Name: Efectos de Neurotrauma inducido ráfaga en roedor a presión media de las arterias cerebrales (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 21 s
Description: Aprende a evaluar la reactividad vascular ex vivo tras lesión cerebral traumática por explosión utilizando segmentos de arteria cerebral media aislados y presurizados en roedores. Este método permite estudiar los efectos directos del trauma en la función vascular cerebral.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los estudios fueron terminados como parte de un equipo apoyado por el proyecto de Moody ' s de investigación traslacional de lesión de cerebro traumática y Premio W81XWH-08-2-0132 de la investigación médica del ejército de Estados Unidos y comando de Material - Ministerio de defensa.

Todos los protocolos experimentales fueron aprobados por el institucional Animal Care y el Comité uso (IACUC) de la Universidad del rama médico de Texas, una asociación para la evaluación y acreditación del cuidado de animales de laboratorio (AAALAC) acreditados instalaciones.
1. animal preparación para lesión por explosión de ABS
<ol><li>Encender ventilador mecánico volumen roedores y establecer la frecuencia de respiración entre 40-45 respiraciones por minuto.</li>
	<li>Interruptor termostático controlado ON manta calentadora y un cojín azul de la cinta sobre él.</li>
	<li>Sujete la manguera de ventilador a ventilador.</li>
	<li>Se reúnen trineo de intubación endotraqueal, laringoscopio, pinzas largo recogidas, estilete, tubo endotraqueal, y un hisopo de algodón empapado con 0,05 mL de 1% lidocaína HCl. organizar en el cojín azul.</li>
	<li>Confirman que roedores anestésico "burbuja" cámara, ventilador, cámara de aire y el isoflurane cámara mangueras son firmemente conectadas y conectadas a su respectivo conector o zócalo. El clip de compartimiento de burbuja anestésica debe estar abierto; la abrazadera del ventilador debe ser cerrada.</li>
	<li>En la cámara de aire, gire la perilla de aire de la habitación a 2 L/min y la perilla para el oxígeno a 1 L/min.</li>
	<li>Encienda el isoflurano y ajustar la perilla al 4% de mezcla de volumen.</li>
	<li>Iniciar un temporizador y un adulto joven (≈3 meses), la rata Sprague-Dawley macho (350 – 400 g) en la cámara de burbujas de anestésica durante 4 – 6 minutos.</li>
	<li>Pesar de rata en la marca de 2 minutos.</li>
	<li>Confirmar la rata está totalmente anestesiada pellizcando suavemente los dedos de la patas traseras. Si no se observa la retirada de la pata, reducir el aire y ajuste la perilla de 1 L/min, oxígeno a 0,4 L/min y el isoflurano al 2% de mezcla de volumen.</li>
	<li>Encienda el monitor de la temperatura rectal de un teletermómetro.</li>
	<li>ABRIR la abrazadera para el ventilador y cierre la pinza a la cámara de burbujas de anestésica.</li>
	<li>Sacar rata del anestésico compartimiento de burbuja y en trineo de intubación endotraqueal.</li>
	<li>Rata de intubar. Colocar el laringoscopio en la boca del animal, utilizar pinzas largo recogidas para posicionar la lengua fuera del camino, punta de torunda de algodón empapada en lidocaína esponja a lo largo dentro de la garganta y suavemente inserte el estilete que contiene el tubo endotraqueal en la tráquea de rata.</li>
	<li>Una vez intubado, inserte el extremo de la manguera del ventilador en el extremo exterior del tubo endotraqueal y observar y confirmar que la rata está respirando constantemente y sin dificultad.</li>
	<li>Atar el tubo endotraqueal en lugar teniendo cuidado de que la lengua es libre de nudo.</li>
	<li>Aplique vaselina blanca a un teletermómetro rectal sonda e inserte directamente debajo de la cola.</li>
	<li>Retire la bandeja de muestras ABS de la cámara de muestra y colocar debajo de la lámpara de calor para calentamiento antes de la colocación de la rata en la bandeja.</li>
	<li>Afeitarse la parte superior del cuero cabelludo de la rata a partir sobre los ojos y hasta entre las orejas.</li>
	<li>Corte un tapón de oído de espuma de tamaño estándar en dos mitades idénticas con las tijeras. Desde el centro de la base del enchufe y corte recto hasta la punta redondeada. Inserte un trozo a la mitad en cada punta de oído primero por el canal de oído hasta que hace contacto con la membrana timpánica.</li>
	<li>Monitorizar temperatura rectal. Una vez que se alcance una temperatura de 37 ° C, la rata está lista para ser cargado en la bandeja de muestras ABS.</li>
	<li>Asegure la rata en la bandeja de muestras ABS. Quite la manguera del ventilador del tubo endotraqueal y rápidamente, pero suavemente Deslice la rata en el extremo superior de la bandeja, guiando suavemente la cabeza a través del soporte para abrir y el collarín de goma. Vuelva a insertar la manguera del ventilador de nuevo en el tubo endotraqueal, comprobar el manguito de goma para asegurarse de que está bien, pero no firmemente alrededor del cuello y comprobar que la rata está colocando en una posición prona lateral (figura 3).</li>
	<li>Apague el isoflurano y retire la manguera del ventilador del tubo endotraqueal.</li>
	<li>Cerradura y asegure la bandeja de muestras ABS con la rata anestesia en la cámara de muestras ABS.</li>
	<li>Suavemente pellizco trasero de la pata los pies con unas pinzas largas cada 3 s, hasta que se produce una respuesta de reflejo de retirada.</li>
</ol>2. preparación del dispositivo de explosión ABS y Blast-TBI inducción
Nota: Pasos de protocolo 2.1-2.10 normalmente se completan al mismo tiempo como pasos 1.1 – 1.22 por lo que el ABS está listo para el derecho de administración de lesión de ráfaga después de que la rata es cargada y asegurada en la cámara de muestra.
<ol><li>Afloje la perilla de la bomba (figura 4A) mano hidráulica para permitir cualquier aire atrapado escape del compartimiento del conductor (figura 4B) y suelte la cámara de su sello.</li>
	<li>Afloje las tuercas de la tapa (figura 4C) de las barras del tornillo (figura 4D) rodeando el compartimiento del conductor y deslice la cámara a la izquierda y de la cámara de expansión (figura 4E).</li>
	<li>Eliminar completamente las dos barras de tornillo y sus correspondientes tuercas ubicadas en la parte superior de la cámara de conductor con el fin de permitir la colocación de las hojas de mylar entre el conductor y la cámara de expansión.</li>
	<li>Pila y cinta junto a lo largo el borde superior cuatro precortado y medido (30 cm de longitud, 20 cm de ancho, 0,004 pulg. densamente) hojas de mylar (formando una mylar ' membrana') usando un trozo de 2.54 cm de cinta de enmascarar. Con un segundo pedazo de cinta, cinta firmemente el borde superior de la membrana de mylar en la parte superior de la cámara de expansión y en el centro de la abertura entre los compartimientos del conductor y la expansión (figura 4F).</li>
	<li>Asegure la cámara controlador contra la membrana de mylar sustituyendo a las dos barras de tornillo en la parte superior de la cámara y apretar a mano todas las tuercas que rodea la cámara.</li>
	<li>Situar el bloque de acero accesorio contra la mano hidráulica bomba bloque y controlador hasta que ajuste bien.</li>
	<li>Apriete la perilla de la bomba de mano hidráulica y confirmar que la cámara controlador permanece a presión con no fugas observando un umbral constante presión en el manómetro hidráulico.</li>
	<li>Abra el archivo de adquisición de gatillo que registra huellas de presión de dispositivo ABS explosión en el equipo de dispositivo de explosión ABS.</li>
	<li>Afloje (figura 4G) perilla principal del tanque aire comprimido suficiente para abrir un poco las vías respiratorias.</li>
	<li>Haga funcionar la bomba de mano hidráulica hasta que el indicador llegue a la flecha roja que indica un nivel de presión de cámara deseado de ≈5, 000 psi.</li>
	<li>Asegure y coloque el animal anestesiado en la bandeja de muestras ABS (figura 4H) en una posición prona lateral (figura 3) y bloquear la bandeja de muestras en la cámara de muestras ABS (figura 4).</li>
	<li>Una Cierva pinch suavemente la pata con pinzas largo cada 3 s, hasta que se produce una respuesta de reflejo de retirada.</li>
	<li>Haga clic en Inicio en la página de adquisición abiertos en el equipo de dispositivo de explosión ABS.</li>
	<li>Una vez que aparezca la ventana de 'Acquisitioning' en la pantalla, pulse y mantenga pulsado el gatillo de dispositivo ABS ráfaga hasta que la explosión se apague, ruptura de la membrana de mylar y la administración de la lesión por explosión ABS (20,9 psi ±1.14, 138 kPa ±7.9) a la rata. Inmediatamente después de la explosión detona, iniciar un segundo contador de tiempo para realizar un seguimiento de cuánto tiempo (en min y s) transcurrido después de la lesión.</li>
	<li>Quite la rata de la bandeja de muestras ABS y regresar a la almohadilla azul y cobija, colocarlo totalmente en su parte posterior para la evaluación de la supresión del refleja de enderezamiento.</li>
	<li>Registrar el tiempo de retorno del reflejo del adrizamiento. Observando el segundo temporizador, documento en min y s la longitud del tiempo posterior a la lesión que se necesita para que la rata al rollo de su espalda a su estómago tres sucesiva veces. Volver la rata a la cámara de burbujas de anestésica.</li>
	<li>Afloje la perilla de la bomba de mano hidráulica para permitir controlador cámara aflojando y movimiento.</li>
	<li>Apriete la perilla principal del tanque de aire comprimido para cerrar la vía aérea.</li>
</ol><img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58792/58792fig3.jpg"> Figura 3 : Colocación de rata en bandeja de muestra del ABS y el interior ABS Dirección y orientación de los animales de estudio dentro de la ABS. Cuando se coloca en el ABS, el animal está en una posición prona transversal con la superficie dorsal de la cabeza perpendicular a la dirección de la onda de choque (flechas rojas). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58792/58792fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58792/58792fig4.jpg"> Figura 4 : Dispositivo de tubo de descarga simulador de explosión avanzado (ABS) pdf. Principales componentes del ABS. A = bomba de mano hidráulica; B = cámara de conductor; C = las tuercas; D = las barras del tornillo;  E = cámara de expansión; F = ubicación de la colocación de la membrana de mylar; G = botellas de aire comprimido; H = bandeja de muestra; I = cámara de muestra.  <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58792/58792fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a> 
3. preparación de roedores MCA PSS solución
Nota: Pasos de protocolo 3.1-3.3 normalmente se completan al mismo tiempo como pasos 1.1 – 1.22 tener la solución PSS está listo para usar.
<ol><li>Preparar y mezclar una solución salina fisiológica 1.000 mL (PSS) de la siguiente composición y concentraciones: 130 mM NaCl; 4,7 mM de KCl; 1,17 mM MgSO4∙7H2O; glucosa de 5 mM; 1,5 mM CaCl2; 15 mM NaHCO3.</li>
	<li>Equilibrar el PSS con una mezcla de gas de 21% O2 y 5% CO2 en un equilibrio de N2. La solución está lista cuando el pH 7.4. Nota: Todos los gases se obtienen de cilindros de gas comprimido en las concentraciones mencionadas.</li>
	<li>Llenar las botellas de depósito y el tubo con solución preparada de PSS y enfríe la solución restante.</li>
</ol>4. extracción de segmentos de roedores MCA
<ol><li>Después de documentar la longitud del tiempo righting reflex, volver la rata a la cámara de burbujas de anestésica. CIERRE la pinza al ventilador y abra la pinza a la cámara. Gire el isoflurano a 4% de mezcla de volumen y mantener a la rata en la cámara durante 2-3 min hasta profundamente anestesiados.</li>
	<li>Una vez que la rata está anestesiada, abra la abrazadera para el ventilador y cierre la pinza a la cámara de burbujas de anestésica. Reducir el isoflurano al 2% de mezcla de volumen y sacarlo de la cámara de burbujas. Lo coloque en su estómago en la cobija y vuelva a insertar el extremo de la manguera del ventilador al extremo exterior del tubo endotraqueal.</li>
	<li>Mantener la ventilación mecánica a una tasa de respiración entre 40-45 respiraciones por minuto y anestesia al 2% de mezcla de volumen por 30 o 60 min inmediatamente post-bTBI lesiones.</li>
	<li>Después de que sea el 30 o 60 min tiempo de supervivencia, aumentar el isoflurano al 4% de mezcla de volumen y anestesiar profundamente durante 5 – 6 minutos inmediatamente eutanasia por decapitación con una guillotina de roedor específico. Nota: En estos experimentos, mantuvimos los animales anestesiados y ventilación mecánica tras el retorno de enderezamiento reflejo hasta la decapitación.  Si el estudio requiere más puntos de tiempo de supervivencia, analgésicos deben ser administrados a los animales antes de la aparición de la anestesia.</li>
	<li>Delicadamente saque el cerebro del cráneo. Utilice una hoja de bisturí #10 para hacer una central, incisión de 1,5 pulgadas vertical, profunda de hueso de la parte superior del cuero cabelludo afeitado hasta el cóndilo occipital.</li>
	<li>Usar gubias hueso pequeño para abrir y separar la piel del cuero cabelludo del hueso del cráneo.</li>
	<li>Utilizar gubias hueso grande para cortar y extraer el occipital, interparietales y mitad inferior de los huesos frontales incorporados el cerebro.</li>
	<li>Use una espátula quirúrgica para excavar cuidadosamente el cerebro fuera del cráneo una vez que el cerebro es de alrededor del hueso. Nota: Tome precauciones extremas cuando se separa el cerebro del cráneo que no para tirar innecesariamente, tirón o tire el delicado MCA segmentos de la pared craneal.</li>
	<li>Depositar el cerebro cosechado en la solución PSS refrigerada contenida en un vaso pequeño de Petri que descansa directamente sobre un bloque de hielo sólido.</li>
	<li>Retire con cuidado tanto el principio de MCA de izquierda y derecho en el círculo de Willis. Continuar eliminando el segmento dorsal y lateralmente para aproximadamente 4-5 mm.</li>
	<li>Limpie cuidadosamente los segmentos MCA recogidos de aproximadamente 4 – 5 mm de longitud de cualquier tejido conectivo mediante micro-pinzas.</li>
	<li>Monte de la MCA en el arteriograph. Canule el extremo proximal de cada segmento con la primera micropipeta de vidrio (diámetro ≈70 μm) y asegurarlo con una sutura de nylon 10-0.</li>
	<li>Perfusión suavemente el lumina con PSS para quitar cualquier sangre residual y otros contenidos de la luz.</li>
	<li>Canule la parte distal de cada segmento con la micropipeta segundo sin estirar el segmento MCA y asegurarlo con una sutura de nylon 10-0.</li>
	<li>Después del exitoso montaje del segmento MCA, coloque la cámara sobre el escenario de un microscopio invertido para un aumento de los vasos. El microscopio está equipado con una cámara de video, monitor y un escalador video calibrado con un micrómetro óptico para la medición del diámetro arterial.</li>
	<li>Llenan de cada segmento y lo circundantes baño arteriograph PSS circulado continuamente calentados cuando están a temperatura ambiente y 37 ° C y equilibrado con la mezcla de gas de 21% O2 y 5% CO2 en un equilibrio de N2.</li>
	<li>Equilibre los segmentos MCA a una presión de 50 mmHg durante 60 min levantando las botellas de depósito conectadas a las Micropipetas a una altura adecuada por encima de los segmentos. Transductores de presión situados entre las botellas de depósito y Micropipetas evaluará la presión transmural en el segmento MCA que indica cuando se alcanza la presión deseada de mmHg 50.</li>
	<li>Después de la conclusión del periodo de equilibrio, aumentar la presión intravascular a 100 mmHg, colocando las botellas de depósito en diferentes alturas.</li>
	<li>Entregar 30 mM K+ (para la confirmación de la contracción de los vasos) a través de la solución luminal y medir los diámetros arteriales. Aproximadamente 10 minutos más tarde entregar 10-5 M Ach (por dilatación de los vasos) y medir el diámetro arterial.</li>
	<li>Examinar las respuestas dilatorias de buque. Bajar las botellas de depósito para reducir la presión intravascular de 100 mmHg de 80 mmHg. Permitir que los segmentos de la MCA se equilibren para diámetros arteriales de la medida de 10 minutos.</li>
	<li>Reducir la presión intravascular de 80 mmHg a 60 mmHg. Permitir que los segmentos de la MCA se equilibren para diámetros arteriales de la medida de 10 minutos.</li>
	<li>Reducir la presión intravascular de 60 mmHg a 40 mmHg. Permitir que los segmentos de la MCA se equilibren para diámetros arteriales de la medida de 10 minutos.</li>
	<li>Reducir la presión intravascular de 40 mmHg a 20 mmHg. Permitir que los segmentos de la MCA se equilibren para diámetros arteriales de la medida de 10 minutos.</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Como con todos los protocolos y las instrucciones, es imperativo que ciertos pasos para el protocolo de este estudio en particular son seguidos con la mayor exactitud y mayor precisión posible. Después de la intubación inicial de la rata es importante confirmar que está respirando constantemente y sin dificultad. Por error insertando el tubo endotraqueal en el esófago en lugar de la tráquea resultará en áspero, difícil respiración, sangrado y la posterior incitadora de la rata debido a la deficiente entrega de anestésico a los pulmones.
Cuando grabar las hojas de la membrana de mylar sobre el centro de la abertura entre el controlador y expansión la cámara, es imprescindible que las hojas estén centradas y cubren toda la apertura de39,41. Tamaño de las hojas sobre la abertura resultará en fugas de aire de la cámara del conductor, una gota en la presión de explosión-potencial de membrana y la negación de la administración de la lesión por explosión. Situar correctamente y ajuste firmemente el bloque de acero accesorio contra la bomba de mano hidráulica cámara de bloque y el conductor también es esencial, ya que es apretando la perilla de la bomba de mano hidráulica y confirmando la cámara controlador permanece a presión sin fugas. La colocación correcta del bloque de acero permite la cámara controlador cierre firmemente contra la cámara de expansión, creando el sello obligatorio requerido por la cámara de apertura de las hojas de la membrana de Mylar y entre el compartimiento del conductor y expansión.
Durante la preparación antes de la extracción del recipiente MCA, gasear PSS con la necesaria mezcla de 21% O2 y 5% CO2 en un equilibrio de N2 equilibra la solución y facilita el pH fisiológico neutro necesario preciso una trabajo PSS solución21,33,34.
Equilibrando los segmentos a una presión constante de 60 min21,32,33,34 es extremadamente obligatorio como este paso permite que los segmentos de constricción siguientes que muestra una dilatación máxima durante la su primera primaria presurización. Este evento demuestra la ocurrencia de tono espontáneo, una propiedad de una arteria sana32,33,34. Aunque los niveles de presión clasificados para conseguir el equilibrio de segmentos se han utilizado en otros estudios33,34,42, este estudio y los de Mathew et al21, Golding et al35 y Golding et al.43 había equilibrado los segmentos a 50 mmHg. Mientras que equilibra segmentos entre 40 mmHg y 100 mmHg32 permite cierta flexibilidad y modificación para eso paso del Protocolo, un período de equilibrio de horas dentro de los parámetros de presión en última instancia confirma saludable arterias necesarias para la continuación del experimento.
Extremando la precaución al quitar el cerebro del cráneo y los segmentos MCA de izquierda y derecho del círculo de Willis manteniendo los vasos intactos es quizás el paso más crítico de todo protocolo. Pinchar el cerebro con las gubias hueso, desgarro o estiramiento severo de los segmentos durante la extracción o accidentalmente tirando los vasos con la espátula quirúrgica al excavar el cerebro fuera del cráneo, en definitiva, resultará en la destrucción de la cosecha MCA, causando los segmentos inservibles y continuado uso de ese conjunto de arterias, en última instancia, anular todo el experimento para ese animal.
Aunque medir respuestas vasculares cerebrales a los estímulos dilatorios o constrictory en MCA segmentos ex vivo recogido después de impacto o ráfaga TBI en vivo ha dado éxito, la metodología no es sin sus dificultades o limitaciones. Tal vez una de las complejidades más discernibles vinculadas con examinar las consecuencias del TCE sobre la circulación de la vasculatura cerebral es separar los efectos explícitos de TBI en los vasos de los efectos implícitos incurridos debido a los diversos materiales y elementos generados por el cerebro lesionado44. Esta perplejidad concebible puede ser evadido potencialmente analizando ex vivo las reacciones vasoconstrictory y vasodilatadores de cosecha, perfusión o presurizado de MCA. En un esfuerzo por reducir la duración de tiempo que las arterias cerebrales en vivo están expuestas a descargado localmente parenquimal vasoactivo material antes de la muerte, la colección de las arterias cerebrales directamente después de TBI puede disminuir el grado de dicha exposición prolongada efectos. Ex vivo estudios aislados MCA presentan además la posibilidad de analizar los mecanismos de lesión vascular traumática a través del uso particular receptores agonistas y antagonistas o reputados vehículos de lesión vascular que no sería pagar un examen como eficientemente o como discriminatorias en vivo. Posteriormente, este ex vivo método puede combinarse con ex vivo de exposición a las drogas para probar respuestas miógenas resultantes (vasoconstricción o dilatación del segmento vascular debido a la exposición de drogas intravascular o extravascular).
Otras limitaciones incluyen aproximadamente o con impaciencia eliminación de MCA del cerebro cosechada puede resultar en la prematura rotura de los vasos, anulando así su uso. Además, dejando más de unos minutos transcurren la eutanasia del animal, colección de los vasos y su colocación en la solución preparada de PSS puede también negar su viabilidad. Correctamente realizadas y seguida, los métodos descritos en el presente Protocolo para las pruebas de respuestas miógenas de MCA después bTBI tarda varias horas de principio a fin y los intentos de limitar la longitud de tiempo requerido para el éxito pueden resultar en experimental falta. Sin embargo, este método se hace in vitro y utiliza considerablemente más rentable instrumentación y equipos de en vivo de alta resolución resonancia magnética (de Sr.) de45,46 o la sonografía de Doppler convencional / técnicas velocimétricas47,48,49 que también se emplean para los estudios de la nave.
Estos resultados que bTBI leve lesión se asocia con deterioro cerebrales respuestas dilatorias a presión intravascular reducida podrían ser una función del vasospasm6,7 y Coevolución hyperconstriction50 divulgado previamente después de exposición de la ráfaga en última instancia conduciendo a las ocurrencias tales como reducción relativa de la perfusión cerebral. Además, daño provocado por la explosión impiden reacciones normales dilatorias de la vasculatura cerebral podría posiblemente promover una mayor reducción en la perfusión cerebral cuando se combina con la hipotensión arterial, una incidencia frecuente durante operaciones de combate.
Estos resultados indican que bTBI provoca un cambio en los mecanismos que facilita el control vascular arterial. Aunque se observaron deterioro vascular cerebral de la fase aguda de arterial respuesta miógena a reducciones en la presión intravascular para después de la lesión de al menos una hora, quedan vacíos en la fase aguda después de bTBI información. La importancia de identificar qué lesiones deficiencias físicas y bioquímicas de la vasculatura cerebral y la exposición del cerebro a bTBI causas pueden ayudar a determinar el nivel de éxito terapéutico y rehabilitación justo inmediatamente después de la lesión.

Similares que resulten de impacto (es decir,, no-blast) TCE, lesión de cerebro traumática ráfaga-inducida (bTBI) ha sido asociada a lesión vascular cerebral1 y deteriorada cerebrales vasculares respuestas compensatorias a las ocurrencias como alteraciones en la presión parcial de dióxido de carbono (PaCO2)2,3,4 y el oxígeno (PaO2)5. Además, exposición de explosión ha causado vasoespasmo arterial cerebral en animales6 y bTBI pacientes7,8. Mientras que los clínicos TBI9 y lesiones líquido-percusión (FPI)10,11,12 están asociados con deterioro cerebrales vasculares respuestas a los cambios en la presión arterial (es decir,, presión de autorregulación)9,10,11,12, sigue habiendo incertidumbres en cuanto a los efectos de bTBI sobre la capacidad de autorregulación de la presión vascular cerebral.
La circulación cerebral reacciona a las variaciones en la presión arterial sistémica con la intención de mantener una continua oxígeno y nutrientes fuente al cerebro metabólicamente activos13,14,15, 16. Un único tipo de homeostasis, autorregulación17,18,19 se produce cuando "un órgano mantiene un flujo sanguíneo constante a pesar de cambios en la presión arterial (perfusión) u otros estímulos fisiológicos o patológicos" 20. arterias cerebrales constriñen o dilatan en respuesta a las variaciones en la presión arterial, el óxido nítrico (NO), viscosidad de la sangre, PaCO2 y PaO2, etc.4,11,16, 21. respuesta miógena arterial se refiere a las contracciones o dilataciones. La respuesta vascular miógena, primero descrita por Bayliss22 y un mecanismo importante que contribuye a la autorregulación de la CBF, se caracteriza por si la presión de perfusión aumenta la vasoconstricción y la vasodilatación si disminuye la presión de perfusión 14 , 17. esta respuesta vascular es la capacidad inherente de los tejidos contráctiles (tales como células de músculo liso vascular, Coevolución) responden al estiramiento o cambios en el lumen o la pared tensión23,24, 2526,de,27,28,29. Cuando las arterias se estiran (e.g., en la presión intravascular aumenta), Coevolución constrict24,25,26,28.
Estudios que examinan los vasos de resistencia ex vivo se utiliza uno de dos métodos de prueba de las propiedades farmacológicas y fisiológicas de los vasos de resistencia aislada: el método de montado en anillo y canulado, método presurizado. El método de preparación del buque montado en anillo consiste en dos cables pasados intraluminally con el segmento de vaso, que sostienen el segmento en su lugar. Midiendo la cantidad de fuerza aplicada en los cables isométrica sostenidos indicadores de la estimulación de la Coevolución. Sin embargo, esta técnica lleva consigo ciertas reservas, en particular, el inevitable daño sufrido por la capa endotelial de la luz como los cables pasan a través de ella30 y el grado variable de estiramientos sostenidos por el segmento aislado que a su vez conduce a distensión de la pared del vaso, en última instancia, que afectan a la sensibilidad del buque a agentes farmacológicos31. La metodología de preparación del recipiente a presión, canulado utiliza un arteriograph compuesto de dos cámaras separadas que cada casa la colocación de una arterial cerebral media (MCA) de un solo animal. Una micropipeta se inserta en cada extremo del tubo, el extremo proximal del segmento se sujeta a la micropipeta con suturas y la luz suavemente se perfunde con una solución salina fisiológica (PSS) para eliminar la sangre y otras sustancias. El extremo distal luego se fija con suturas. Transmural o presión luminal se encuentra levantando los dos embalses conectados a cada pipeta a una altura adecuada por encima de cada segmento pero a diferentes alturas con respecto a los otros32,33,34,35 ,36. Transductores de presión, colocados a lo largo de los embalses y Micropipetas proporcionan perfusión la medición mientras que los vasos se potencian usando un microscopio invertido equipado con un monitor, cámara de vídeo y escalador, lo que permite medición del externo Diámetros MCA. Aunque ambos métodos son útiles, la metodología de preparación del recipiente a presión, canulado imita mejor y permite los vasos investigados para estar más cerca de su en vivo condiciones32,37.
Los efectos de diferentes tipos de impacto (es decir,, no-blast) TBI en respuestas vasculares cerebrales han estudiado previamente en segmentos arteriales cerebrales21,35,36,38. Con un similar ex vivo protocolo MCA para colección de vasos, montaje y como se describe en el presente estudio de la perfusión, estudios anteriores obtuvieron éxito con sus respectivas investigaciones en los mecanismos asociados de la disfunción de la vasculatura cerebral después de TBI. Golding et al34 examinado endotelial mediada por dilataciones en adulto, macho Long-Evans rata MCA tras TCE severo debido a una lesión de impacto cortical controlado (CCI). En un segundo estudio, Golding et al.36 investigado reactividad cerebrovascular hipotensión o CO2 después de la cosecha de MCA de ratas que un CCI suave. Yu et al.38 analizados si peroxinitrito carroñeros mejor dilatorias las respuestas para reducción presión intravascular en adultos, macho Sprague-Dawley rata MCA los segmentos sometidos a FPI mientras Mathew et al21 estudiaron respuestas miógenas a hipotensión en MCA de cosechadas después de moderada, FPI central.
Para investigar mejor la hipótesis eso bTBI, como ráfaga no TBI, resultados en la reactividad vascular cerebral deteriorada, probamos un mecanismo contribuyendo a la autorregulación comprometida mediante la medición de respuestas dilatorias miógenas a presión intravascular reducida ex vivo en aislado y a presión roedores MCA segmentos (figura 1) de ratas sometidas a bTBI suave usando un modelo de tubo de descarga de simulador de explosión avanzado (ABS) (figura 2 y figura 3) (ver Rodríguez et al39 Tabla 1) que utiliza aire comprimido entregado directamente a una cámara controlador Freidlander como40 sobre y debajo de la presión de generar olas (ver Rodríguez et al39figura 1A).
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58792/58792fig1.jpg"> Figura 1 : Ubicación de la arteria cerebral media (MCA). Vista ventral del cerebro de rata, destacando la ubicación de la MCA en relación con las arterias cerebrales posteriores (ACP), arterias carótidas internas (ACI), arterias carótidas externas (CEPA), (BA) de la arteria basilar y arterias carótidas comunes (CCA). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58792/58792fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58792/58792fig2.jpg"> Figura 2 : Avanzado dispositivo de tubo de descarga simulador de explosión (ABS). El ABS se utiliza para producir lesión por explosión primaria en todos los animales de estudio. 1 = sala de conductor; 2 = cámara de expansión;  3 = cámara de muestra; 4 = supresores de onda reflejada; estrella amarilla = bandeja de muestra. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58792/58792fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

<table><tbody><tr><td>Simulador de voladura avanzado (ABS)</td><td>Dyn-FX Consulting, Ltd. y ORA, Inc.</td><td>N/A</td><td>Tubo de choque simulador de explosión utilizado para inducir lesiones primarias por explosión&nbsp;</td></tr><tr><td>Ratas adultas, machos, Sprague-Dawley&nbsp;</td><td>Charles River Laboratories</td><td>N/A</td><td>Animales de experimentación</td></tr><tr><td>Arteriograph</td><td>Living Systems Instrumentation, Inc.</td><td>Arteriografía</td><td>Montaje de las arterias recolectadas y medición del diámetro de la luz&nbsp;</td></tr><tr><td>Rongeurs óseos,</td><td>grandes FST Fine Science Tools</td><td>Friedman Rongeur</td><td>Extracción de cerebro del cráneo</td></tr><tr><td>Rongeurs óseos, pequeños</td><td>FST Fine Science Tools</td><td>Boynton Rongeur</td><td>Extracción del cerebro del cráneo</td></tr><tr><td>CaCl2&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>Cloruro de calcio</td><td>Preparación de roedores, solución salina fisiológica arterial cerebral media (PSS)</td></tr><tr><td>Tapones para los oídos</td><td>3M</td><td>Tapones de espuma para los oídos 1100 Clase AL&nbsp;</td><td>Evite lesiones de la membrana timpánica del oído cuando esté en la máquina de granallado&nbsp;</td></tr><tr><td>Glucosa</td><td>Sigma</td><td>D-[+]-Glucosa</td><td>Preparación de roedores, solución salina fisiológica (PSS) de la arteria cerebral media&</td></tr><tr><td>nbsp;</td><td>Piramal Enterprises Limited&nbsp;</td><td>Isoflurano, USP</td><td>Anestésico</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>Cloruro de potasio</td><td>Preparación de roedores solución salina fisiológica arterial cerebral media (PSS)</td></tr><tr><td>MgSO4&bull; 7H2O&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>Sulfato de magnesio</td><td>Preparación de roedores, solución salina fisiológica arterial cerebral media (PSS)</td></tr><tr><td>Micropinzas</td><td>, Buxton Biomedical, Inc.</td><td>Micro atado Fcps, 180 mm</td><td>Extracción de cerebro del cráneo</td></tr><tr><td>Láminas de Mylar</td> Texas <td>Art Supply</td> Membrana de <td>Mylar</td><td>utilizada para la acumulación de aire comprimido durante la voladura</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>Cloruro de sodio</td><td>Preparación de roedores solución salina fisiológica arterial arterial del cerebro medio (PSS)</td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma</td><td>Bicarbonato</td> <td>de sodioPreparación de roedores, solución salina fisiológica arterial cerebral media (PSS)</td></tr><tr><td>Sutura de nylon</td>, <td>Ethicon</td><td>10-0, Sutura de nylon, monofilamento negro, 5" (13 cm)</td><td>Montaje de arterias recolectadas y medición del diámetro del lumen&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td></tr><tr><td>Hoja de bisturí # 10</td><td>Bard-Parker</td><td>10 Hoja quirúrgica de acero inoxidable</td><td>Extracción de cerebro del cráneo</td></tr><tr><td>Espátula</td> quirúrgica <td>Delmaks Surgico</td><td>Cemento Espátula&nbsp;</td><td>Extracción de cerebro del cráneo</td></tr><tr><td>Termómetro&nbsp;</td><td>Physitemp Instruments, Inc.,&nbsp;</td><td>Termómetro de monitoreo Thermalert Monitoreo</td><td>de la temperatura corporal central del animal de experimentación&nbsp;</td></tr><tr><td>Ventilador de volumen&nbsp;</td><td>Aparato de Harvard, Inc.</td><td>Ventilador para animales pequeños</td><td>Respiración constante y constante del animal experimental intubado</td></tr><tr><td>Manta de agua Manta de agua</td><td>Gaymar Industries, Inc.&nbsp;</td><td>Almohadilla de terapia de temperatura Mul-T-Pad</td><td>Mantenimiento de la temperatura corporal del animal de experimentación&nbsp;</td></tr></tbody></table>

efectos de neurotrauma inducido ráfaga en roedor a presión media de las arterias cerebrales

Effects of Blast-induced Neurotrauma on Pressurized Rodent Middle Cerebral Arteries

Aunque se han realizado estudios sobre los efectos histopatológicos y comportamiento de la exposición de la ráfaga, pocos se han dedicado a efectos vascular cerebral de la ráfaga. Impacto (es decir,, no-blast) traumatismo craneoencefálico (TCE) se conoce para disminuir la presión de autorregulación de la vasculatura cerebral en humanos y animales de experimentación. La hipótesis de que ráfaga-inducida por traumatismo craneoencefálico (bTBI), como impacto LCT, resulta en la reactividad vascular cerebral deteriorada se evaluó midiendo las respuestas dilatorias miógenas a presión intravascular reducida en roedor arterial cerebral media (MCA) segmentos de ratas sometidas a bTBI suave utilizando un tubo de descarga de simulador de explosión avanzado (ABS). Ratas Sprague-Dawley adultas, macho fueron anestesiadas, intubadas, ventiladas y preparadas para bTBI simulada (manipulación idéntica y anestesia salvo lesión por explosión) o bTBI suave. Las ratas fueron asignadas aleatoriamente a recibir bTBI simulada o bTBI suave seguido de sacrificio 30 o 60 min después de la lesión. Inmediatamente después bTBI, righting reflejas tiempos de supresión (RR) se evaluaron, se completó la eutanasia en los puntos de tiempo después de la lesión, el cerebro fue cosechado y los segmentos individuales de MCA fueron recogidos, montados y a presión. Como la presión intraluminal perfundida a través de los segmentos arteriales se redujo en 20 mmHg incrementos de 100 a 20 mmHg, diámetros MCA fueron medidos y registrados. Con la disminución de la presión intraluminal, MCA diámetro aumentado significativamente por encima de la basal en los grupos de bTBI simulada mientras que las respuestas de dilatador MCA se redujeron significativamente (p < 0.05) en ambos grupos bTBI evidenciada por el deterioro, más pequeño Diámetros MCA registran para los grupos bTBI. Además, la supresión de la RR en los grupos bTBI fue significativamente (p < 0.05) más alta que en los grupos de bTBI simulada. MCA de recogida de la farsa bTBI grupos exhiben propiedades vasodilatadoras típico a disminuciones en la presión intraluminal mientras que de MCA después bTBI exhibida significativamente deterioraron miógenas respuestas vasodilatadoras reducido la presión que persistió durante al menos 60 minutos después bTBI.

Sobrepresión bTBI media para todos los animales de estudio fue ±1.14 20,9 psi (138 kPa ±7.9). La duración promedio de enderezamiento supresión del reflejo (RR) para ratas sometidas a exposición ABS bTBI shockwave (5,37 min ±2.1) no fue significativamente mayor (p = 0.36, bTBI vs sham) que en el grupo sham (5,10 min 1,6).
En ambos el 30 y 60 min simulado grupos, diámetros MCA aumentaron por encima de la línea de base como presión intraluminal se redujo de 100 a 20 mmHg. En comparación con sus correspondientes grupos de sham, las respuestas dilatorias MCA a la continua impusieron reducción en la presión intravascular en los 30 min observado (p = 0,01, bTBI vs impostor) y 60 min (p = 0,02, bTBI vs sham) ABS bTBI grupos fueron redujo significativamente después de la exposición de la ráfaga (figura 5). Para una discusión más detallada de estos resultados, véase Rodríguez et al39.
Estos estudios revelaron que bTBI suave deteriorada significativamente las respuestas cerebral compensatoria dilatador a presión intravascular reducida en 30 y 60 min después bTBI suave mientras que los niveles de ondas de choque suave utilizado en estos estudios dio lugar a la duración de los segmentos MCA supresión de RR (&lt; 30 s) similares a los de las ratas sham heridos.
Análisis estadísticos se realizaron con el software. La respuesta miogénica a cambios en la presión intravascular se evaluó mediante el cálculo de porcentaje de cambio de referencia (100 mmHg) para cada nivel de la presión intraluminal (80, 60, 40 y 20 mmHg). T-pruebas estudiante se utilizaron para evaluar las diferencias entre las instantáneas de grupo bTBI y farsa. Diferencias en las respuestas de dilatador MCA entre grupos bTBI y farsa fueron evaluadas utilizando el test de comparaciones múltiples de una Dunnett repetidos análisis de varianza unidireccional (ANOVA) y prueba de Bartlett para igual variación.
Debido a la reducción en potencia estadística que resulta de la prueba repetida, las comparaciones en cada punto específico de la presión en el MCA experimentos (e.g., entre 80 y 100 mmHg, o entre 40 y 60 mmHg, etc.) no se realizaron. Significado fue aceptado en el p ≤ 0.05 nivel. Todos los datos en el texto, referencia de la tabla y figura se expresa como ± errores estándar de los medios (SEM).
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58792/58792fig5.jpg"> Figura 5 : Efectos de bTBI sobre las respuestas de la arterial cerebral media (MCA) a presión intravascular reducida. Respuestas del dilatador a la progresiva reducción en la presión intravascular exhibió respuestas vasodilatadoras deterioradas y se redujeron significativamente en los 30 min (p = 0,01, bTBI vs impostor) y 60 min (p = 0,02, bTBI vs impostor) bTBI grupos (n = 6/Grupo) después de la exposición de la ráfaga frente a ambos grupos de tratamiento simulado (n = 12). En ambos el 30 y 60 min simulado grupos, diámetros MCA aumentaron por encima de la línea de base como presión intraluminal se redujo de 100 a 20 mmHg. Valores se trazan como medios ± SEM. *p &lt; 0.05 vs impostor. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58792/58792fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Aquí, presentamos un protocolo para describir métodos ex vivo determinación de la reactividad vascular después de una explosión primaria una lesión cerebral traumática (bTBI) con segmentos de roedores, aislado y a presión arterial cerebral media (MCA). bTBI inducción se logra mediante un tubo de descarga, también conocido como un dispositivo simulador de explosión avanzado (ABS).

Efectos de Neurotrauma inducido ráfaga en roedor a presión media de las arterias cerebrales

Though there have been studies on the histopathological and behavioral effects of blast exposure, fewer have been dedicated to blast&#39;s cerebral ...

Este método ayuda a responder si la lesión cerebral traumática produce lesiones vasculares cerebrales y si el alcance de los efectos se extiende a una respuesta vascular miogénica deteriorada. La preparación arterial presurizada aislada nos permite separar los efectos directos de la exposición a la explosión en las arterias cerebrales de los efectos indirectos causados por la exposición a la explosión en el cerebro. Preparaciones arteriales aisladas y presurizadas se pueden utilizar para estudiar la función vascular en una variedad de enfermedades o condiciones, incluyendo accidente cerebrovascular, hipertensión, y luego la diabetes.El objetivo de nuestros estudios es identificar las terapias que mantienen la capacidad de la circulación cerebral para proteger el cerebro de los efectos nocivos de la hemorragia. Demostrando los procedimientos hoy estarán Maggie Parsley, la subdirectora de nuestro laboratorio y Yaping Zeng, nuestra técnica jefe de investigación. Para preparar el simulador de granallado avanzado, o ABS, utilice una cinta adhesiva de 2,54 centímetros para cinta adhesiva a lo largo del borde superior de cuatro láminas de Mylar apiladas precortados.Con una segunda pieza de cinta, fije el borde superior de la membrana Mylar a la parte superior de la cámara de expansión sobre el centro de la abertura entre el conductor y las cámaras de expansión. Sustituya las dos varillas de rosca en la parte superior de la cámara y apriete a mano todas las tuercas de la tapa que rodean la cámara para fijar la cámara del conductor contra la membrana mylar. Apriete la perilla de la bomba de mano hidráulica y observe un umbral de presión constante en el medidor hidráulico para confirmar que la cámara del conductor permanece presurizada sin fugas.A continuación, abra el archivo de adquisición del gatillo que registra las trazas de presión del dispositivo de explosión ABS en el ordenador del dispositivo de explosión ABS. Para preparar a la rata anestesiada para la lesión, utilice pinzas de recogida largas para colocar la lengua a un lado y limpiar a lo largo del interior de la garganta con una punta de hisopo de algodón empapada de lidocaína antes de insertar suavemente una stylette que contenga un tubo endotraqueal en la tráquea. Una vez intubado, inserte el extremo de la manguera del ventilador en el extremo exterior del tubo endotraqueal y observe y confirme que la rata está respirando constantemente y sin dificultad.A continuación, retire la bandeja de muestra ABS de la cámara de la muestra y caliente la bandeja bajo una lámpara de calor. Mientras la bandeja se está calentando, afeita la parte superior del cuero cabelludo desde arriba de los ojos hasta entre las orejas y usa tijeras para cortar un tapón de espuma de tamaño estándar desde la base hasta la punta redondeada en mitades verticales idénticas. A continuación, inserte una pieza cortada a la mitad en cada punta del oído, primero a lo largo del canal auditivo, hasta que se haga contacto con la membrana timpánica.Extracción de la manguera del ventilador del tubo endotraqueal, deslice rápidamente pero suavemente la rata en el extremo superior de la bandeja de la muestra, guiando cuidadosamente la cabeza a través de la abertura del soporte de la cabeza y el collar de goma. Cuando la rata esté en su lugar, vuelva a insertar la manguera del ventilador en el tubo endotraqueal y verifique que el collar de goma esté firmemente asegurado, pero no firmemente alrededor del cuello, y que la rata esté colocada en una posición lateral propensa. A continuación, bloquee y asegure la bandeja de muestras ABS que contiene la rata anestesiada en la cámara de la muestra ABS y pellizque suavemente los dedos de las patas traseras con pinzas largas cada tres segundos hasta que se provoque una respuesta reflejo de abstinencia.Haga clic en Inicio en la página de adquisición abierta en el ordenador del dispositivo de granallado ABS y mantenga presionado el gatillo del dispositivo de explosión ABS en la ventana de adquisición hasta que la explosión se apague, rompiendo la membrana mylar y administrando la lesión por explosión ABS. Justo después de que la explosión detona, inicie un segundo temporizador para realizar un seguimiento de cuánto tiempo transcurre en minutos y segundos hasta que la rata se aleje, después de la lesión, y coloque la rata en la posición supina en la almohadilla azul y el calentamiento para la evaluación de la supresión del reflejo de calificación. Para extraer la arteria cerebral media, usa una hoja de bisturí número 10 para hacer una incisión vertical de una pulgada y media desde la parte superior del cuero cabelludo afeitado hasta el cóndilo occipital y usa pequeños rongeurs óseos para abrir y separar la piel del cuero cabelludo del hueso del cráneo.Usando grandes rongeurs óseos, corte y extraiga el occipital, interparietal e inferior de la mitad de los huesos frontales que encierran el cerebro y utilice una espátula quirúrgica para excavar cuidadosamente el cerebro del cráneo una vez que se ha liberado del hueso circundante. Deposite el cerebro cosechado en un pequeño plato de Petri de vidrio que contenga solución de sal fisiológica refrigerada, o PSS, en un bloque de hielo sólido bajo un microscopio diseccionado, y retire cuidadosamente las arterias cerebrales media izquierda y derecha, o MCAs, comenzando en el círculo de Willis y continuando lateral y dorsalmente durante aproximadamente cuatro a cinco milímetros. Utilice micro fórceps para limpiar suavemente los segmentos de MCA recogidos y montar las arterias en un arteriograma.Cannular el extremo proximal de cada segmento con un vidrio, micropipeta de 70 micrómetros de diámetro y asegurar las pipetas con suturas de nylon de 10 O. Perfuma suavemente la lumina con PSS para eliminar cualquier sangre residual y puede regular el extremo distal de cada segmento con una segunda micropipeta sin estirar el tejido arterial. Asegure las micropipetas con un segundo conjunto de suturas de nylon de 10 O y coloque el arteriograma en el escenario de un microscopio invertido equipado con una cámara y un monitor.Elevar las botellas del depósito conectadas a las micropipetas a una altura adecuada por encima de los segmentos para equilibrar los segmentos de MCA a una presión de 50 milímetros de mercurio durante 60 minutos. Al final del período de equilibrio, ajuste las botellas a diferentes alturas entre sí para examinar las respuestas dilatorios del vaso, baje las botellas del depósito para reducir la presión intravascular a 80 milímetros de mercurio y permita que los segmentos se equilibren durante 10 minutos. Luego, reduzca la presión intravascular a 60, 40 y 20 milímetros de mercurio, permitiendo que los segmentos se equilibren después de cada cambio de presión.En este gráfico representativo, el diámetro arterial se representa en el eje Y como el cambio porcentual del diámetro a una presión basal de 100 milímetros de mercurio. En el eje X, se muestran las diferentes presiones intravasculares a las que se probaron las respuestas dilatory arteriales. Para el grupo de lesiones falsas, los diámetros de la MCA aumentaron por encima de la línea de base y continuaron dilatándose normalmente a medida que la presión intraluminal se redujo de 100 a 20 milímetros de mercurio.En cambio, las respuestas dilatarias de la MCA a la reducción continua impuesta de la presión intravascular en los grupos observados de lesiones cerebrales traumáticas inducidas por granallado de 30 y 60 minutos se redujeron significativamente en su capacidad de dilatar después de la exposición a explosiones, lo que indica un deterioro significativo de las respuestas vasodilatadoras cerebrales a la reducción de la presión. Las técnicas de extracción, recuperación, montaje y profusión del recipiente son tremendamente intrincadas, y se debe tener todo lo posible por un cuidado preciso al realizar estos procedimientos.

effects-blast-induced-neurotrauma-on-pressurized-rodent-middle

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Fuente: Logsdon, A. F., et al. Modelo de onda expansiva de baja intensidad para la evaluación preclínica de la lesión cerebral traumática leve de cabeza cerrada en roedores. J. Vis. Exp. (2020)Este video demuestra la inducción de una lesión cerebral traumática leve de cabeza cerrada en un modelo de ratón utilizando una configuración de tubo de choque de gas presurizado. La onda de presión generada rompe la membrana de poliéster, entregando una onda de choque a la cabeza del ratón que resulta en...

Generación de una lesión cerebral traumática leve de cabeza cerrada en un modelo murino

Monitorización de la perfusión cerebral se ha demostrado para mejorar la precisión en modelos de ictus isquémicos. Las dificultades técnicas a menudo limitan el uso de esta herramienta esencial para la investigación cerebrovascular. En este vídeo, un sistema optimizado se muestra para obtener una monitorización hemodinámica única o multi-sitio durante la oclusión intraluminal de la arteria cerebral en ratas.

Sistema optimizado para la monitorización de la perfusión cerebral en el modelo de rata de Carrera intraluminal oclusión arteria cerebral media

Se describe un método altamente reproducible para la oclusión permanente de un vaso sanguíneo principal cerebral de roedor. Esta técnica se puede lograr con muy poco daño periférico, mínima pérdida de sangre, una alta tasa de supervivencia a largo plazo, y el volumen del infarto coherente acorde con la población clínica humana.

Permanente oclusión vascular cerebral<em&gt; Vía</em&gt; Ligadura doble y transección

Aquí se presenta un protocolo para producir una oclusión distal medio permanente de la arteria cerebral en ratas hembras de edad avanzada con la oclusión simultánea de las arterias carótidas para generar grandes infartos corticales y los déficits sostenidos. Mostramos la confirmación del tamaño de la lesión mediante resonancia magnética estructural a las 24 horas y 8 semanas después del accidente cerebrovascular.

Realización Permanente distal cerebral media carótida común con oclusión de la arteria en ratas de edad avanzada para el Estudio de la isquemia cortical con sostenida de la discapacidad

Presentamos aquí un protocolo de un modelo de onda expansiva para roedores para investigar los efectos neurobiológicos y fisiopatológicos de la lesión cerebral traumática leve a moderada. Establecimos una configuración de sobremesa impulsada por gas equipada con sensores de presión que permiten una generación confiable y reproducible de lesiones cerebrales traumáticas leves a moderadas inducidas por explosiones.

Modelo de onda blástica de baja intensidad para la evaluación preclínica de la lesión cerebral traumática leve de cabeza cerrada en roedores

Este protocolo describe una novedosa técnica de medir los tres parámetros más importantes de la lesión cerebral isquémica en el mismo conjunto de muestras cerebrales de roedores. El uso de una sola muestra cerebral es altamente ventajoso en términos de costos éticos y económicos.

Medición del edema cerebral post-accidente cerebrovascular, zona infarta y descomposición de la barrera hematoencefálica en un solo conjunto de muestras cerebrales de roedores

Aquí se presentan métodos para producir exposiciones repetidas a explosiones de baja intensidad utilizando ratones.

Modelado de la exposición a explosiones de bajo nivel altamente repetitivas en ratones

El protocolo actual describe un modelo de rata de oclusión/reperfusión de la arteria cerebral media que preserva la estructura anatómica de los vasos cerebrales sin causar daño.

Un modelo en ratas de oclusión/reperfusión de la arteria cerebral media sin dañar la estructura anatómica de los vasos cerebrales

Este protocolo describe un sistema de aire de sobrepresión personalizado diseñado para inducir lesiones del sistema nervioso central (SNC) de sistema cerrado en ratones, incluidos traumatismos oculares, cerebrales y de la médula espinal. El objetivo de este protocolo es proporcionar un marco para que los investigadores adapten y amplíen fácilmente el sistema para sus estudios únicos de trauma en el SNC.

Sistema para la lesión focal y cerrada del sistema nervioso central

El objetivo de este estudio fue establecer un método reproducible para realizar una craneectomía seguida de una oclusión permanente y selectiva de la arteria cerebral media en ratas, para su aplicación en estudios experimentales de déficits de memoria motora y espacial.

Oclusión selectiva y permanente de la arteria cerebral media en ratas: un enfoque experimental para estudiar déficits de memoria motora y espacial

Aprende a evaluar la reactividad vascular ex vivo tras lesión cerebral traumática por explosión utilizando segmentos de arteria cerebral media aislados y presurizados en roedores. Este método permite estudiar los efectos directos del trauma en la función vascular cerebral.

Efectos de Neurotrauma inducido ráfaga en roedor a presión media de las arterias cerebrales

Explorar más videos