Name: Cirugía de nervios faciales en el modelo de rata para estudiar la inhibición y regeneración axonal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-05T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 s
Description: Aprende cirugía de nervio facial en ratas para estudiar regeneración axonal y evaluar terapias para parálisis facial. Este modelo reproducible permite analizar patrones de lesión y recuperación mediante técnicas microquirúrgicas.

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S.A.A. está financiado por el Programa de Subvenciones Leslie Bernstein de la Academia Americana de Cirugía Plástica Facial y Reconstructiva Leslie Bernstein.

Todas las intervenciones se realizaron de acuerdo con las directrices de los Institutos Nacionales de Salud (NIH). El protocolo experimental fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Michigan antes de su implementación. Se utilizaron ratas hembras Sprague-Dawley adultas de diez semanas de edad.
1. Antes del día operativo
<ol><li>Asegurar un stock adecuado de instrumentos quirúrgicos esterilizados, medicamentos analgésicos, medicamentos anestésicos y oxígeno antes del día de funcionamiento. Consulte la Tabla de materiales para obtener una lista completa.</li>
</ol>2. Configuración preoperatoria
<ol><li>Asegurar un espacio de trabajo adecuado, incluyendo espacio para al menos dos individuos (el cirujano y un asistente). NOTA: Es necesario una mesa de operación dedicada, espacio para la configuración de la máquina de anestesia y un espacio de almacenamiento adecuado para los suministros esterilizados y de respaldo.</li>
	<li>Calibrar un microscopio de funcionamiento para su uso durante los procedimientos. Asegúrese de que el cirujano tenga la capacidad de ajustar las manijas del microscopio y los botones de zoom/enfoque colocando una cubierta esterilizada sobre las manijas/botones NOTA: Utilizamos papel de aluminio esterilizado sobre las manijas/ botones.</li>
</ol>3. Anestesia y preparación
<ol><li>Colocar al animal en la cámara de anestesia e inducir anestesia general a través de 1,8% de isoflurano y 0,9 L/min de oxígeno.<ol>
<li>Confirmar un plano adecuado de anestesia a través de una evaluación de la respiración espontánea y una evaluación de la conciencia mediante la evaluación de la respuesta de mueca del animal a un pellizco del dedo del dedo del dedo del dedo del sol.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Aplicar lubricante para los ojos bilateralmente para protegerse contra la irritación o sequedad de la córnea.</li>
	<li>Afeite los lugares operativos con una maquinilla de afeitar o un cortador automático.<ol>
<li>Establezca un método para la identificación de ratas en este momento, ya sea a través de una etiqueta de oreja o etiqueta/marcado de cola.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Administrar una inyección subcutánea de 0,05 mg/kg de buprenorfina a lo largo de la espalda del animal para la profilaxis contra el dolor postoperatorio.</li>
</ol>4. Enfoque quirúrgico y patrones de lesiones
<ol><li>Transfiera el animal a la mesa de operaciones y continúe el flujo de gas a través de un nosecone. Asegúrese de que una almohadilla de calentamiento esté colocada debajo del animal y del campo estéril para mantener su temperatura corporal.</li>
	<li>Colocar la gasa esterilizada (enrollada y sujetada con cinta adhesiva) para usarla como rollo de cuello para la rata; esto proporcionará una mayor exposición del campo quirúrgico. Tenga en cuenta que el posicionamiento adecuado del animal es primordial para la identificación y disección eficiente de los nervios.</li>
	<li>Prepare la piel facial del animal para el procedimiento. Utilice clorhexidina o una solución a base de yodo para fregar el sitio quirúrgico 3veces, alternando con 70% de etanol, para asegurar la desinfección.</li>
	<li>Planifique y marque la incisión quirúrgica si lo desea. Manipular el oído ipsilateral en una dirección anterior-posterior para determinar el plegado natural de la piel postauricular.</li>
	<li>Moda una incisión de 4-5 mm en el pliegue postauricular usando tijeras de iris afiladas o una hoja número 15. Esto se puede expandir más adelante en el procedimiento según sea necesario.</li>
	<li>Diseccione con rodeos a través de la fascia subcutánea inmediata y coloque un retractor micro-Weitlaner para mejorar la exposición. Tenga en cuenta que puede haber vasos sanguíneos de pequeño calibre en esta área; estos se evitan mejor retraerse superior o inferiormente a través del retractor Weitlaner.</li>
	<li>Identifique el músculo vaquérico anterior a medida que viaja en una dirección inferior a superior hacia su inserción a lo largo de la base del cráneo.<ol>
<li>Se extiende suavemente a través del vientre muscular a lo largo de su punto de inserción para revelar el tendón del vientre districo anterior. Tenga en cuenta que el tendón aparece como un proceso blanco filmado que emana del músculo con una inserción sólida en la base del cráneo.</li>
	</ol></li>
	<li>Después de la identificación del músculo vifárico anterior y su tendón, ajuste el retractor Weitlaner para retraer aún más el vientre muscular. Tenga en cuenta que la región expuesta posteriormente es el espacio tridimensional donde se encuentra el tronco principal del nervio facial. NOTA: Esta región está delimitada superior y medialmente por la base del cráneo, lateralmente por el músculo velórico anterior, posteromedialmente por el canal auditivo, y inferiormente por las estructuras del cuello, incluyendo la arteria temporal superficial.</li>
	<li>Después de una exposición adecuada, identifique el tronco principal del nervio facial a medida que viaja inferiormente desde debajo del tendón del músculo vístrico, donde sale del foramen estilmastoide de la base del cráneo. Tenga en cuenta que el nervio aparece como un cordón blanco perlado, encerrado en la fascia parótida-masseteric del animal. Tenga cuidado al exponer más el nervio, por las siguientes razones.<ol>
<li>Evite la disección agresiva, o los diferenciales perpendiculares, para protegerse contra lesiones de neuropraxia mediadas por estiramiento.</li>
		<li>Evite la disección agresiva posterior y medialmente dirigida para protegerse de violar los tejidos delgados que sobrepasan el conducto auditivo, ya que esto podría introducir la flora del oído medio en el campo quirúrgico.</li>
		<li>Evite dañar la arteria temporal superficial a través de disección amplia dirigida medialy e inferiormente. Tenga en cuenta que una lesión se identificará por sangrado rápido y pulsátil.<ol>
<li>Si la arteria está lesionada, aplique presión rápida con un aplicador con punta de algodón o una gasa estéril a través de fórceps. Los agentes hemostáticos o el sellador de fibrina líquida se pueden colocar cerca de las proximidades. Tenga en cuenta que el animal puede requerir una inyección subcutánea de 0.9% solución salina estéril para la estabilización de líquidos.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Trace el tronco principal districulándose a lo largo del nervio en una dirección inferior, distalmente de la salida del foramen estilomastoideo.<ol>
<li>Extender la incisión original para permitir una exposición completa del nervio y sus ramas. Tenga cuidado de evitar una interrupción de la glándula parótida, ya que esto podría resultar en sialocele postoperatorio.</li>
	</ol></li>
	<li>Induzca los patrones de lesión deseados de la siguiente manera.<ol>
<li>Para una lesión por aplastamiento, utilice fórceps de joyeros de superficie lisa para agarrar firmemente el nervio y comprimirlo9. Aplique presión constante y reproducible al nervio durante un período de 30 s para asegurar una lesión de aplastamiento adecuada.</li>
		<li>Para una simple transección, agarre la fascia que cubre el nervio, o el epineurio inmediato, con fórceps de dientes finos, y utilice microtijeras afiladas para transditar limpiamente el nervio en el punto deseado con un solo corte. Tenga cuidado de evitar el exceso de tracción en el nervio con los fórceps.</li>
		<li>Para un modelo de brecha nerviosa, cree la brecha nerviosa deseada utilizando un método similar a la lesión de transección simple. Utilice el eje esterilizado de un aplicador con punta de algodón cortado a la longitud de la brecha nerviosa deseada intraoperatoriamente para asegurar la similitud del patrón de lesión entre los animales.</li>
	</ol></li>
</ol>5. Cierre de heridas
<ol><li>Irrigar la herida con solución salina estéril y secarla con gasa estéril.</li>
	<li>Aproximadamente los bordes de la piel de una manera simple y subcuticular con suturas absorbibles, o utilice pegamento de la piel o clips de la herida, que también son aceptables para el cierre de la herida. Coloque una puntada enterrada tomando una mordida profunda a superficial de un borde de la piel y luego una posterior mordida superficial a profunda del borde opuesto de la piel.</li>
</ol>6. Recuperación postoperatoria
<ol><li>Administrar una inyección subcutánea de analgésico antiinflamatorio no esteroideo (como 0,05 mg/kg de buprenorfina y 0,5 mg/kg de carprofeno) para el control del dolor postoperatorio. Coloque la inyección a lo largo de la espalda del animal.</li>
	<li>Cese la administración del agente anestésico y permita que el animal inhale oxígeno durante 1 min adicional.</li>
	<li>Coloque el animal en un calentado (a través de una lámpara de calor), jaula aséptica desprovista de material de cama para evitar la ingestión accidental. Tenga en cuenta que el animal normalmente demostrará signos de recuperación dentro de 1-2 minutos y puede aparecer desorientado, con una recuperación tardía de la función de las patas traseras.</li>
	<li>Devolver a los animales a sus jaulas en la unidad de alojamiento apropiada y administrar analgésicos postoperatorios el día postoperatorio #1 para asegurar la profilaxis continua contra el dolor.</li>
	<li>Monitoree a los animales 2 veces al día para evaluar los signos de desnutrición, irritación corneal o infección en el sitio quirúrgico, y mantenga registros quirúrgicos adecuados.<ol>
<li>Administrar 0.9% solución salina estéril de una manera subcutánea si hay pérdida de peso significativa.</li>
		<li>Aplique un gesto lubrio a diario hasta que se restablezca el reflejo de parpadeo del animal.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El modelo de lesión del nervio facial de rata ha surgido como el sistema más versátil para la evaluación de factores neurotróficos debido a su accesibilidad quirúrgica, patrón de ramificación, y significación fisiológica27,,29,33,34,35,36. La combinación de video demostración y aplicación de datos animales transgénicos abre n...

La lesión del nervio craneal en la región de la cabeza y el cuello puede ser secundaria a las etiologías congénitas, infecciosas, idiopáticas, iatrogénicas, traumáticas, neurológicas, oncológicas o sistémicas1. El nervio craneal VII, o el nervio facial, se ve comúnmente afectado. La incidencia de disfunción del nervio facial puede ser significativa, ya que afecta a 20 a 30 por cada 100.000 personas cada año2. Las principales ramas motoras del nervio facial son las ramas temporal, cigomática, bucal, mandibular marginal y cervical; dependiendo de la rama involucrada, las consecuencias pueden incluir incompetencia oral o babeo, sequedad corneal, obstrucción del campo visual secundaria a la ptosis, disartria o asimetría facial2,3. La morbilidad a largo plazo incluye el fenómeno de la sinesquina, o movimiento involuntario de un grupo muscular facial, con intento de contracción voluntaria de un grupo muscular facial distinto. La sinesquina ocular-oral es la más común de la regeneración aberrante como secuencia de lesión del nervio facial y causa deterioro funcional, verguenza, disminución de la autoestima y mala calidad de vida3. Las lesiones a ramas individuales dictan las funciones que se ven comprometidas selectivamente.
El tratamiento clínico de la lesión del nervio facial no está bien estandarizado y necesita más investigación para mejorar los resultados. Los esteroides pueden aliviar la hinchazón aguda del nervio facial, mientras que el Botox es útil para temporizar los movimientos sincinéticos; pero, las principales opciones reconstructivas en el arsenal del practicante implican intervención quirúrgica a través de la reparación de los nervios, la sustitución, o la reanimación3,4,5,6. Dependiendo del tipo de lesión del nervio facial sufrida, el cirujano del nervio facial puede utilizar una serie de opciones. Para la transección simple, la reanastomosis nerviosa es útil, mientras que la reparación del injerto de cable es más adecuada para un defecto nervioso; para una restauración de la función, el cirujano puede elegir procedimientos de reanimación facial estáticos o dinámicos. En muchos casos de lesión del nervio facial y reparación posterior, incluso en las manos de cirujanos de nervio facial experimentados, el mejor resultado todavía resulta en asimetría facial persistente y compromiso funcional7.
Estos resultados subóptimos han estimulado una extensa investigación sobre la regeneración del nervio facial. Los temas de interés amplios incluyen perfeccionar e innovar técnicas de reparación nerviosa, determinar el efecto de varios factores de regeneración nerviosa, y evaluar el potencial de inhibidores neuronales específicos para ayudar a combatir el resultado a largo plazo de la sinisquinesis8,,9,10,11. Mientras que los modelos in vitro se pueden utilizar para evaluar algunas características de los factores pro-crecimiento o inhibitorios, la verdadera investigación traslacional sobre esta materia se logra mejor a través de modelos animales traducibles.
La decisión de qué modelo animal utilizar puede ser difícil, ya que los investigadores han utilizado animales grandes, como modelos de ovejas y animales pequeños, como ratones12,,13. Mientras que los modelos animales grandes ofrecen una visualización anatómica ideal, su uso requiere equipos y personal especializados que no estén disponibles fácilmente o fácilmente. Además, impulsar un estudio para demostrar el efecto podría ser altamente prohibitivo en cuanto a los costos y potencialmente no dentro del alcance factible de muchos centros científicos. Por lo tanto, el modelo animal pequeño se utiliza con mayor frecuencia. El modelo de ratón se puede utilizar para evaluar una serie de resultados relacionados con la cirugía del nervio facial; sin embargo, la longitud limitada del nervio puede restringir la capacidad del científico para modelar ciertos patrones, como la lesión de gran brecha14.
Por lo tanto, el prototipo de murina de rata ha surgido como el modelo de caballo de batalla a través del cual el científico puede realizar procedimientos quirúrgicos innovadores o utilizar factores inhibitorios o pro-crecimiento y evaluar el efecto a través de una amplia gama de parámetros de resultados. La anatomía del nervio facial de la rata se aborda predecible y fácilmente de una manera reproducible. Su mayor escala, en comparación con el modelo de ratón, permite modelar una amplia gama de defectos quirúrgicos, que van desde la simple transección hasta los huecos de 5 mm15,,16. Esto permite además la aplicación de intervenciones complejas en el lugar del defecto, incluyendo la colocación tópica del factor, las inyecciones intraneurales de factor, y la colocación de isoinjertos o puentes17,,18,,19,,20,,21,,22,,23.
La naturaleza dócil de la rata, su anatomía fiable, y su propensión a la regeneración nerviosa eficaz permite la recopilación de muchas medidas de resultado en respuesta a los patrones quirúrgicos de lesión24antes mencionados. A través del modelo de rata, el científico del nervio facial es capaz de evaluar las respuestas electrofisiológicas a lesiones, resultados histológicos de los nervios y los músculos a través de la inmunohistoquímica, resultados funcionales a través del seguimiento del movimiento de la almohadilla vibrisal y la evaluación del cierre de los ojos, y los cambios micro y macroscópicos a través de microscopía fluorescente o confocal, entre otros11,,22,,23,,25,,26,27,28.29 Por lo tanto, el siguiente protocolo esbozará un enfoque quirúrgico para el nervio facial de la rata y los patrones de lesión que se pueden inducir.

<table><tbody><tr><td>Isoflurano al 1,8%</td><td>VetOne</td><td>13985-030-40</td><td></td></tr><tr><td>11-0 Microsuturas de nailon</td><td>AROSuture</td><td>TK-117038</td><td></td></tr><tr><td>4-0 sutura monocrilativa</td><td>VWR</td><td>75982-084</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina SR</td><td>ZooPharm</td><td>MIF 900-006</td><td></td></tr><tr><td>Carprofeno</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MFCD00079028</td><td></td></tr><tr><td>Clorhexidina</td><td>VWR</td><td></td><td></td>IC19135805</tr><tr><td>Pinza de joyero</td><td>VWR</td><td>21909-458</td><td></td></tr><tr><td>Micro Weitlaner retractor</td><td>VWR</td><td>82030-146</td><td></td></tr><tr><td>Microtijeras</td><td>VWR</td><td>100492-348</td><td></td></tr><tr><td>Mini tijera de tenotomía</td><td>VWR</td><td>89023-522</td><td></td></tr><tr><td>Number 15 hoja de bisturí VWR</td><td></td><td>102097-834</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio de mando</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gel para ojos de vaselina</td><td>Pharmaderm B002LUWBEK</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agua estéril</td><td>VWR</td><td>89125-834</td><td></td></tr><tr><td>Adhesivo para tejidos</td><td>Vetbond, 3M</td><td>NC9259532</td><td></td></tr><tr><td>Almohadilla conductora de agua</td><td>Aqua Relief System</td><td>ARS2000B</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaína</td><td></td><td></td><td>Uso como analgésico local</td></tr></tbody></table>

cirugía de nervios faciales en el modelo de rata para estudiar la inhibición y regeneración axonal

Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration

Este protocolo describe métodos consistentes y reproducibles para estudiar la regeneración e inhibición axonal en un modelo de lesión del nervio facial de rata. El nervio facial puede ser manipulado a lo largo de toda su longitud, desde su segmento intracraneal hasta su curso extratemporal. Hay tres tipos principales de lesión nerviosa utilizados para el estudio experimental de propiedades regenerativas: aplastamiento nervioso, transección y brecha nerviosa. La gama de posibles intervenciones es vasta, incluyendo la manipulación quirúrgica del nervio, la administración de reactivos o células neuroactivas, y ya sea manipulaciones centrales o de órganos finales. Las ventajas de este modelo para estudiar la regeneración nerviosa incluyen simplicidad, reproducibilidad, consistencia entre especies, tasas de supervivencia confiables de la rata y un mayor tamaño anatómico en relación con los modelos murinos. Sus limitaciones implican una manipulación genética más limitada frente al modelo de ratón y la capacidad regenerativa superlativa de la rata, de modo que el científico del nervio facial debe evaluar cuidadosamente los puntos de tiempo para la recuperación y si traducir los resultados a animales superiores y estudios en humanos. El modelo de rata para la lesión del nervio facial permite parámetros funcionales, electrofisiológicos e histomorfométricos para la interpretación y comparación de la regeneración nerviosa. Por lo que cuenta con un enorme potencial para promover la comprensión y el tratamiento de las consecuencias devastadoras de la lesión del nervio facial en pacientes humanos.

Después del procedimiento quirúrgico inicial, hay dos tipos principales de medidas de resultado: mediciones en serie en el animal vivo y mediciones que requieren sacrificar el animal. Ejemplos de mediciones en serie incluyen ensayos electrofisiológicos, tales como una medida de potencial de acción muscular compuesta30, evaluaciones del movimiento muscular facial a través de asistida por láser o videografía significa9, o incluso imágenes en v...

Este protocolo describe un enfoque reproducible para la cirugía del nervio facial en el modelo de rata, incluyendo descripciones de varios patrones inducibles de lesión.

Cirugía de nervios faciales en el modelo de rata para estudiar la inhibición y regeneración axonal

This protocol describes consistent and reproducible methods to study axonal regeneration and inhibition in a rat facial nerve injury model. The facial ...

Este protocolo puede ayudar a los científicos a estudiar los resultados después de una lesión del nervio facial y métodos para mejorar la regeneración a través de muchos parámetros diferentes. La principal ventaja de esta técnica es que la anatomía de la rata permite un fácil acceso al nervio facial, y su gran escala nos permite estudiar todos los patrones de lesión relevantes. Las aplicaciones de esta técnica se extienden hacia la rehabilitación de los pacientes después de una lesión del nervio facial.Como potencial regenerativo, la rata proporciona un modelo experimental reproducible y conciso. Y este método puede proporcionar información sobre terapias quirúrgicas y médicas para paresia o parálisis de nervios faciales. Y es traducible a otros modelos de cabeza y cuello u otros nervios periféricos.Operar bajo un microscopio con ambas manos puede ser un desafío. Recomiendo practicar usando la versión binocular bajo el microscopio antes de intentar una disección del nervio facial. Después de confirmar la falta de respuesta al pellizco del dedo del dedo del de la cabeza, aplicar ung mento en los ojos de la rata y afeitar el área quirúrgica.Establecer un método para la identificación de ratas y colocar un rollo de gasa debajo del cuello. Desinfectar la piel expuesta con tres exfoliantes de clorhexidina alterna y 70% de etanol y colocar la rata bajo un microscopio estéreo. Manipular el oído ipsilateral en una dirección anterior-posterior para determinar el plegado natural de la piel postauricular.Utilice una hoja número 15 para hacer una incisión de dos a tres milímetros en el pliegue postauricular. La planificación y la colocación de la incisión son los pasos más críticos para garantizar una identificación fiable del nervio facial y minimizar el tamaño de la herida. Diseccionar con descontento a través de la fascia subcutánea inmediata y colocar un retractor micro-Weitlaner para mejorar la exposición al tejido.Identifique el músculo gástrico anterior a medida que viaja en una dirección inferior a superior hacia su inserción a lo largo de la base del cráneo. Se extiende suavemente a través del vientre muscular a lo largo del punto de inserción muscular para revelar el tendón del vientre lístric anterior. El tendón aparecerá como un proceso blanco filmado que emana del músculo con una inserción sólida en la base del cráneo.Después de la identificación del músculo ritocuestric anterior y su tendón, ajuste el retractor Weitlaner para retraer aún más el vientre muscular. La región expuesta es el espacio tridimensional en el que se encuentra el tronco principal del nervio facial. Diseccionar a lo largo del nervio en una dirección inferior distalmente desde la salida del foramen estilomasmoide.Para inducir un patrón de lesión por aplastamiento, utilice los fórceps del joyero de superficie lisa para agarrar y comprimir firmemente el nervio aplicando presión constante y reproducible durante 30 segundos para asegurar una lesión de aplastamiento adecuada. Para una simple transección, agarre el epineurio inmediato sobrelying el nervio con fórceps de dientes finos, y utilice microscisores agudos para transecto limpiamente el nervio en el punto deseado con un solo corte. Para un modelo de separación nerviosa, utilice pinzas ajustables para establecer la longitud deseada de la brecha del nervio nervioso para asegurar patrones de lesiones similares entre los animales y transecte el nervio como se acaba de demostrar.Después de la lesión experimental ha sido entregada, irrigar la herida con solución salina estéril y secar el tejido con gasa estéril. antes de cerrar la incisión cutánea de acuerdo con las pautas institucionales. Aquí, se muestran imágenes en vivo del tronco principal del nervio facial con una lesión por aplastamiento aproximadamente de dos a tres milímetros de distal hasta el punto de rama de la primera PES en una rata Thy1-GFP transgénica adulta.La evaluación del retorno gradual de la fluorescencia a una, dos, tres y cuatro semanas después de la lesión se puede utilizar como marcador para monitorear la regeneración nerviosa en estos animales transgénicos. El análisis histomorfométrico se puede utilizar para obtener imágenes transversales de la división mandibular marginal que permiten cuantificar el diámetro axonal, la cantidad de desechos, la fibra nerviosa, el porcentaje de nervio y las mediciones de densidad. Es importante ajustar con frecuencia la colocación del retractor según sea necesario para asegurarse de que los nervios anatómicos relevantes son visibles al identificar el nervio facial.Después de este procedimiento, los nervios y músculos relevantes se pueden cosechar para el análisis inmunohistoquímico para evaluar el grado de regeneración en relación con otros grupos experimentales. Después de su desarrollo, esta técnica ha allanado el camino para los investigadores en el estudio de los resultados funcionales después de la lesión del nervio facial. Específicamente, cómo hacer el fenómeno de la sinquinesis.

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Investigación

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Neuroscience

Neurociencia

Este video muestra un protocolo quirúrgico en un modelo de rata, detallando los pasos desde la preparación de la anestesia hasta la inducción de la lesión del nervio facial. Este protocolo es útil para estudiar la regeneración nerviosa y las técnicas quirúrgicas en la investigación médica.

Inducción de una lesión del nervio facial en un modelo de rata

Este video muestra la inducción de dolor neuropático orofacial en un modelo de rata mediante la ligadura del nervio infraorbitario. Esto da como resultado daño a los nervios e inflamación, causando una señalización de dolor anormal e imitando las condiciones de dolor crónico, que se pueden usar para estudiar el ensayo de dolor orofacial.

Inducción de dolor neuropático orofacial en un modelo de rata a través de ligaduras de nervios infraorbitarios

Fuente: Deseure, K., et al. Lesión crónica por constricción del nervio infraorbitario de la rata (IoN-CCI) para estudiar el dolor neuropático del trigémino. J. Vis. Exp. (2015). Este video muestra un método para inducir dolor neuropático en un modelo de rata mediante la constricción del nervio infraorbitario. Después de exponer el nervio infraorbitario y atar ligaduras para constreñirlo, la respuesta inmunitaria en el sitio de la lesión aumenta la excitabilidad de las neuronas vecinas, que...

Inducción de dolor neuropático en un modelo de rata por constricción del nervio infraorbitario

Fuente: Olmstead, D. N., et al., Axotomía del nervio facial en ratones: un modelo para estudiar la respuesta de las motoneuronas a las lesiones. J. Vis. Exp. (2015). Este video muestra el procedimiento de aplastamiento del nervio facial en un ratón, donde la disección contundente a través de puntos de referencia clave expone el tronco del nervio facial en el agujero estilomastoideo. A continuación, se utilizan fórceps para comprimir el tronco nervioso, induciendo daño axonal e interrumpiendo la...

Realización de una axotomía por aplastamiento del nervio facial en un modelo de ratón

Fuente: Cheah, M., et al. Inyección de ganglios de la raíz dorsal y lesión por aplastamiento de la raíz dorsal como modelo para la regeneración sensorial de axones. J. Vis. Exp. (2017). Este video muestra un procedimiento paso a paso para inyectar una suspensión viral en los ganglios de la raíz dorsal (DRG) e inducir una lesión axonal controlada a través de un aplastamiento de la raíz dorsal en una rata anestesiada. El protocolo implica exponer los DRG, administrar un vector viral promotor del...

Modelado de la regeneración sensorial de axones en una rata mediante la inyección de ganglios de la raíz dorsal y la lesión por aplastamiento de la raíz dorsal

Células olfativas ensheathing (OECO) son las células de la cresta neural, que permiten el crecimiento de las neuronas olfatorias primarias. Esta propiedad específica se puede utilizar para el trasplante celular. Se presenta aquí un modelo de trasplante celular basado en el uso de OECs en un modelo de lesión del nervio laríngeo.

El trasplante de células ensheathing olfativo para evaluar la recuperación funcional después de la lesión del nervio periférico

Presentamos un protocolo quirúrgico que detalla cómo realizar una axotomía cortada o aplastada en el nervio facial en el ratón. La axotomía del nervio facial se puede emplear para estudiar la respuesta fisiológica a la lesión nerviosa y probar técnicas terapéuticas.

Axotomía nervio facial en ratones: un modelo para estudiar las motoneuronas respuesta a la lesión

Este protocolo presenta el uso de una inyección de ganglios de la raíz dorsal (DRG) con un vector viral y una lesión concurrente por aplastamiento de la raíz dorsal en una rata adulta como modelo para estudiar la regeneración sensorial de los axones. Este modelo es adecuado para investigar el uso de la terapia génica para promover la regeneración sensorial de los axones.

Inyección de raíz dorsal ganglio de raíz dorsal y Lesión por aplastamiento como modelo para la regeneración del axón sensorial

Aquí, presentamos un protocolo que combina la electroporación in vivo y la denervación del músculo elevador del auris largo craneal (LAL). Este procedimiento permite estudiar el papel potencial de las proteínas derivadas del músculo en la regeneración de la sinapsis neuromuscular.

Electroporación in vivo combinada y reinervación a corto plazo del músculo esquelético elevador del auris largo craneal

Este protocolo indica cómo etiquetar retrógradamente las células ganglionares de la retina, y cómo hacer posteriormente una lesión del nervio óptico aplastar con el fin de analizar la supervivencia de células ganglionares retinianas y apoptosis. Se trata de un modelo de enfermedad experimental para los diferentes tipos de neuropatía óptica, incluyendo el glaucoma.

Un aplastamiento del nervio óptico Lesiones modelo murino para estudiar la supervivencia de células ganglionares retinianas

Aprende cirugía de nervio facial en ratas para estudiar regeneración axonal y evaluar terapias para parálisis facial. Este modelo reproducible permite analizar patrones de lesión y recuperación mediante técnicas microquirúrgicas.

Cirugía de nervios faciales en el modelo de rata para estudiar la inhibición y regeneración axonal

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