Name: Diario fototerapia con luz roja para regular crecimiento de Biofilm de Candida albicans (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-23T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 6 s
Description: Aprende a evaluar el efecto de la fototerapia con luz roja de 635 nm sobre el crecimiento de biofilms de Candida albicans durante 48 horas. Este método ofrece una alternativa prometedora para mejorar la eficacia del tratamiento antifúngico.

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Agradecemos a Dr. Paula da Silveira, Dr. Cecilia Atem Gonçalves de Araújo Costa, Shawn M. Maule, Shane M. Maule, Dr. N. Malvin Janal y Dr. Iriana Zanin para el desarrollo de este estudio. También reconocemos el Dr. Alexander D. Johnson (UCSF) por donar la cepa analizada en este estudio.

1. preparación de medios de cultivo
<ol><li>Preparar el agar dextrosa de sabouraud (SDA). Suspender 65 g del SDA suplementado con cloranfenicol (50 mg/L) en 1.000 mL de agua destilada. Ebullición para disolver el medio completamente. Esterilizar en autoclave a 15 PSI (121° C) durante 30 minutos, enfriar a 45-50 ° C. Mezclar bien y verter 20 mL de SDA en placas de Petri estériles (tamaño: 100 x 15 mm).</li>
	<li>Preparar la levadura nitrógeno base (YNB) suplementado con glucosa 100 mM mezclando 6,7 g de YNB y 18 g de dextrosa en 1000 mL de agua ultrapura. Mezclar con un agitador y esterilizar el medio utilizando un sistema de vacío del filtro de 0,22 μm.</li>
	<li>Preparar RPMI mezclando 10,4 g de RPMI 1640 y 34,32 g de 3-(N-morfolino) ácido propanesulfonic (MOPS) a 1.000 mL de agua ultrapura. Mezcle en un agitador sin calor y ajustar el pH a 7 agregando 1 N NaOH (Añadir 2 g de NaOH en 50 mL de agua ultrapura). Esterilizar el medio utilizando un sistema de vacío del filtro de 0,22 μm.</li>
</ol>2. inóculo previo e inóculo
<ol><li>Eliminar el microorganismo C. albicans SN425 del congelador ° C −80 y dejar descongelar a temperatura ambiente. 10 μl de la cultivo en placas de Petri que contengan SDA suplementado con cloranfenicol (50 mg/L) de la semilla. Incubar las cajas Petri aeróbicamente a 37 º C durante 48 h.</li>
	<li>Después de 48 h de incubación, añadir 10 colonias de C. albicans a 10 mL de nitrógeno de la levadura base (YNB) suplementados con 100 mM de glucosa e incubar aeróbicamente a 37 ° C por 16 h en el inóculo previo.</li>
	<li>Después de incubar por 16 h, preparar el inóculo mediante la dilución de las culturas de arrancador en medio YNB fresco suplementado con 100 mM de glucosa en un 1:10 la proporción (1 mL de la cultura de arrancador diluida en 9 mL de YNB). Medir la densidad óptica inicial (OD) a 540 nm.</li>
	<li>Incubar el inóculo aeróbicamente a 37 º C durante 8 h hasta que las cepas alcanzan la fase de crecimiento de registro medio y medir la final do a 540 nm. Reste el OD final del OD inicial para comprobar si el OD de los inóculos estén en la fase de crecimiento de registro medio (8 h, basado en las curvas de crecimiento en la figura 1).</li>
	<li>Para llegar a un inóculo con 107 células mL-1, centrifugar el inóculo durante 5 min a 5.500 x g, deseche el sobrenadante y concentración del inóculo a la mitad del volumen de los tubos.</li>
</ol>3. Biofilm formación y fototerapia
<ol><li>Añadir 1 mL del inóculo en los pocillos de una placa de poliestireno de 24 pocillos. Incubar aeróbicamente a 37 º C durante 90 min permitir la adherencia de la célula hasta el fondo de los pozos.</li>
	<li>Uso de una red no coherente (véase Tabla de materiales) la luz como fuente de luz con longitud de onda de 635 ± 10 nm y una potencia de salida fija de 1.460 mW cm−2.</li>
	<li>Use un medidor de potencia para medir la densidad de energía de la luz. La exposición radiante aplicada es 87,6 J cm-2, equivalente a aproximadamente 1 min de exposición. Utilizar la fórmula de densidad de energía (J/cm2) = densidad de potencia (W/cm2) x tiempo de irradiación (s). Se aplica una distancia de 5 mm entre la fuente de luz y el biofilm para evitar el calentamiento de la muestra.</li>
	<li>Tratamiento de los biofilms control positivo con clorhexidina 0.12% por 1 min y control negativo biofilms con 0,89% NaCl durante 1 minuto.</li>
	<li>Después de tratamientos, lavar todos los biofilms dos veces con solución de NaCl 0,89%.</li>
	<li>Añadir 1 mL de RPMI 1640 tamponado con 3-(N-morfolino) ácido propanesulfonic (MOPS) a pH 7 para la biopelícula e incubar las placas a 37 ° C durante la noche.</li>
	<li>En la mañana, se aplican los mismos tratamientos como pasos 3.2 a 3.6, lave los biofilms dos veces con 0,89% NaCl, añadir nuevo RPMI tamponado con MOPS (1 mL, pH 7) en los pocillos e incubar aeróbicamente a 37 ° C.</li>
	<li>En el mismo día, después de 6 h, exponga las biopelículas a luz roja. Tratamiento de los biofilms control positivo con clorhexidina 0.12% por 1 min y control negativo biofilms con 0,89% NaCl durante 1 minuto. Después de tratamientos, lavar los biofilms dos veces con solución de NaCl 0,89%.</li>
	<li>Repita los pasos 3.2-3.8 hasta alcanzar 48 h de desarrollo de la biopelícula. Nota: Básicamente, un tratamiento va a pasar en la mañana y el otro va a pasar en la tarde el mismo día (6 h aparte).</li>
</ol>4. proceso
<ol><li>Añadir 1 mL de estéril 0,89% NaCl al pozo para eliminar el biofilm rasguñando desde el pocillo con una pipeta. Añadir el biofilm quitado a un tubo estéril.</li>
	<li>Añadir otro 1 mL de estéril 0,89% NaCl al pozo. Rayar otra vez y agregar la suspensión en el mismo tubo para un volumen total de 2 mL.</li>
	<li>Unidades formadoras de colonias (UFC)<ol>
<li>Vortex vigorosamente la suspensión de biofilm durante 1 minuto. De la suspensión del biofilm, utilizar una alícuota de 0,1 mL de la dilución serial.</li>
		<li>Diluir la suspensión de biofilm de 10-1 10-4 en solución de NaCl 0,89%.</li>
		<li>50 μL de cada dilución a placas SDA de la semilla e incubar las placas a 37 ° C durante 48 h.</li>
		<li>Contar las colonias y aplicar la fórmula UFC/mL = número de colonias x 10n / q (n = dilución; q = volumen sembrado).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Peso seco<ol>
<li>Tubos de microcentrífuga de pesa y etiqueta.</li>
		<li>De la suspensión del biofilm, usar 0,1 mL para determinación de peso seco (biomasa).</li>
		<li>Añadir 1 mL de etanol absoluto a una alícuota de 0,1 mL de las biopelículas y almacenar a-20 ° C por 18 h. Después de 18 h, centrifugar a 10.000 x g por 10 min.</li>
		<li>Eliminar el sobrenadante, coloque los tubos en un desecador para secar las muestras durante una semana y pesa otra vez los tubos de microcentrífuga.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Polisacáridos solubles en agua (WSPs) y los polisacáridos solubles en álcali (ASP)
	<ol>
<li>De la suspensión de la biopelícula, vortex vigorosamente el resto del volumen (1,8 mL) para 1 minuto y centrifugar a 5.500 × g por 10 min a 4 ° C. Guarde el sobrenadante en un tubo nuevo y lavar el precipitado dos veces con las células, que contienen a los componentes insolubles de la matriz extracelular con agua ultrapura estéril (5.500 × g, 10 min a 4 ° C).</li>
		<li>Resuspender el contenido de insoluble en 1,8 mL de agua ultrapura estéril.</li>
		<li>Polisacáridos solubles en agua (WSPs) Nota: Realizar este experimento en una campana de humos.<ol>
<li>Partir del sobrenadante almacenado, reservamos 1 mL para la cuantificación de polisacáridos solubles en agua (WSPs).</li>
			<li>Homogeneizar el sobrenadante almacenado durante 1 minuto. A continuación, transferir a tubos estériles y añadir 2,5 volúmenes de etanol al 95%. Almacenar los tubos de 18 h a-20 ° C precipitación WSPs.</li>
			<li>Después de 18 h, centrifugar los tubos a 9.500 x g durante 20 min a 4 ° C. Después de la centrifugación, descartar el sobrenadante.</li>
			<li>Lavar las muestras tres veces con etanol al 75% y secar el pellet. Resuspender el pellet con 1 mL de agua ultrapura estéril y cuantificar el WSP con el método ácido fenol-sulfúrico.</li>
			<li>Utilizar glucosa 0.1% (0,01 g de glucosa en 10 mL de agua ultrapura) para la curva estándar (0, 2,5, 5, 10, 15, 20 y 25 μl de la glucosa por el tubo).</li>
			<li>Añadir 200 μL de fenol 5% (2,7 mL de fenol 90% a 47,3 mL de agua ultrapura) a un tubo de vidrio con 200 μL de la muestra o curva estándar de punto (en triplicado por muestra) y mezclar con cuidado.</li>
			<li>Añadir 1 mL de ácido sulfúrico en el tubo y mezclar. Espere 20 minutos para la reacción y medir las muestras usando un espectrofotómetro (490 nm).</li>
		</ol>
</li>
		<li>Polisacáridos solubles en álcali (ASP) Nota: Realizar este experimento en una campana de humos.<ol>
<li>De la cantidad nuevamente suspendida insoluble, separar 1 mL para la determinación de los ASP. Centrifugue las alícuotas de cada suspensión de biofilm (13.000 x g, durante 10 min a 4 ° C).</li>
			<li>Con cuidado retire el sobrenadante de cada tubo. Luego coloque las muestras en un concentrador de vacío para secar el pellet.</li>
			<li>Pesan las pelotillas y añadir 300 μL de 1 N NaOH (2 g de NaOH en 50 mL de agua ultrapura) por 1 mg de peso seco. Incubar por 2 h a 37 ° C y luego centrifugar a 13.000 x g durante 10 minutos.</li>
			<li>Con precaución recoger el sobrenadante con una pipeta y transferencia a tubos de microcentrífuga, mantener el pellet.</li>
			<li>Una vez más, añadir un volumen igual de 1 N NaOH en los tubos que comprende las pelotillas y repita los mismos pasos que el anterior para la extracción de ASP.</li>
			<li>Después de la incubación durante 2 h, centrifugar las muestras (13.000 x g por 10 min), cuidadosamente recoger el sobrenadante y añadir a los sobrenadantes previamente recogidos.</li>
			<li>Para la tercera extracción, repita los mismos pasos que anteriormente, pero esta vez, no incubar las muestras durante 2 h antes de la centrifugación.</li>
			<li>Luego, añadir tres volúmenes de etanol al 95% para cada muestra. Luego, almacenar las muestras a −20 ° C por 18 h para precipitación de ASP.</li>
			<li>Centrifugar los tubos (9.500 × g por 20 min a 4 ° C) y descartar el sobrenadante.</li>
			<li>Lave cada pelotilla tres veces con etanol al 75% y deje secar al aire (lo mismos procedimientos para WSP). Vuelva a suspender los pellets en igual volumen total de la primera extracción con NaOH N 1.</li>
			<li>Leer las muestras para la cuantificación de ASP usando fenol-sulfúrico (igual que en los análisis de PSA).</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Los pasos más críticos para el cultivo exitoso de biopelículas de C. albicans son: 1) hacer el inóculo previo y el inóculo en medio YNB con 100 mM de glucosa; 2) y esperar 90 minutos para la fase de adhesión cuidadosamente lavar dos veces los pozos con 0,89% NaCl para eliminar las células no adheridas; y 3) para agregar Medio RPMI a las células adheridas para iniciar formación de biopelículas, ya que RPMI será estimular el crecimiento de hifas. Aneuploidías pueden ocurrir cuando el cultivo de C. albicans</em...

El aumento de la incidencia de diabetes, usos de la terapia inmunosupresora, infección por el VIH, epidemia, procedimientos clínicos invasivos y consumo de antibióticos del amplio-espectro en los últimos años han aumentado la incidencia de Candida albicans relacionados con enfermedades1,2. Infecciones por C. albicans son comúnmente relacionados con el desarrollo de biofilm y pueden causar manifestaciones clínicas, tales como candidiasis o manifestaciones sistémicas, como la candidemia1,2. Uno de los factores de virulencia más notables del crecimiento del biofilm es el establecimiento de la matriz de polisacárido extracelular. Formación de biopelículas colabora para aumentar la resistencia a los medicamentos antimicóticos existentes, estrés ambiental y de mecanismos inmunes del huésped3.
El crecimiento de biopelículas de C. albicans se inicia con la adhesión temprana de células planctónicas a un substrato, seguida de la propagación de las células de levadura a través de la superficie del sustrato y el crecimiento hifal. La última fase de crecimiento del biofilm es la fase de maduración, en donde se suprime el desarrollo de la levadura como se expande el desarrollo hifal y la matriz extracelular incluye el biofilm4. C. albicans exopolisacáridos (EPS) en la matriz de interactúan para formar el complejo5,manan-glucan del6. La interacción de exopolisacáridos es crítica para la defensa de los biofilms contra drogas7. Por lo tanto, la reducción de la EPS de la matriz extracelular de C. albicans puede apoyar el desarrollo de nuevos protocolos de antibiofilm para el control de la candidiasis oral.
La luz regula el crecimiento, desarrollo y comportamiento de varios organismos8 y se ha aplicado como un antimicrobiano en quimioterapia fotodinámica antimicrobiana (Pacto). Pacto aplica una luz visible de una determinada longitud de onda y absorbe la luz fotosensibilizador9. Sin embargo, el photosensitizers tienen dificultades para penetrar en el biofilm, causando menor eficacia10. La falta de agentes terapéuticos totalmente infiltrarse en biofilms es una razón que biofilms resisten ocasionalmente tradicional terapia antimicrobiana3,5. Para desactivar las células microbianas cerradas, antimicrobianos deben permear a través de la matriz extracelular; sin embargo, la EPS caracteriza un obstáculo difusional para tales moléculas por lo que su nivel de transporte en el biofilm o por influir en la respuesta de los antimicrobianos con la matriz sí mismo11.
Teniendo en cuenta las desventajas del Pacto, el uso de la luz por sí misma surge como una valiosa mejora. Datos preliminares revelaron que el tratamiento con luz azul dos veces al día inhibieron significativamente la producción de EPS-insoluble en biopelículas del Streptococcus mutans . Por la disminución de EPS-insoluble, luz azul disminuye crecimiento de biopelícula. Sin embargo, los resultados de la fototerapia con luz roja en biopelículas de C. albicans son escasos. Por lo tanto, el objetivo de esta investigación fue evaluar en qué fototerapia manera usando luz roja influye en el crecimiento y disposición de biopelículas de C. albicans . Para el tratamiento dos veces al día, hemos adaptado anteriores protocolos9,12 para proporcionar un modelo de biofilm fácil y reproducible que ofrece respuestas en cuanto a viabilidad, de nuestro laboratorio polisacáridos extracelulares y peso seco cantidades después del tratamiento de la luz roja. El mismo protocolo puede utilizarse para probar otros tratamientos.

<table><tbody><tr><td>Clorhexidina 20%&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C9394</td><td></td></tr><tr><td>Dextrosa (D-glucosa) Anhidro</td><td>Fisher Chemical</td><td>D16-500</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 200 prueba</td><td>Decon Laboratories</td><td>DSP-MD.43</td><td></td></tr><tr><td>LumaCare LC-122 A&nbsp;</td><td>LumaCare Medical Group, Newport Beach, CA, EE. UU. &nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl&nbsp;</td><td>Fisher Chemical</td><td>S641-500</td><td></td></tr><tr><td>NaOH&nbsp;</td><td>Biorreactivos de Fisher&nbsp;</td><td>BP 359-500</td><td></td></tr><tr><td>Fenol 5%</td><td>Milipore Sigma</td><td>843984</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640 tamponado con 3-(N-morfolino)</td><td>Sigma</td><td>R7755</td><td></td></tr><tr><td>agar dextrosa Sabouraud suplementado con cloranfenicol</td><td>Acumedia</td><td>7306A</td><td></td></tr><tr><td>Ácido sulfúrico&nbsp;</td><td>Fisher Chemical</td><td>SA200-1</td><td></td></tr><tr><td>Base de nitrógeno para levaduras&nbsp;</td><td>Difco</td><td>DF0392-15-9</td><td></td></tr><tr><td>Ácido 3-(N-morfolino)propanosulfónico MOPS</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M1254</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Placa de poliestireno de 24 pocillos&nbsp;</td><td>Halcón</td><td>353935</td><td></td></tr></tbody></table>

diario fototerapia con luz roja para regular crecimiento de biofilm de candida albicans

Daily Phototherapy with Red Light to Regulate Candida albicans Biofilm Growth

Aquí, presentamos un protocolo para evaluar los resultados de viáticos luz roja tratamiento sobre el crecimiento de biofilm de Candida albicans . Para aumentar el crecimiento planctónico de C. albicans SN425, el inóculo creció en medio de la Base de nitrógeno de la levadura. Para la formación de biofilm, se aplicaron medios RPMI 1640, que tienen altas concentraciones de aminoácidos, para ayudar a crecimiento de biopelícula. Biopelículas de 48 h fueron tratados dos veces al día durante un período de 1 minuto con un dispositivo de luz no coherente (luz roja, longitud de onda = 635 nm; densidad de energía = 87,6 J·cm-2). Como control positivo (PC), 0,12% de clorhexidina (CHX) fue aplicado y como control negativo (NC), 0,89% NaCl se aplicó a los biofilms. Colonias formando unidades (UFC), peso seco, solubles e insolubles exopolisacáridos se cuantificaron después de tratamientos. Brevemente, el protocolo que presentamos es simple, reproducible y proporciona respuestas con respecto a la viabilidad, cantidades de polisacárido extracelular y seco-peso después del tratamiento de la luz roja.

La figura 2 muestra los resultados de Log10 UFC/mL de C. albicans después de dietas tratamientos con luz roja para 1min rojo redujo significativamente el Log10 UFC/mL en comparación con la NC (p = 0.004). Figura 3 presenta los resultados de la biomasa (mg) de biopelículas de C. albicans después de tratamientos diarios. Todos los grupos mostraron una reducción de la biomasa en comparación co...

Aquí, presentamos un protocolo para evaluar el resultado de la aplicación de luz roja en el crecimiento de biofilm de Candida albicans . Un dispositivo de luz roja no coherente con la longitud de onda de 635 nm y densidad de energía de 87,6 J·cm-2 se aplicó durante todo el crecimiento de Candida albicans biofilms durante 48 h.

Diario fototerapia con luz roja para regular crecimiento de Biofilm de Candida albicans

Here, we present a protocol to assess the outcomes of per diem red light treatment on the growth of Candida albicans biofilm. To increase the planktonic ...

La cándida es la causa más frecuente de infección por hongos diseminada en huéspedes inmunocomprometidos. El fracaso de los agentes terapéuticos para infiltrarse completamente en la biopelícula debido a la matriz es una de las razones por las que las biopelículas resisten a las terapias tradicionales. Nuestro protocolo evalúa cómo la fototerapia, utilizando luz roja, interfiere con el crecimiento y la disposición de las biopelículas Candida albicans.Los métodos aplicados están bien establecidos, ya que la cepa utilizada en este estudio tenía su matriz extracelular caracterizada y el dispositivo de luz se ha aplicado con éxito a otras suspensiones de microorganismos planctónicos y biopelículas. La mayor ventaja de este dispositivo es la reducción del tiempo de tratamiento, lo que lo hace más visible para aplicaciones clínicas. Al cultivar Candida albicans tenga en cuenta que se pueden adquirir anticuerpos.Por lo tanto, es importante no utilizar colonias que tienen más de siete días de edad, no iniciar placas a cuatro grados celsius, y no volver a rayar las células de las placas existentes. Del mismo modo, se debe utilizar una cepa antes de 18 horas de crecimiento durante la noche. Cuando se utiliza un espectrofotómetro por primera vez es importante obtener primero la granja de colonias en recuentos de unidades, para correlacionar con los valores de densidad óptica.Por lo tanto, los experimentos comenzarán a utilizar la fase media de crecimiento en la concentración celular inicial de 10 a siete células por mililitros. Se ha demostrado que esta concentración celular proporciona las biopelículas de materia más dependientes y estables. Para empezar, suspender 65 gramos de ASD, complementado con 50 miligramos por litro de cloramphenicol, en 1.000 mililitros de agua destilada en un vaso de precipitados.Coloque el vaso de precipitados en un calentador para hervir, con el fin de disolver el medio por completo. A continuación, transfiera el medio a una botella de vidrio. Coloque la tapa en la botella, pero no la atornille completamente para asegurarse de que la botella pueda ventilar.Coloque el frasco en un autoclave para esterilizar la solución a 15 PSI y 121 grados Celsius durante 30 minutos. Enfríe la solución a unos 45 grados centígrados. Utilice una pipeta desechable y estéril, para mezclar bien, y pipetee 20 mililitros de ASD en placas petri estériles.Para preparar el medio YNB, complementado con 100 milivolares de glucosa, mezclar 6,7 gramos de YNB y 18 gramos de dextrosa a 1.000 mililitros de agua ultra pura en un vaso de precipitados. Coloque una barra de agitación en el vaso de precipitados y coloque el vaso de precipitados en un plato de agitación para mezclar. Filtrar el medio a través de un sistema de filtro de vacío de 0,22 micrómetros para esterilizar.Preparar el medio RPMI mezclando 10,4 gramos de RPMI-1640 y 34 gramos de MOPS, a 1.000 mililitros de agua ultra pura. Mezclar en un agitador sin calor y ajustar el PH a siete añadiendo un hidróxido de sodio normal. Esterilice el medio con un sistema de filtro de vacío de 0,22 micrómetros.En primer lugar, descongelar el microorganismo Candida albicans SN 425 a temperatura ambiente. Semilla 10 microlitros del cultivo de parada en platos Petri previamente preparados que contienen ASD, complementados con cloramphenicol. Incubar los platos Petri aeróbicamente a 37 grados centígrados durante 48 horas.Para el pre-inóculo utilizar un lubricante esterilizado para recoger 10 colonias de Candida albicans de los platos petri y colocarlos en un tubo centrífugo que contiene 10 mililitros de medio YNB, complementado con glucosa. Incubar el tubo aeróbicamente a 37 grados centígrados durante 16 horas. A continuación, preparar los inóculos mediante la adición de este cultivo de arranque en medio YNB fresco, complementado con glucosa, en una proporción de uno a 10 para la dilución.Utilice el espectrofotómetro para medir el OD inicial a 540 nanómetros. Incubar los inóculos aeróbicamente a 37 grados centígrados durante ocho horas, y medir la OD final a 540 nanómetros. Restar el OD final del OD inicial para comprobar si el OD de los inóculos está en la fase de crecimiento del registro medio.Para obtener un inóculo con 10 a las siete células por mililitro, centrifugar el inóculo durante cinco minutos a 5.500 veces G.Vierta el sobrenadante en un vaso de precipitados que contenga hipoclorito de sodio y agregue YNB fresco para concentrar el inóculo a la mitad del volumen anterior. Añadir un mililitro del inóculo a cada pocódulo de una placa de poliestireno de 24 pocillos. Incubar aeróbicamente a 37 grados centígrados durante 90 minutos para permitir la adhesión celular al fondo de los pozos.Tratar las biopelículas durante un minuto con un mililitro de 0,12% de clorhexidina para las biopelículas de control positivo. Para el control negativo, tratar las biopelículas durante un minuto con un mililitro de cloruro estéril, 0,89%sódico. Posteriormente, lavar los pozos dos veces, un minuto cada uno, con un mililitro de cloruro de sodio estéril 0,89% para eliminar las células no adherentes.A continuación, encienda una luz roja no coherente y utilice un medidor de potencia para medir la densidad de potencia de la luz. Determinar el tiempo de exposición basado en el requisito de densidad de energía de 87,6 julios por centímetro cuadrado. Coloque la placa debajo de la luz roja.Mantenga la distancia entre la fuente de luz y el biofilm a cinco mililitros para evitar calentar la muestra. Después de la exposición durante un minuto, agregue un mililitro del medio RPMI esterilizado a cada pozo, e incubar las placas a 37 grados centígrados durante la noche. Por la mañana, repita el mismo lavado, tratamiento ligero, tratamientos de control positivos y negativos, e incubación durante seis horas con medio RPMI.Una vez más, lave las biopelículas dos veces, exponga a la luz roja y realice tratamientos de control positivos y negativos. Aspirar la solución en los pozos y añadir el medio RPMI. Repita la incubación, lavado, tratamiento ligero y tratamientos de control positivos y negativos, hasta lograr 48 horas de desarrollo de biopelículas.Para comenzar a procesar, deseche el medio y agregue un mililitro de cloruro de sodio estéril, 0,89% al pozo, y utilice una punta de pipeta para rascar la biopelícula del pozo. Transfiera el biofilm eliminado a un tubo estéril. Añadir otro mililitro de cloruro estéril, 0,89% de sodio al pozo.Rascalo de nuevo y añade la suspensión al mismo tubo, para un volumen total de 2 mililitros. Vórtice vigorosamente la suspensión del biofilm durante un minuto. Para el análisis de la CFU, transfiera una alícuota de 0,1 mililitros de la suspensión del biofilm a un tubo de micro centrífuga que contenga 900 microlitros de 0,89% de solución de cloruro de sodio para cada dilución.Diluir la solución de biopelícula de 10 a la negativa, a 10 a la cuatro negativa, en solución salina. Siembra 50 microlitros de cada dilución a placas ASD, e incuba las placas a 37 grados Celsius durante 48 horas. Cuente las colonias y aplique la fórmula.Para el análisis de peso seco, primero pese y etiquete los tubos de micro centrífuga. Añadir 0,1 mililitros de la suspensión del biofilm y un mililitro de etanol absoluto en los tubos, y almacenarlos a 20 grados Celsius negativos durante 18 horas. Luego, centrífla 10.000 veces G durante 10 minutos.Deseche el sobrenadante y coloque los tubos en un desecador para secar las muestras durante una semana. Pesar los tubos de micro centrífuga de nuevo, y hacer la resta para obtener el peso de biomasa. En este experimento, después de tratamientos de viáticos con luz roja durante un minuto a las biopelículas de Candida albicans, la UFC se redujo, en comparación con el control negativo tratado con cloruro de sodio.Los resultados de la biomasa de las biopelículas de Candida albicans después de los tratamientos diarios, muestran que el grupo tratado con luz roja presentó una reducción similar de la biomasa a la observada en el grupo de control positivo, tratada con clorhexidina. Los dos grupos también mostraron similitud estadística entre sí. Mientras que ambos mostraron una reducción de la biomasa, en comparación con el control negativo tratado con cloruro de sodio.Se observaron cantidades inferiores de EpS solubles e insolubles de Candida albicans, en control positivo, en comparación con el control negativo. Aunque no es estadísticamente significativa, la aplicación por viáticos de la luz roja disminuyó numéricamente las cantidades de EPS soluble e EPS insoluble. El control negativo y el grupo tratado con luz roja mostraron similitud estadística.Medición de la densidad de potencia de la luz, utilizando un medidor de potencia antes de iniciar el tratamiento para determinar los períodos exactos de aplicación. Los pasos aseguran que la densidad de energía siempre será de 87,6 julios por centímetros cuadrados. Utilice la fórmula anteriormente citada.La medida se realiza utilizando la misma de la luz a la botella de las placas, cinco milímetros. Se puede estudiar una asociación entre la fototerapia y los medicamentos antifúngicos para comprobar si el pretratamiento con luz roja, seguido de la aplicación del fármaco, mejora la penetración del fármaco en el biofilm. Para el tratamiento dos veces al día adaptamos los protocolos de nuestro laboratorio, proporcionando un modelo de biofilm fácil y reproducible, que ofrece respuestas sobre viabilidad, peso seco y cantidades de polisacáridos extracelulares después del tratamiento de luz roja.El protocolo es genérico y se puede utilizar para probar otras terapias, además de la luz roja, incluyendo medicamentos, otras luces, o la combinación de luz y medicamentos. Trabajar con microorganismos requiere equipo especial, como gafas de seguridad, capa de laboratorio de botones y guantes de nitro.

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