemente las inserciones de malla de captura del ojal en cada pozo y fije las plaquitas con un émbolo metálico o con una punta de pipeta P1000 cortada.Aunque la microcámara tiene una profundidad adecuada para acomodar la retina típica del ratón, ocasionalmente los defectos de la máquina en las inserciones de malla hacen que los tejidos se comprimen excesivamente durante la inserción de la pantalla. Si esto sucede, simplemente tome nota de este tejido triturado y excluya esa muestra del análisis final. Incubar la placa de tejido en una incubadora libre de dióxido de carbono de 37 grados Celsius durante al menos 60 minutos.Programe el analizador de flujo celular adicional utilizando los comandos mix, weight, measure y repeat. Por ejemplo, un experimento típico con tejido retinal puede incluir lo siguiente. Mezcle dos minutos, espere dos minutos y mida cinco minutos.Repita el experimento con estos tres pasos entre cinco y ocho veces para el registro de la línea base y después de la inyección de cada compuesto que se está probando. Pulse el botón de inicio del programa en el analizador de flujo extracelular y siga las instrucciones de la pantalla para insertar el cartucho del sensor para la calibración. Al final de la calibración, siga las instrucciones de la pantalla para reemplazar la placa calibradora por la placa que contiene las muestras de retina y, a continuación, permita que el programa funcione según lo programado.Al finalizar la carrera, siga las instrucciones de la pantalla para expulsar la placa de tejido. Vea los resultados de la ejecución y almacene el archivo de datos. Con una aguja de calibre 20 doblado y fórceps, retire todas las inserciones de malla de los pozos, dejando el punzón de la retina detrás.Aspirar cuidadosamente el medio del tejido y lavar el tejido dos veces con 0,5 mililitros de solución salina tamponada de fosfato frío. Después de aspirar el segundo lavado PBS, agregue 100 microlitros de tampón de lysis a cada lavado, y pipetee hacia arriba y hacia abajo para homogeneizar el tejido. Por último, cuantifica los niveles de entrada basados en el contenido total de ADN de doble cadena diluyendo las muestras de un a uno, con 100 microlitros de tampón Tris-EDTA, y transfiriendo 100 microlitros de la muestra diluida a una placa de 96 pozos diluida.A continuación, agregue 100 microlitros de búfer de detección a cada pozo y mezcle durante dos a cinco minutos. Por último, cuantifica la florescencia después de la excitación a 480 nanómetros y la emisión a 520 nanómetros en comparación con una curva estándar. Normalizar el rastreo de flujo extracelular crudo al contenido de ADN dentro del pozo.En la línea base, en presencia de glucosa de cinco mil montantes y en presencia de piruvato de 10 milivas, no hay diferencias significativas en las tasas de eflux ácido, medida por la tasa de acidificación extracelular. Entre los tejidos de la retina de los animales de tipo wile, o noquear a los ratones que carecen de la maquinaria para cerrar los canales de iones cerrados de nucleótidos cíclicos en respuesta a los estímulos de luz. Patrones similares se observan después de la adición de 20 mil muller glucosa y el inhibidor glucolítico 2DG.Estos datos pueden transformarse matemáticamente para representar cambios fraccionarios desde la línea de base, un formato que puede permitir una mejor comparación entre diferentes intervenciones experimentales. La tasa de consumo absoluto de oxígeno al inicio también es equivalente entre el control y el tejido de la retina mutante. La adición de glucosa de 20 mil mil muller aumenta la respiración mitocondrial, pero no hay cambios en los observados entre los grupos en términos de cuantificación absoluta o en términos de cambio desde el inicio.La adición de un mili muller FCCP, un agente de desacoplamiento, para demostrar las tasas respiratorias mitocondriales máximas no aumenta significativamente el OCR por encima del nivel observado con alta glucosa en control y tejido de retina mutante. Sin embargo, las señales de ambos ratones caen drásticamente después de la adición del cóctel RAA. En conclusión, demostramos una técnica para cuantificar las tasas de fosforilación oxidada y glucólisis en explantes organotípicos de la retina del ratón.Con un aislamiento eficiente del tejido de la retina, la técnica produce mediciones fiables y repetibles. Se pueden evaluar los efectos en tiempo real de las exposiciones, como los agentes de desacoplamiento. Además de este procedimiento, se pueden realizar otros métodos, como el RTPCR cuantitativo y la hinchazón occidental, en el tejido sobrante aislado en el paso de disección para obtener información paralela relevante para estudios del metabolismo de la retina.

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Investigación

JoVE Journal

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Biología

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