Name: Espectroscopia de resonancia magnética funcional en 7 T en la corteza del cañón de rata durante la activación de la barba (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-02-08T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 26 s
Description: Aprende a medir fluctuaciones de lactato en la corteza somatosensorial de ratas usando resonancia magnética funcional BOLD y espectroscopía de protones 1H-MRS. Este método no invasivo permite estudiar cambios metabólicos cerebrales en tiempo real.

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Este trabajo fue apoyado por la concesión del rastro de la empresa LabEx, referencia ANR-10-LABX-57 y un Francés-Suiza ANR-FNS otorga referencia ANR-15-CE37-0012. Los autores agradecen Aurélien Trotier por su apoyo técnico.

Animales todos los procedimientos se llevaron a cabo siguiendo las directrices de Experimentación Animal de la Directiva Europea del Consejo de las comunidades de 24 de noviembre de 1986 (86/609/CEE). El protocolo se reunieron las directrices éticas del Ministerio francés de agricultura y bosques y fue aprobado por los comités de ética locales (Comité d 'éthique pour L' expérimentation Animale Burdeos n ° 50112090-A).
Nota: Durante las mediciones de Señor, un nivel adecuado de anestesia y monitoreo fisiológico (temperatura corporal, frecuencia respiratoria) son requisitos imprescindibles.
1. los animales
<ol><li>Utilizar ratas Wistar macho pesa entre 350 y 450 g.</li>
	<li>Mantenerlos en una 12:12 h luz: oscuridad ciclo y proporcionar alimento y agua ad libitum.</li>
</ol>2. anestesia
<ol><li>Preparar el equipo necesario para la anestesia (figura 1A, B, véase Tabla de materiales): una jeringa de 5 mL con medetomidina en solución salina fisiológica (240 μg/kg/h, con una tasa de perfusión de 20 μl/min), una jeringa de 0.5 mL que contiene atipamezole (20 μL, en 0,5 mL de solución salina) y ungüento oftálmico. Nota: Guarde todo el equipo bajo la campana, excepto la jeringa de 5 mL que contiene medetomidina, que se coloca en la bomba de jeringa cerca del imán para la anestesia durante la adquisición del Señor.</li>
	<li>Colocar la rata en la cámara de inducción, empezar la anestesia mediante la entrega de 4% de isoflurano y ajustar el flujo de oxígeno a 1,5 L/min.</li>
	<li>Evaluar la profundidad de la anestesia mediante la evaluación de la retirada de los reflejos de la pata.</li>
	<li>Cuando la rata no responde a la estimulación, saque de la caja de la anestesia, colocar en el Banco con su nariz en la máscara del isoflurano y mantener anestesia mediante la entrega de 2,5% en oxígeno a 1,5 L/min.</li>
	<li>Suavemente masaje la cola y colocar el torniquete (figura 1). Nota: El masaje puede realizarse con agua tibia, con una temperatura entre 38 y 42 ° C, para obtener mejor vasodilatación de las venas.</li>
	<li>Inserte el catéter intravenoso periférico (22 G), previamente heparinizado, en la vena de la cola izquierda o derecha. Tenga en cuenta que se observa un retorno venoso (es visible en la parte distal de la aguja una gota de sangre) cuando el catéter está correctamente insertado (figura 1).</li>
	<li>Sople burbujas de aire presentes en el volumen de espacio muerto del catéter usando la jeringa de 2 mL que contiene solución salina y heparina.</li>
	<li>Aplicar el ungüento oftálmico y prepare la jeringa que contiene atipamezole (17 μg/mL) para despertar la rata al final del experimento.</li>
</ol>3. rata colocación en imán para la estimulación de la barba
<ol><li>Coloque un sensor de respiración en la cama de imán y luego transferir la rata del Banco a la cama de imán. Coloque en la posición propensa con su nariz en la máscara del isoflurano, con el sensor de respiración situado entre la caja torácica y el imán. Nota: Todo el equipo que entra en la habitación de MRI debe ser seguro para MRI.</li>
	<li>Disminuir el isoflurano (del 4% al 1.5%-2%) durante la colocación del rata y cambie la anestesia a la medetomidina en el final de este procedimiento. Que sean los bigotes derecha libres, después de haber cortado el borde derecho en la parte delantera de la cama de MRI antes para permitir el movimiento de los bigotes de rata.</li>
	<li>Sostener la rata en su posición con cinta adhesiva y controlar su respiración, que debe estar entre 60 y 80 respiraciones por minuto.</li>
	<li>Hacer una vela que atrapa bien bigotes en la cinta de papel (figura 2). Alinee el tubo de salida flexible del sistema de soplo de aire a lo largo de la rata cama de MRI de modo que la parte que sale del tubo quede perpendicular y alrededor de 1,5 cm de la vela. Fijar con cinta de papel.</li>
</ol>4. barba estimulación
<ol><li>Conectar el tubo flexible de entrada de una fuente de aire comprimido (1 bar) a una solenoide control válvula de entrada y el tubo de salida a la salida de la válvula de control solenoide (figura 3). Asegúrese que la válvula de control solenoide se queda fuera de la sala del imán.</li>
	<li>Conecte el dispositivo de pulsación en la válvula de solenoide y el imán con la lógica del transistor-transistor (TTL)-Puerto. Configurarlo para que la frecuencia de la pulsación = 8 Hz, el tiempo de pulsación = 20 s y el tiempo de descanso = 10 s. Nota: Estos parámetros, visualizados en el pequeño cristal líquido (LCD) pantalla de visualización, son ajustables mediante los potenciómetros analógicos dedicados tres. El dispositivo electrónico de pulso, que controla el paradigma, debe estar compuesto de componentes electrónicos de alta calidad para evitar cualquier deriva en parámetros de tiempo (para postproceso correcto).</li>
</ol>5. negrita fMRI adquisición
<ol><li>Colocar el cerebro de la rata está en una posición vertical y utilice las barras de oído para mantenerlo. Coloque la bobina de serie de volumen por encima de la cabeza de la rata (Figura 4A) y fijarlo con cinta. Compruebe que la vela mueva correctamente (movimiento anteroposterior, sin rotación y sin fricción de la vela) cuando el sistema de soplo de aire es convertido en; a continuación, apáguelo.</li>
	<li>Inserte la cama y la bobina en el centro del imán. Compruebe que la vela está todavía avanzando correctamente una vez que la cama está dentro del imán cuando el sistema de aire-puff está en; a continuación, apáguelo. Cambiar totalmente de isoflurano a medetomidina (tasa de perfusión: 20 μl/min).</li>
	<li>Compruebe que la rata está bien situado con una secuencia de localización (TE = 2,5 ms; TR = 100 ms; promedio = 1; repetición = 1; rodaja = 1 mm; tamaño de imagen = 256 x 256; campo de visión (FOV) = 50 x 50 mm; tiempo de exploración = 12 s 800 ms). Arrastre la ficha secuencia de localizador en el nombre de la instrucción y haga clic en continuar.</li>
	<li>Arrastre la ficha secuencia de T2_Star_FID_EPI en el nombre de instrucción, centro del campo visual en el centro del cerebro y haga clic en la ficha de la plataforma de ajuste para abrir la instrucción exploración editado. Registrar un mapa de0 B y proceder a una cuña de exploración. Nota: Para ver un mapa de0 B, utilice los siguientes parámetros: primera vez de echo = 1,65 ms; TR = 20 ms, promedio = 1; tapa ángulo = 30°; espaciamiento del eco = 3,805 ms; rodaja = 58 mm; tamaño de imagen = 64 x 64 x 64; Campo de visión = 58 x 58 x 58 mm; tiempo de exploración = 1 m 24 s 920 Sra. para calce de exploración, utilice los siguientes parámetros: excitación selectiva de voxel = pulso gaussiano de vapor; TE = 5 ms; tiempo de mezcla = 10 ms; duración de adquisición = 204,8 ms; ancho de banda = 10.000 Hz; tiempo de permanencia = 50 μs).</li>
	<li>Iniciar la secuencia de Star_FID_EPI T2 (TE = 16,096 ms; TR = 500 ms; promedio = 1; repetición = 600; rodaja = 1 mm; cuatro sectores consecutivos; tamaño de imagen = 128 x 128; Campo de visión = 20 x 20 mm; ancho de banda = 333.333,3 Hz; tiempo de exploración = 5 min 00 s). Nota: Por el puerto TTL, una señal de disparo externa comenzará el sistema de soplo de aire al mismo tiempo. El paradigma = [activación s 20 + 10 resto s] x 10, de la duración total de los 600 escaneos, 500 ms por escaneo. Las láminas están centradas en el centro de la zona de campo de barril.</li>
	<li>Adquirir otra secuencia de localización (igual que el paso descrito en 5.3) para comparar con la primera de ellas y comprobar si la rata ha trasladado durante la secuencia de T2_Star_FID_EPI.</li>
	<li>Llevar la cama a su posición inicial, retirar la bobina de la gama de volumen y conectar la bobina de superficie.</li>
</ol>6. procesamiento en negrilla
<ol><li>Abra el archivo Star_FID_EPI T2 y leer la imagen T2 Star_FID_EPI en Pantalla de imagen. Abra la ventana de arranque del regulador funcional, llamado FunController.</li>
	<li>En esta ficha proceso , seleccione la ventana de proyección de imagen funcional y definir el protocolo de estimulación (duración y alternancia de On/Off períodos, correspondientes al paradigma utilizan).</li>
	<li>Seleccione la ventana de protocolo (conjunto de datos con 600 Marcos), introduzca el valor de 40 en la pestaña De período y 20 en el período la ficha haga clic en la ficha Reconocimiento de invertir y arrastre el regulador de Estados de estimulación a la izquierda para seleccionar el valor de 1.</li>
	<li>En la ventana de preprocesamiento, haga clic en el filtro de la mediana en plano para el proceso previo y en el filtro de la mediana (2D, 3D) para postproceso.</li>
	<li>Haga clic en la pestaña Execute y arrastre los cursores para ajustar la tabla de búsqueda de recubrimiento. Visualizar el área cerebral activada (Figura 4B).</li>
</ol>7. protón señora adquisiciones
<ol><li>Para colocar correctamente la bobina de superficie, modificar la posición de la cabeza de la rata. Gire la cabeza (aproximadamente 30° en sentido horario) para que la bobina de superficie (figura 5A) se puede colocar justo por encima de la corteza del cañón izquierdo estando horizontal y situado en el centro del imán dentro del imán.</li>
	<li>Coloque la bobina de superficie, fijar en el cerebro de la rata usando cinta adhesiva (figura 5B) y compruebe que la vela mueva correctamente (movimiento anteroposterior, sin rotación y sin fricción de la vela) cuando el sistema de soplo de aire es convertido en; luego, apagar el interruptor general.</li>
	<li>Compruebe que la vela se mueva correctamente una vez que la cama está dentro del imán cuando el sistema de soplo de aire. A continuación, apáguelo.</li>
	<li>Compruebe la rata se coloca correctamente utilizando una secuencia de localización. Definir los parámetros como sigue: TE = 2,5 ms; TR = 100 ms; promedio = 1; repetición = 1; rodaja = 1 mm; tamaño de imagen = 256 x 256; Campo de visión = 50 x 50 mm; tiempo de exploración = 12 s ms 800.<ol>
<li>Arrastre la ficha secuencia de localizador en la ventana nombre de instrucciones y haz clic en la ficha continuar para ejecutar el programa de exploración.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Cuando la localización cerebral es correcta, arrastre la ficha secuencia de T2_TurboRARE en la ventana nombre de instrucciones y haga clic en continuar para ejecutar el programa de exploración. Estas imágenes anatómicas, junto con la anterior adquisición de fMRI audaz, permitirá la correcta localización de lo voxel en el S1BF MRS. Nota: Los parámetros de la T2_TurboRARE son 14 rebanadas, 2 mm por rebanada, FOV = 2,5 x 2,5 cm, TE = 100 ms, TR = 5.000 ms, matriz = 128 x 128, tiempo de secuencia = 2 min 40 s.</li>
	<li>Arrastre la ficha secuencia de láser en la ventana nombre de instrucción , lugar de voxel (alto 2 mm, 2,5 mm de largo, 3 mm de profundidad) en el centro de la zona de S1BF.<ol>
<li>Utilizar un atlas del cerebro de rata y la mejora del BOLD fMRI para localizar la zona en las imágenes T2 (figura 6). Haga clic en la ficha de la plataforma de ajuste para abrir la instrucción exploración editado. Haga clic en la ficha de tambalearse y cambiar la impedancia (carga electrónica) de la bobina de recepción un poco a sintonizarla. Haga clic en la ficha aplicar terminado la puesta a punto para cerrar el editor de instrucciones y aplicar los cambios en la instrucción editado.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Registrar un mapa de0 B y proceder a escanear calza y, luego, realizar una cuña de local. Nota: Para ver el mapa de0 B, utilice los siguientes parámetros: primera vez de echo = 1,65 ms; TR = 20 ms, promedio = 1; tapa ángulo = 30°; espaciamiento del eco = 3,805 ms; rodaja = 58 mm; tamaño de imagen = 64 x 64 x 64; Campo de visión = 58 x 58 x 58 mm; tiempo de exploración = 1 m 24 s 920 Sra. para el calce de la exploración, utilice los siguientes parámetros: pulso gaussiano del vapor de la excitación selectiva de voxel; TE = 5 ms; tiempo de mezcla = 10 ms; duración de adquisición = 204,8 ms; ancho de banda = 10.000 Hz; tiempo de permanencia = 50 μs. Para el calce local, utilice los siguientes parámetros: supresión del agua, duración de la adquisición del VAPOR = 1.363,15 ms; puntos = 4.096; ancho de banda en Hz = 3.004,81 Hz; ancho de banda en ppm = 10 ppm; tiempo de permanencia = 166,40 μs; resolución espectral = 0,37 puntos Hz. Los parámetros del láser son: Eco tiempo = ms 19,26; TR = 2.500 ms; promedio = 128 o 32; tiempo de exploración = 5 min 20 s o 1 min 20 s; puntos de adquisición = 4.096.</li>
	<li>Realizar a 1H-MRS.<ol>
<li>Empezar a la 1H-MRS adquisición primero durante un período de descanso (exploraciones LASER de 4 x 32 + 128 láser escanea; 2.500 ms por scan).</li>
		<li>Adquirir otra secuencia de localización (igual que el paso descrito en 5.3) para comparar con el primero de ellos grabado y asegurar que la rata no se ha movido durante la adquisición de láser.</li>
		<li>Realizar 1H-MRS durante la activación de barba utilizando la secuencia de láser (exploraciones LASER de 4 x 32 + 128 láser escanea; 2.500 ms por scan) con el sistema de aire-puff (paradigma = 20 s de activación y 10 s de descanso).</li>
		<li>Una vez más, realizar una secuencia de localización para verificar si la rata se ha movido. Nota: El número de exploraciones y periodos de reposo/activación puede ser adaptado y modificado, pero siempre asegúrese de que la rata no está moviendo realizando periódicamente una secuencia de localización.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Llevar la cama a su posición inicial, quitar la bobina de superficie y retroceder a la rata a la banca. Inyectar el atipamezole en un pliegue de piel en la parte posterior de la rata para revertir la anestesia y despertarlo.</li>
</ol>8. procesamiento de la señora del protón
<ol><li>Abra el software de LCModel y haga clic en la pestaña correspondiente para seleccionar el tipo de datos adecuado ( Decadencia de inducción libre archivo) y elegir el archivo correcto. Haga clic en la ficha OK cuando se hace.</li>
	<li>Optimizar los parámetros de control de cuantificación paso a paso.<ol>
<li>En la sección título , manualmente Introduzca un título y definir una gama adecuada de ppm (p. ej., 0,2 a 4,0 ppm) escribiendo manualmente en el valor necesario en los campos correspondientes.</li>
		<li>En la sección de archivo de base , seleccione y descargue el archivo para colocar correctamente la base de la macromolécula (puede ser proporcionado por el proveedor del software).</li>
		<li>Definir y cargar los parámetros de control de entrada. Preparar la operación de guardar proceso de todo tipo de archivos útiles previamente (tabla = mesas compactas; PS = salida de PostScript necesario; CSV = formato para hojas de cálculo; COORD = coordenadas de parcelas). Haga clic en la ficha de RunLCModel para iniciar la cuantificación de LCModel.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Definir metabolitos seleccionadas para generar estadísticas. Nota: LCModel ofrece cuantificación de metabolitos y estimaciones de errores por un valor que se llama cota inferior de Cramér-Rao (CRLB). Un valor con un CRLB < 15 se considera como una cuantificación óptima. Un CRLB > 25 indica un valor poco fiable.</li>
</ol>

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<li>Sarchielli, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+1H-MRS+findings+in+migraine+patients+with+and+without+aura+assessed+interictally%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Functional 1H-MRS findings in migraine patients with and without aura assessed interictally.</a> Neuroimage. 24, 1025-1031 (2005).</li>
<li>Baslow, M. H., Hrabe, J., Guilfoyle, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+relationship+between+neurostimulation+and+N-acetylaspartate+metabolism+in+the+human+visual+cortex%3A+evidence+that+NAA+functions+as+a+molecular+water+pump+during+visual+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Dynamic relationship between neurostimulation and N-acetylaspartate metabolism in the human visual cortex: evidence that NAA functions as a molecular water pump during visual stimulation.</a> Journal of Molecular Neuroscience. 32, 235-245 (2007).</li>
<li>Mangia, S., Tkac, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+relationship+between+neurostimulation+and+N-acetylaspartate+metabolism+in+the+human+visual+cortex%3A+evidence+that+NAA+functions+as+a+molecular+water+pump+during+visual+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Dynamic relationship between neurostimulation and N-acetylaspartate metabolism in the human visual cortex: evidence that NAA functions as a molecular water pump during visual stimulation.</a> Journal of Molecular Neuroscience. 35, 245-248 (2008).</li>
<li>Baslow, M. H., Hrabal, R., Guilfoyle, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+the+authors+to+the+Letter+by+Silvia+Mangia+and+Ivan+Tkac%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Response of the authors to the Letter by Silvia Mangia and Ivan Tkac.</a> Journal of Molecular Neuroscience. 35, 247-248 (2008).</li>
<li>Barros, L. F., Weber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CrossTalk+proposal%3A+an+important+astrocyte-to-neuron+lactate+shuttle+couples+neuronal+activity+to+glucose+utilisation+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">CrossTalk proposal: an important astrocyte-to-neuron lactate shuttle couples neuronal activity to glucose utilisation in the brain.</a> The Journal of Physiology. 596, 347-350 (2018).</li>
<li>Bak, L. K., Walls, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CrossTalk+opposing+view%3A+lack+of+evidence+supporting+an+astrocyte-to-neuron+lactate+shuttle+coupling+neuronal+activity+to+glucose+utilisation+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">CrossTalk opposing view: lack of evidence supporting an astrocyte-to-neuron lactate shuttle coupling neuronal activity to glucose utilisation in the brain.</a> The Journal of Physiology. 596, 351-353 (2018).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La corteza del cañón, también llamada S1BF de la corteza somatosensorial o campo de barril, es una región dentro de la capa cortical IV que se puede observar mediante citocromo c oxidasa tinción9, y su organización es conocida ya que ha sido descrito en gran parte 10,11. Uno vibrisas está conectado a un barril, en que unos 19.000 neuronas se organizan en una columna12. La vía de la barba a barril corteza tiene varia...

El cerebro posee mecanismos intrínsecos que permiten la regulación de su sustrato principal (por ejemplo, glucosa), tanto por su contribución y su utilización, dependiendo de las variaciones en la actividad cerebral local. Aunque la glucosa es el sustrato principal de energía para el cerebro, experimentos llevados a cabo en los últimos años han demostrado que lactato, que es producido por los astrocitos, podría ser un sustrato eficiente de la energía para las neuronas. Esto plantea la hipótesis de una lanzadera de lactato entre astrocitos y neuronas1. ANLS, astrositos neurona lactato transporte2, la teoría es todavía muy debatida pero ha llevado a la propuesta de la glucosa, en lugar de ir directamente a las neuronas, pueden entrar en los astrocitos, donde es metabolizado a lactato, un metabolito que es , entonces, transferido a las neuronas, que utilizan como sustrato energético eficiente. Existir un servicio de transporte en vivo, tendría varias consecuencias importantes tanto para descifrar las alteraciones metabólicas observadas para la comprensión de las técnicas básicas de proyección de imagen cerebral funcional (tomografía por emisión de positrones [PET]) en patologías del cerebro.
Para estudiar el metabolismo del cerebro y, particularmente, las interacciones metabólicas entre neuronas y astrocitos, cuatro técnicas principales están disponibles (no incluye micro-/ nanosensores): autorradiografía, animal doméstico, dos fotones fluorescente microscopia confocal y a la señora. Autorradiografía fue uno de los primeros métodos propuestos y proporciona imágenes de la acumulación regional de radioactivo 14C-2-deoxyglucose en rebanadas de cerebro, mientras PET rendimientos en vivo imágenes de la captación regional de radiactivo 18 F-desoxiglucosa. Ambos tienen la desventaja de la utilización de moléculas de irradiative mientras que la producción de imágenes de resolución espacial baja. Microscopía de dos fotones proporciona resolución celular de sondas fluorescentes, sino dispersión de la luz por tejido limita la profundidad de la proyección de imagen. Estas tres técnicas se han utilizado previamente para estudiar neuroenergetics en roedores durante barba estimulación3,4,5,6. En vivo MRS tiene la doble ventaja de ser no invasivo y no radiactivo, y se puede explorar cualquier estructura cerebral. Por otra parte, MRS puede ser realizado durante la activación neuronal, una técnica llamada a MRS funcional (fMRS), que se ha desarrollado muy recientemente en roedores7. Por lo tanto, se propone un protocolo para monitorizar el metabolismo cerebral durante la actividad cerebral por 1H-MRS en vivo y no invasor. El procedimiento se describe en ratas adultas saludables con la activación del cerebro obtenida por una soplo de aire barba estimulación realizada directamente en un reproductor de imágenes de resonancia magnética (de Sr.) T 7 pero se puede adaptar en animales genéticamente modificados, así como en cualquier condición patológica .

<table><tbody><tr><td>Jeringa de 0,5 ml con aguja</td><td>Becton, Dickinson and Company, EE. UU.</td><td>2020-10</td><td>0,33 mm (29 G) x 12,7 mm</td></tr><tr><td>1H bobina de superficie de espectroscopía</td><td>Bruker, Ettlingen, Alemania</td><td>T116344</td><td></td></tr><tr><td>7T Sistema Bruker Biospec</td><td>Bruker, Ettlingen, Alemania</td><td>70/20 USR</td><td></td></tr><tr><td>Dispositivo de pulsación basado en Arduino Uno</td><td>hecho a</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>medidaAtipamezol</td><td>V&eacute; toquinol, S.A., Francia</td><td>V8335602</td><td>Antisedán, 4,28 mg</td></tr><tr><td>Mascarilla respiratoria</td><td>hecha a</td><td></td><td></td>medida</tr><tr><td>Pomada para los ojos</td><td>TVM laboratoire, Francia</td><td>40365</td><td>Ocry gel 10 g</td></tr><tr><td>Cámara de inducción</td><td>a</td><td></td> medida <td>30x17x15 cm</td></tr><tr><td>Tubo flexible de entrada</td><td>Gardena, Alemania</td><td>1348-20</td><td>4,6 mm de diámetro, 3 m de largo</td></tr><tr><td>Bomba de isoflurano, vaporizador de la serie modelo 100, clásico T3</td><td>Surgivet, Harvard Apparatus</td><td>WWV90TT</td><td>de OH 43017, EE. UU.</td></tr><tr><td>Isoflurano, líquido para inhalación</td><td>Vertflurane, Virbac, Francia</td><td>QN01AB06</td><td>1000 mg/mL</td></tr><tr><td>Bomba de jeringa KD Scientific KD</td><td>sientific, Holliston, EE. UU</td>. <td>Legato 110</td><td></td></tr><tr><td>LCModel software</td><td>LCModel Inc., Ontario, Canadá</td><td>6.2</td><td></td></tr><tr><td>Clorhidrato de medetomidina</td><td>V&eacute; toquinol, S.A., Francia</td><td>QN05CM91</td><td>Domitor, 1 mg/mL</td></tr><tr><td>Rollo de yeso adhesivo de microporos</td><td>3M micropore, Minnesota, Estados Unidos</td><td>MI912</td><td></td></tr><tr><td>Rollo de yeso adhesivo de microporos</td><td>3M microporo, Minnesota, Estados Unidos</td><td>MI925</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de monitoreo de parámetros fisiológicos</td><td>SA Instruments, Inc, Stony Brook, NY, EE. UU</td>. <td>Modelo 1025</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fresenius Kabi, Alemania</td><td>B05XA03</td><td>0,9 % 250 mL</td></tr><tr><td>Tubo flexible de salida</td><td>Gardena, Alemania</td><td>1348-20</td><td>4,6 mm de diámetro, 4 m de largo</td></tr><tr><td>Software Paravision</td><td>Bruker, Ettlingen, Alemania</td><td>6.0.1</td><td></td></tr><tr><td>Catéter intravenoso periférico</td><td>Terumo, Shibuya, Tokio, Japón</td><td>SP500930S</td><td>22 G x 1", 0,85x25 mm, 35 mL/min</td></tr><tr><td>Bobina de cabeza de rata</td><td>Bruker, Ettlingen, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heparina sódica, solución inyectable</td><td>Choai, Sanofi, París, Francia</td><td>B01AB01</td><td>5000 UI/mL</td></tr><tr><td>Válvulas de control de solenoide, válvula de émbolo de 2/2 vías de acción directa</td><td>Burkert, Alemania</td><td>3099939 Tipo de</td><td>modelo 6013</td></tr><tr><td>Jeringa Terumo de 2 ml</td><td>Terumo, Shibuya, Tokio, Japón</td><td>SY243</td><td>con aguja de 21 g x 5/8"</td></tr><tr><td>Jeringa Terumo de 5 mL</td><td>Terumo, Shibuya, Tokio, Japón</td><td>05SE1</td><td></td></tr><tr><td>Wistar RJ-Han ratas</td><td>Janvier Laboratories, Francia</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

espectroscopia de resonancia magnética funcional en 7 t en la corteza del cañón de rata durante la activación de la barba

Functional Magnetic Resonance Spectroscopy at 7 T in the Rat Barrel Cortex During Whisker Activation

Espectroscopia de resonancia magnética nuclear (RMN) ofrece la oportunidad de medir el contenido de metabolitos cerebrales en vivo y no invasor. Gracias a avances tecnológicos durante la última década y el aumento de fuerza del campo magnético, ahora es posible obtener buena resolución espectros en vivo en el cerebro de la rata. Neuroenergetics (es decir, el estudio del metabolismo cerebral) y, especialmente, interacciones metabólicas entre los diferentes tipos de células han atraído cada vez más interés en los últimos años. Entre estas interacciones metabólicas, todavía se discute la existencia de un servicio de transporte de lactato entre neuronas y astrocitos. Por lo tanto, resulta de gran interés para realizar espectroscopia de resonancia magnética funcional del protón (1H-MRS) en un modelo de rata de cerebro activación y monitor de lactato. Sin embargo, el pico de lactato de metilo superpone picos de resonancia de lípidos y es difícil de cuantificar. El protocolo que se describe a continuación permite metabólico y lactato fluctuaciones monitorizada en un área cerebral activada. Activación cerebral se obtiene por la estimulación de la barba y 1H-MRS se realiza en la corteza activada cañón correspondiente, cuya área se detecta usando sangre oxígeno-nivel-dependiente de resonancia magnética funcional (fMRI en negrilla). Describen detalladamente todos los pasos: la elección de los anestésicos, bobinas y secuencias, alcanzar barba eficiente estimulación directamente en el imán y procesamiento de datos.

Este protocolo permite la cuantificación de las fluctuaciones de metabolitos durante la activación cerebral, que se obtiene por la estimulación de la barba derecha directamente en el imán.
En este estudio, el objetivo general del fMRI audaz era comprobar que la estimulación de la barba era eficiente, visualizar la zona de S1BF activada y para ubicar correctamente el voxel 1H-fMRS. El dispositivo incorporado para la ac...

Después de comprobar por sangre oxígeno-nivel-dependiente funcional resonancia magnética (fMRI en negrilla) que el correspondiente barril somatosensorial corteza área (llamado S1BF) está correctamente activado, el principal objetivo de este estudio es cuantificar el contenido de lactato fluctuaciones en los cerebros de rata activado por espectroscopia de resonancia magnética localizada del protón (1H-MRS) en el T. 7

Espectroscopia de resonancia magnética funcional en 7 T en la corteza del cañón de rata durante la activación de la barba

Nuclear magnetic resonance (NMR) spectroscopy offers the opportunity to measure cerebral metabolite contents in vivo and noninvasively. Thanks to ...

Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de la neurogenética y descifrar los cambios metabólicos que se producen entre los estados de reposo y activados. La principal ventaja de esta técnica es seguir esta variación in vivo en tiempo real de una manera no invasiva. En particular, esta técnica se puede aplicar a animales patológicos o modificados genéticamente, por ejemplo para determinar el papel de una proteína específica en la interacción metabólica entre las neuronas y las lyocellas. Comience colocando un sensor de respiración en la cama de imán y transfiriendo la rata a la cama de imán en la posición propensa con su nariz en la máscara de isoflurano y con el sensor de respiración situado entre la caja torácica y la cama de imán. Asegúrese de que los bigotes adecuados estén libres y asegure la rata con cinta adhesiva. Utilice cinta adhesiva para hacer una venta que atrapa todos los bigotes correctos y alinee el tubo de salida flexible del sistema de soplado de aire a lo largo de la cama de RMN de rata para que la parte que sale del tubo sea perpendicular y aproximadamente un centímetro y medio de la venta. A continuación, fije la tubería en su posición con más cinta. A continuación, conecte el tubo de entrada flexible de una fuente de aire comprimido a una entrada de válvula de control de solenoide y el tubo de salida a la salida de la válvula de control de solenoide, teniendo cuidado de que la válvula de control de solenoide permanezca fuera de la sala de imán. Utilice el puerto transistor transistor-lógica para conectar el dispositivo pulsante en la válvula solenoide y el imán y configure el dispositivo de modo que la frecuencia de pulsación sea de ocho hercios, el tiempo de pulsación sea de 20 segundos y el tiempo de descanso sea de 10 segundos. Para la estimulación del bigote coloque la rata con el cerebro en posición vertical y asegure al animal con barras para los oídos. Coloque la bobina de la matriz de volumen por encima de la cabeza y fije la matriz con cinta adhesiva. Encienda el sistema de soplado de aire para comprobar que la venta se mueve en la dirección anteroposterior sin rotación y sin fricción. A continuación, apague el sistema de soplado de aire y coloque la bobina del extremo de la cama en el centro del imán. Para la resonancia funcional dependiente del nivel de oxígeno en sangre, compruebe de nuevo el movimiento de venta y utilice una secuencia de localización para confirmar que la rata está bien posicionada. Arrastre la pestaña de secuencia del localizador al nombre de la instrucción y haga clic en Continuar. Si la ubicación está bien, arrastre la pestaña de secuencia T2 Star FID EPI al nombre de la instrucción, centre el campo de visión en el centro del cerebro y haga clic en la plataforma de ajuste para abrir la instrucción de escaneo editada. A continuación, grabe un mapa B0 e inicie la secuencia T2 Star FID EPI. Adquiera otra secuencia de localización como acaba de demostrarse para comparar con la primera y compruebe si la rata se ha movido durante la secuencia EPI FID de estrella T2. A continuación, vuelva a colocar el lecho en su posición inicial y retire la bobina de la matriz de volumen. Para procesar las imágenes, abra el archivo T2 Star FID EPI y lea la imagen T2 Star FID EPI en la pantalla de la imagen. Abra la ventana de inicio del controlador funcional y en la pestaña de procesamiento seleccione la ventana de imágenes funcionales. Defina el protocolo de estimulación y seleccione la ventana de protocolo, estableciendo el período de encendido en 40 y el período de apagado en 20.Haga clic en invertir la atribución y arrastre el control deslizante de estado de estimulación hacia la izquierda para seleccionar un valor de uno. En la ventana de preprocesamiento, establezca el filtro mediano en plano para el preprocesamiento y el filtro mediano 2D 3D para el postprocesamiento. A continuación, haga clic en ejecutar. Arrastre los cursores para ajustar la tabla de búsqueda de superposición y visualizar el área del cerebro activada. Para colocar correctamente la bobina de superficie para la espectroscopia de resonancia magnética de protones o MRS, gire la cabeza aproximadamente 30 grados en el sentido de las agujas del reloj para que la bobina de superficie se pueda colocar justo por encima de la corteza del barril izquierdo en una posición horizontal y situada en el centro del imán cuando esté dentro del imán. Enchufe la bobina de superficie y fije la bobina en su lugar con cinta adhesiva. Compruebe que la venta todavía puede moverse correctamente cuando el sistema de soplado de aire está encendido. A continuación, coloque la cama en el imán y compruebe de nuevo el movimiento de venta.Confirme la posición correcta del animal con la secuencia de localización como se ha demostrado y arrastre la pestaña de secuencia T2-TurboRARE a la ventana de nombre de la instrucción. A continuación, haga clic en continuar para ejecutar el programa de análisis y permitir la localización correcta del voxel dentro de la corteza de campo de barril somatosensorial. Al final de la exploración arrastre la pestaña de secuencia láser a la ventana de nombre de la instrucción y coloque el voxel en el centro del área de la corteza de campo del barril somatosensorial. Haga clic en la plataforma de ajuste para abrir la instrucción de escaneo editada y haga clic en wobble para cambiar ligeramente la impedancia de la bobina del receptor para la sintonización. Cuando finalice la afinación, haga clic en Aplicar para cerrar el editor de instrucciones y aplicar los cambios en la instrucción editada. Registre un mapa B0 e inicie la adquisición de MRS pro diem durante un período de descanso. Adquirir otra secuencia de localización para comparar con la primera y confirmar que la rata no se movió durante la adquisición del láser. A continuación, encienda el sistema de soplado de aire y utilice la secuencia láser para realizar un segundo MRS de protones. Realice una secuencia de localización final para comprobar si la rata se ha movido antes de devolver la cama a su posición inicial. A continuación, retire la bobina de superficie y vuelva a colocar la rata en el banco con supervisión hasta la recuperación completa. Para procesar las imágenes MRS, abra la combinación lineal de espectros de modelo o software de modelo LC y seleccione el tipo de datos y el archivo adecuados. Haga clic en Aceptar y en la sección de título introduzca manualmente un título y defina un rango de piezas adecuado por mililitro. A continuación, haga clic en Ejecutar modelo LC para iniciar la cuantificación del modelo LC. Cuando los bigotes derecho se estimulan utilizando el sistema de soplado de aire casero como se ha demostrado, se detecta una señal BOLD positiva en la corteza del barril izquierdo, también llamado campo de barril somatosensorial. El uso de imágenes de resonancia magnética anatómica y un esquema de atlas cerebral de rata, el área cerebral activada visualizada por la RESONANCIA magnética funcional BOLD permite colocar un voxel en el área de campo del barril somatosensorial que se activa durante la estimulación del bigote. Cuando el paradigma de la estimulación del bigote se activa se observa un aumento en el contenido de lactato en el campo del barril somatosensorial izquierdo. Para visualizar mejor las fluctuaciones metabólicas entre los períodos de reposo y activados se puede realizar una resta espectral. De este espectro restado el aumento en el contenido de lactato con la activación del cerebro se puede visualizar mucho más fácilmente. Por ejemplo, en esta rata la señal N-acetillaspartato se redujo ligeramente. Mientras que el pico de lactato apenas se detecta en este espectro de desconvolución in vivo en reposo, el modelo LC fue capaz de cuantificar el pico con una buena precisión y Cram

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Hemos desarrollado un método de traducción simultánea de imágenes de resonancia magnética funcional y de registro electrofisiológico en el cerebro de roedores, proporcionando una plataforma para la investigación de la relación entre la actividad neuronal y el nivel de oxigenación de la sangre depende de (BOLD) señal de resonancia magnética.

FMRI simultánea y electrofisiología en el cerebro de roedores

Una técnica se describe en términos generales para la apertura de la barrera sangre-cerebro en el ratón utilizando microburbujas y ultrasonido. Usando esta técnica, el manganeso se puede administrar al cerebro del ratón. Debido a que el manganeso es un agente de contraste de MRI que se acumula en las neuronas despolarizadas, este enfoque permite imágenes de la actividad neuronal.

Neuroimagen Funcional Utilizando ultrasonidos hematoencefálica perturbación de la barrera y la RM-manganeso mayor

Fuente: Blanc, J., et al. Espectroscopia de resonancia magnética funcional a 7 t en la corteza del barril de rata durante la activación de los bigotes. J. Vis. Exp. (2019)Este video demuestra el método de análisis de los cambios metabólicos en la corteza del barril de rata utilizando espectroscopia de resonancia magnética funcional durante la estimulación de los bigotes. Los espectros de metabolitos de referencia se comparan con los espectros estimulados para detectar el aumento de lactato en...

Espectroscopia de resonancia magnética funcional de la corteza del barril de rata durante la estimulación de bigotes

Fuente: Beom, J., et al. Estimulación magnética transcraneal repetitiva al hemisferio unilateral del cerebro de rata. J. Vis. Exp. (2016)Este video demuestra la aplicación de estimulación magnética transcraneal repetitiva (rTMS) en ratas anestesiadas para modular la excitabilidad cortical. El procedimiento consiste en determinar el umbral motor (MT) para establecer la estimulación basal, seguido de la aplicación de rTMS a una intensidad superior a la MT para inducir la despolarización neuronal.

Modulación de la excitabilidad cortical en una rata mediante estimulación magnética transcraneal repetitiva

Este protocolo describe un método estándar para imágenes de resonancia magnética funcional simultánea y la estimulación cerebral profunda en el roedor. El uso combinado de estas herramientas experimentales permite la exploración de la actividad aguas abajo mundial en respuesta a la estimulación eléctrica a prácticamente cualquier destino cerebro.

La estimulación cerebral profunda con simultánea fMRI en roedores

Este artículo tiene como objetivo describir un protocolo básico para combinar la estimulación transcraneal de corriente directa (tDCS) con las mediciones de espectroscopia de resonancia magnética de protones (1H-MRS) para investigar los efectos de la estimulación bilateral en el metabolismo de la corteza motora primaria.

El uso de la espectroscopia de resonancia magnética como herramienta para la medición de Bi-hemisféricos Transcraneal eléctricos Efectos de estimulación sobre la corteza primaria Motor Metabolismo

Aplicamos estimulación magnética transcraneal repetitiva (EMTr) al hemisferio unilateral del cerebro de rata, colocando una bobina en forma de 8 de 25 mm a 1 cm lateral al vértice en la línea biauricular y angulando la bobina 45°. Se utilizó un sistema interno de refrigeración por agua para la EMTr durante más de 20 minutos.

La estimulación magnética transcraneal repetitiva en el Hemisferio unilateral de cerebro de rata

Este protocolo describe la cuantificación de las variaciones hemodinámicas cerebrales volumétricas en el cerebro del ratón mediante ultrasonido funcional (fUS). Los procedimientos para el mapa de activación funcional 3D después de la estimulación sensorial, así como la conectividad funcional en estado de reposo se proporcionan como ejemplos ilustrativos, en ratones anestesiados y despiertos.

Activación 3D de todo el cerebro y mapeo de conectividad funcional en ratones utilizando imágenes de ultrasonido funcional transcraneal

Se describe un nuevo procedimiento detallado para la obtención de imágenes funcionales de ratas despiertas con la cabeza fija.

Implantes de cabeza para la neuroimagen de ratas despiertas con la cabeza fija

Se propone un sistema de registro electroencefalográfico de bajo costo combinado con una bobina de tamaño milimétrico para impulsar la estimulación magnética transcraneal del cerebro del ratón in vivo. Utilizando electrodos de tornillo convencionales con un sustrato de matriz de múltiples electrodos flexible hecho a medida, se puede llevar a cabo la grabación multisitio desde el cerebro del ratón en respuesta a la estimulación magnética transcraneal.

Sistema de registro electroencefalográfico de bajo costo combinado con una bobina de tamaño milimétrico para estimular transcranealmente el cerebro del ratón in vivo

Aquí, presentamos dos protocolos para el registro de microelectrocorticografía de alta densidad (μEcoG) en ratas y ratones, incluidos los métodos quirúrgicos, de implantación y de registro. Los registros de μECoG se realizan en combinación con el registro de politrodos laminares en la corteza auditiva de la rata o con la manipulación optogenética de la actividad neuronal en la corteza somatosensorial del ratón.

Investigaciones multiescala del procesamiento cortical mediante la integración de politrodos laminares y optogenética con microelectrocorticografía en roedores

Aprende a medir fluctuaciones de lactato en la corteza somatosensorial de ratas usando resonancia magnética funcional BOLD y espectroscopía de protones 1H-MRS. Este método no invasivo permite estudiar cambios metabólicos cerebrales en tiempo real.

Espectroscopia de resonancia magnética funcional en 7 T en la corteza del cañón de rata durante la activación de la barba

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