Name: Técnicas de Necropsia de Rabia en Animales Grandes y Pequeños (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 56 s
Description: Aprenda técnicas de necropsia seguras para diagnóstico de rabia en animales grandes y pequeños, minimizando riesgos de aerosoles y exposición zoonótica. Estos métodos permiten recolectar muestras de tejido cerebral de forma efectiva.

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Estamos agradecidos al Centro Wadsworth del Departamento de Salud del Estado de Nueva York por apoyar este proyecto. También nos gustaría reconocer el apoyo de Amy Willsey y Frank Blaisdell del Departamento de Salud Wadsworth Center, y LL Ranch, Altamont, NY.

Todos los métodos descritos fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC, por sus) del Centro Wadsworth.
1. Preparación
<ol><li>Don PPE, con protección ocular mínima (gafas o protector facial), mascarilla quirúrgica o N-95 y guantes sin látex.</li>
	<li>Preparar el área de trabajo, idealmente un armario de bioseguridad (BSC), con una cubierta de superficie de trabajo desechable (por ejemplo, papel kraft o almohadillas absorbentes) e instrumentos de necropsia limpios (Figura1).</li>
	<li>Coloque la muestra en la superficie de trabajo y utilice instrumentos para manipularla para evaluar el estado de la muestra, incluyendo evidencia de descomposición, daños en el cráneo, peligros potenciales (por ejemplo, plumas de puercoespín, cuchillas de bisturí) y la calidad de la decapitación.</li>
</ol>2. Método ventral
NOTA: Cuando la muestra se decapita correctamente en la línea de la mandíbula, el foramen magnum y el cóndilo occipital serán expuestos. El método ventral es menos complicado para recuperar el cerebelo y el tronco cerebral.
<ol><li>Coloque la muestra con el lado ventral hacia arriba y la nariz que se dirige discadamente hacia la parte posterior de BSC.</li>
	<li>Sostenga un martillo/mallet ortopédico en la mano derecha (si es diestro) y al mismo tiempo sostenga un cincel concejal en la mano izquierda.</li>
	<li>Coloque el cincel en un ángulo de 45o con el punto de esquina del cincel que dirige entre el lado derecho del hueso temporal y el hueso occipital haciendo una abertura "V".</li>
	<li>Golpea la parte superior del cincel con el martillo hasta que los dos huesos se separen. Haga el corte adyacente al hueso basefenoides.</li>
	<li>Repetir en el lado izquierdo del hueso temporal/hueso occipital (Figura2A).</li>
	<li>Dobla el área "V" del cráneo hacia abajo con el cincel. Exponer toda el área rommbencefalona del cerebro (cerebelo y tallo cerebral) (Figura 2B).</li>
	<li>Saca el tallo cerebral y el cerebelo con tijeras y fórceps. Retire las piezas restantes del cráneo si el tallo cerebral y el cerebelo no salieron en una sola pieza.</li>
</ol>3. Método dorsal
NOTA: Si la muestra tiene una decapitación deficiente (foramen magnum no visible) y el cuello no se puede quitar fácilmente durante la necropsia o si se sospecha daño al cerebelo, se debe utilizar el método dorsal.
<ol><li>Coloque el espécimen dorsalmente con la nariz dirigiendo distalmente hacia la parte posterior de BSC.</li>
	<li>Usando tenacula tumoral, agarre el músculo temporal izquierdo con dientes de tenacula y cierre apretando el mango.</li>
	<li>Cortar el músculo temporal hasta el hueso con un cuchillo de talla rita.</li>
	<li>Gire la muestra 180o con tenacula y cuchillo (no mano) y repita el proceso en el músculo temporal opuesto. Exponga el cráneo.</li>
	<li>Coloque un cincel en un ángulo de 45o con el punto de esquina del cincel en el centro del cráneo en la coyuntura del hueso parietal e intraparietal.</li>
	<li>Golpea la parte superior del cincel con un martillo hasta que se haga una abertura horizontal en la mitad superior del cráneo en el hueso parietal.</li>
	<li>Gire la muestra 180o y repita el proceso en el lado opuesto.</li>
	<li>Inserte el punto del cincel en el extremo del corte 1 (Figura3A)y a 90o de apertura horizontal. Golpea con el martillo hasta que la abertura alcance el hueso occipital (aproximadamente 10 cm dependiendo del tamaño de la muestra).</li>
	<li>Enrolle la muestra y repita en el lado opuesto al final del corte 2. NOTA: Con la muestra dorsal y la nariz colocada hacia la parte posterior de BSC, las aberturas en el cráneo se asemejan a una "U" al revés.</li>
	<li>Inserte los dientes de la tenacula en el cráneo en la parte inferior de la "U" y haga palanca hacia uno mismo. Exponer el extremo caudal del cerebro y el cerebelo (Figura3B).</li>
	<li>Usa tijeras como una cucharada y saca todo el cerebelo desde dentro de la cavidad.</li>
	<li>Usa fórceps tisulares para burlarte del tallo cerebral del foramen.</li>
</ol>4. Método animal grande
<ol><li>Coloque el espécimen de modo que la parte dorsal del cráneo esté en contacto con la superficie de necropsia con la porción caudal del cráneo y el foramen magnum frente al técnico.</li>
	<li>Inserte el cuchillo de aguja modificado en el foramen magnum entre la médula espinal y las meninges espinales en la medida de lo posible.</li>
	<li>Puntuación alrededor de la médula espinal para separar el cerebelo y el tallo cerebral de las meninges espinales. Después de insertar el cuchillo a través del foramen magnum, ángulo suavemente el cuchillo para seguir a lo largo del cráneo tanto como sea posible.</li>
	<li>Inserte una espátula química o una cuchara finos y largas en el espacio entre el tejido neural y las meninges espinales.</li>
	<li>Sonda alrededor de la médula espinal y el cerebelo para asegurar se ha cortado la conexión con las meninges espinales.</li>
	<li>Sostenga el tronco cerebral con fórceps. Con la otra mano, avance la cuchara rostrally luego dorsalmente para recoger el cerebelo. Simultáneamente tire hacia atrás en el tallo cerebral con los fórceps y sacar el cerebelo usando la cuchara. NOTA: Puede tomar más de un intento de recuperar el cerebelo adecuado para la prueba de la rabia.</li>
</ol>5. Post necropsia
<ol><li>Deseche todos los materiales desechables (guantes, almohadillas, revestimientos de área de trabajo) y los tejidos no utilizados en residuos biopeligrosos.</li>
	<li>Limpie y desinfecte todos los instrumentos con el método disponible (por ejemplo, lavavajillas industrial, autoclave, desinfectante químico, ebullición).</li>
	<li>Limpie y desinfecte todas las superficies de trabajo con un 20% de lejía y/o un 70% de etanol.</li>
</ol>

<ol><li>Centers for Disease Control and Prevention (CDC). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((West+Nile+virus+activity+-+United+States%2C+2009%5BTitle%5D)+AND+%22MMWR+Morbidity+and+Mortality+Weekly+Report%22%5BJournal%5D)">West Nile virus activity - United States, 2009.</a> MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).</li>
<li>McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B. Jr, Gray, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humans+and+cattle%3A+A+review+of+bovine+zoonoses%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+and+Zoonotic+Diseases%22%5BJournal%5D)">Humans and cattle: A review of bovine zoonoses.</a> Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).</li>
<li>Spickler, A. R. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases">https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases</a> (2019).</li>
<li>Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aerosol+generation+during+bone-sawing+procedures+in+veterinary+autopsies%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology%22%5BJournal%5D)">Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies.</a> Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).</li>
<li>Green, F. H. Y., Yoshida, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristics+of+aerosols+generated+during+autopsy+procedures+and+their+potential+role+as+carriers+of+infectious+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Occupational+and+Environmental+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents.</a> Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).</li>
<li>Barrat, J. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarrat%2C+J+%22Laboratory+techniques+in+Rabies+4th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 4th Edition</a>. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. , World Health Organization. 425-427 (1996).</li>
<li>Ness, S. L., Bain, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+to+perform+an+equine+field+necropsy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Association+of+Equine+Practitioners%22%5BJournal%5D)">How to perform an equine field necropsy.</a> American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).</li>
<li>Animal & Plant Health Agency. Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf">https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf</a> (2019).</li>
<li>New York State Department of Health, Wadsworth Center. Rabies reports. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports">https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports</a> (2019).</li>
<li>CDC. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf">https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf</a> (2019).</li>
<li>Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surveillance+for+lesions+of+bovine+spongiform+encephalopathy+in+U.S.+cattle%5BTitle%5D)+AND+%22Developments+in+Biological+Standardizations%22%5BJournal%5D)">Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle.</a> Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).</li>
<li>Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eastern+equine+encephalitis+in+puppies+in+Michigan+and+New+York+states%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Veterinary+Diagnostic+Investigation%22%5BJournal%5D)">Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states.</a> Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).</li>
<li>Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clarifying+indeterminate+results+on+the+rabies+direct+fluorescent+antibody+test+using+real-time+reverse+transcriptase+polymerase+chain+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Health+Reports%22%5BJournal%5D)">Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction.</a> Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).</li>
<li>Chapter 7. Brain removal. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+techniques+in+Rabies+5th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 5th Edition</a>. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. , World Health Organization. 67-72 (2018).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Los especímenes sometidos a necropsia de rabia a menudo tienen antecedentes de signos clínicos compatibles con una enfermedad neurológica. La presencia de enfermedad clínica puede estar asociada con una variedad de trastornos, incluyendo enfermedades zoonóticas, lo que aumenta el riesgo para el personal de una infección adquirida en un laboratorio. Para reducir estos riesgos, se han implementado técnicas que disminuyen el manejo y manipulación de muestras.
Los métodos demostrados representan u...

Trabajar en el suelo de necropsia de un laboratorio de rabia es inherentemente peligroso. A veces, los especímenes llegan con plumas de puercoespín incrustadas, objetos extraños incluyendo flechas/ balas / pellets o fragmentos óseos expuestos que pueden penetrar en la envoltura de envío de protección. Un embalaje inadecuado puede provocar fugas, poniendo en peligro a las personas que desemman. Además de las lesiones físicas, los técnicos de necropsia corren el riesgo de exponerse a agentes infecciosos zoonóticos desconocidos del SNC y fluidos corporales de las muestras. Además, los ectoparásitos transportados por el espécimen pueden transmitir otras enfermedades zoonóticas, ya que las pulgas y las garrapatas se ven comúnmente en los animales presentados. Dependiendo de la ubicación geográfica y las especies involucradas las enfermedades expuestas varían. Arbovirus como el virus de la encefalitis equina oriental (EEEV) o el virus del Nilo Occidental (VNU), enfermedades transmitidas por garrapatas como la enfermedad de Lyme o la tularemia, las bacterias que causan fiebre Q o tuberculosis, y los priones infecciosos nombran un pequeño número de los posibles peligros1 , 2 , 3.
El propósito de estos métodos es demostrar técnicas de necropsia seguras y eficientes utilizando instrumentos que minimizan el potencial de aerosolización a diferencia de las herramientas eléctricas o sierras4,5. Comúnmente, la necropsia de los animales pequeños en el laboratorio de la rabia requiere cortar los músculos craneales y el uso de un martillo y un cincel para abrir la porción dorsal caudal del calvario6. Extracción de esta área de calvarium expone el cerebro posterior, incluyendo todo el cerebelo y el tronco craneal del cerebro. Las técnicas de necropsia modificadas se pueden realizar en la parte ventral del cráneo, evitando los músculos craneales grandes y las regiones más gruesas del cráneo. Sin embargo, estas técnicas de necropsia modificadas sólo son posibles cuando el espécimen está sin vértebras cervicales.
Del mismo modo, el tejido cerebral en animales grandes se puede extraer separando los músculos craneales y abriendo la porción dorsal caudal del cráneo7. Se requiere un esfuerzo considerable para exponer el cerebelo y el tallo cerebral, ya que los cráneos de animales más grandes son generalmente más gruesos. Para evitar penetrar el cráneo, la cabeza de un animal grande se coloca de modo que la porción ventrocaudal del cráneo está frente al técnico. Usando instrumentos modificados, el cerebelo y el tallo cerebral se eliminan a través del foramen magnum. Esto es similar al método de adquisición de muestras recomendado por el Laboratorio de Referencia de la Unión Europea de la EET para las investigaciones de encefalopatía espongiforme transmisible (EET)8. Las vértebras craneales deben retirarse de antemano para proporcionar acceso al foramen magnum.
La aplicación de estas técnicas es beneficiosa para los técnicos adecuadamente capacitados en laboratorios de rabia. Como el laboratorio de rabia recibe muestras de variostamaños, desde murciélagos juveniles hasta caballos de barril adultos 9, el técnico tiene varios métodos para elegir en función de las circunstancias individuales. El método demostrado para un animal grande también es apropiado para los veterinarios que realizan necropsias en el campo, ya que el envío de una cabeza de animal grande entera para pruebas de rabia es engorroso y costoso. La implementación de cualquiera de estas técnicas mejorará la seguridad al disminuir el potencial de producción de aerosoles, reducir el manejo de la muestra y ahorrar tiempo de procesamiento. Sin embargo, como el campo no tiene las mismas ventajas que un laboratorio configurado específicamente para las pruebas de rabia, es esencial que cualquier modificación hecha a estos procedimientos se centre en la seguridad, especialmente el uso de equipos de protección personal (EPP).

<table><tbody><tr><td>Cuchara de química</td><td>Cualquier</td><td></td><td></td></tr><tr><td>tijera de mayonesa curvada, afilada y roma</td><td>Sklar</td><td>14-2055</td><td>Tijeras operativas Sklar 5-1/2 pulgadas Mango de anillo para el dedo de acero inoxidable de grado OR premium Curvo Afilado/romo</td></tr><tr><td>Cuchillo de trinchar grande y afilado con calidad de restaurante</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>Cuchillo multiusos festoneado de 8", mango blanco</td></tr><tr><td>Bloqueo de tumores-tenáculos</td><td>Diamond Scientific y Quirúrgicos</td><td>N/A</td><td>Pinza de tenáculo Czerny</td></tr><tr><td>Cuchillo de tacón de aguja modificado (cuchillo de trinchar de hoja larga de 6.5 pulgadas rectificado a 0.5 pulgadas de ancho)</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>Cuchillo multiusos festoneado modificado de 8", mango blanco</td></tr><tr><td>Martillo ortopédico</td><td>Mortech</td><td>N/A</td><td>Martillo postmortem con gancho</td></tr><tr><td>Cincel de hueso ortopédico de concejal afilado</td><td>Shandon</td><td>60-5</td><td>Hoja de cincel del concejal: 2 pulgadas x 2.25 pulgadas estándar 7 pulgadas</td></tr><tr><td>Cucharada afilada u otra cuchara de mango largo</td><td>Cualquier</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinza de vendaje de tejido de punta lisa sin dientes</td><td>Shandon</td><td>63-03</td><td>Pinzas para el pulgar con apósito de punta ancha de Shandon</td></tr><tr><td>Guantes sin polvo que no sean de látex</td><td>Cualquier</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gafas de seguridad, gafas o protector facial</td><td>Cualquiera</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cirugía o mascarilla N-95</td><td>Cualquier</td><td></td><td></td></tr><tr><td>papel kraft, papel de carnicero, almohadilla absorbente, etc</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>.

técnicas de necropsia de rabia en animales grandes y pequeños

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

El Laboratorio de Rabia del Departamento de Salud del Estado de Nueva York (NYSDOH) recibe entre 6.000 y 9.000 especímenes al año y realiza pruebas de rabia para todo el estado, con la excepción de la ciudad de Nueva York. El laboratorio de rabia necropsia una variedad de animales que varían en tamaño desde murciélagos hasta ávidos. La mayoría de estos especímenes son animales que presentan signos neurológicos, sin embargo, menos del 10% en realidad dan positivo para la rabia; traumatismos, lesiones u otros agentes infecciosos como causa de estos síntomas. Debido al riesgo de aerosolizar agentes infecciosos no diagnosticados, el Laboratorio de Rabia no utiliza herramientas eléctricas ni sierras. Se presentarán tres técnicas de necropsia para animales cuyos cráneos son impenetrables con tijeras. El laboratorio ha implementado estas técnicas para disminuir la exposición potencial a agentes infecciosos, eliminar la manipulación innecesaria de la muestra y reducir el tiempo de procesamiento. Las ventajas de una técnica preferida opuesta a otra están sujetas al procesamiento individual entrenado de la muestra.

Todas las muestras terrestres presentadas con cráneos entre el 31 de enero de 2019 y el 28 de febrero de 2019 tenían información sobre la presencia de un cuello y el método de necropsia recogido. Durante ese tiempo, 170 cabezas fueron necropsiadas con 18 especies representadas. 52% (89/170) fueron debidamente decapitados. El resto tenía al menos una vértebra unida, incluyendo tres especímenes de cuerpo entero. El método ventral se utilizó 75% (128/170) de la época, de los que, cuellos est...

El objetivo de este protocolo es demostrar técnicas de necropsia seguras en animales pequeños y grandes para obtener muestras de tejido satisfactorias para pruebas de rabia.

Técnicas de Necropsia de Rabia en Animales Grandes y Pequeños

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

La recolección de tejidos para las pruebas de rabia tiene peligros obvios y no padres. El técnico debe utilizar los métodos más seguros disponibles y llevar el equipo de protección personal adecuado. Estos protocolos proporcionan técnicas seguras de necropsia sin utilizar herramientas eléctricas o sierras, minimizando la producción de aerosoles.El protocolo animal grande también se puede realizar en el campo. El uso del método de recuperación de muestras de animales grandes en el campo elimina el desafío de transportar una cabeza de animal que pese más de 45 kilogramos al laboratorio. El método animal grande es similar al protocolo europeo para la recuperación de muestras de encefalopatía espongible transmisible y se puede utilizar para cualquier investigación utilizando el tronco cerebral y el cerebelo.Para recuperar el cerebelo y el tronco encefálica por el método ventral, coloque el lado ventral de la muestra hacia arriba con la nariz dirigida distalmente hacia la parte posterior del gabinete de bioseguridad. Sosteniendo un mazo ortopédico en la mano dominante y un cincel del concejal en la otra mano, coloque el cincel en un ángulo de 45 grados con el punto de esquina al cincel en la abertura en forma de V entre el lado derecho de los huesos temporales y occipitales. Golpea la parte superior del cincel con el mazo hasta que los dos huesos se separen.Y hacer un corte adyacente a la basefenoides óseo. Separe los huesos temporales y occipitales en el lado izquierdo del espécimen como se acaba de demostrar. Y usa el cincel para doblar la región V del cráneo hacia abajo para exponer toda el área de rombencéfalo del cerebro.Luego, usa tijeras y fórceps para sacar el tronco encefálico y el cerebelo, eliminando las piezas de tejido restantes del cráneo según sea necesario. Si la muestra no permite la recuperación ventral de la posición dorsal de la muestra, con la nariz dirigida distalmente hacia la parte posterior del gabinete de bioseguridad. Y usa una tenácula tumoral para agarrar el músculo temporal izquierdo con los dientes de la tenácula.Apriete el mango para bloquear los dientes alrededor del tejido y utilice un cuchillo de tallado afilado para cortar el músculo temporal hasta el hueso. Gire el espécimen 180 grados con la tenácula y el cuchillo y repita la incisión en el músculo temporal opuesto para exponer el cráneo. Devolver la cabeza a su orientación original y colocar el cincel en un ángulo de 45 grados con el punto de esquina al cincel en el centro del cráneo en la coyuntura de los huesos parietales e intraparietales.Y golpear la parte superior del cincel con el mazo hasta que se hace una abertura horizontal en la mitad superior del cráneo en el hueso parietal. Gire el espécimen 180 grados y haga una abertura en el lado opuesto del cráneo como acaba de demostrar. Coloque la cabeza según sea necesario para insertar el punto del cincel en el extremo del primer corte en un ángulo de 90 grados con respecto a la abertura horizontal y golpee el cincel hasta que la abertura llegue al hueso occipital.Enrollar el espécimen para hacer una abertura en el hueso occipital opuesto de la misma manera. Las aberturas en el cráneo deben parecerse a un U al revés U.Inserte los dientes de la tenácula en el cráneo en la parte inferior del tú y tire del hueso hacia atrás para exponer el extremo caudal del cerebro y el cerebelo. Luego usa las tijeras como una cucharada para sacar todo el cerebelo desde dentro de la cavidad.Y usa fórceps tisulares para sacar el tronco encefálica del foramen. Para la recuperación de cerebelo animal grande y tronco encefálico, coloque el espécimen de modo que la parte dorsal del cráneo esté en contacto con la superficie necropsia. Con la parte caudal del cráneo y foramen magnum frente a la parte frontal del gabinete de bioseguridad.Agarra el tronco encefálica con fórceps. Inserte un cuchillo de aguja modificado en el foramen magnum entre la médula espinal y las meninges espinales en la medida de lo posible y escarca alrededor de la médula espinal para separar el cerebelo y el tronco encefálico de las meninges de la columna vertebral. Luego, saca el tallo del foramen con fórceps.Cuando el cuchillo se haya insertado a través del foramen magnum, anule suavemente la hoja para seguir el cráneo tanto como sea posible e inserte una espátula de metal o un cuchillo con un mango lo suficientemente largo como para alcanzar debajo del cerebro en el espacio entre el tejido neural y las meninges de la columna vertebral. Sondear alrededor del cerebelo para asegurarse de que las conexiones con las medingas espinales se han cortado. Cuando las meninges han sido completamente cortadas avanzar la espátula rostral y dorsalmente para recoger el cerebelo.Luego saca el cerebelo con la espátula. Todas las muestras terrestres presentadas con cráneos entre el 31 de enero de 2019 y el 28 de febrero de 2019 tenían información sobre la presencia de un cuello y el método de necropsía recogido. Durante ese tiempo, 170 cabezas fueron necropsiadas con 18 especies representadas.El 52% fue debidamente decapitado. El resto tenía al menos una vértebra unida, incluyendo tres especímenes de todo el cuerpo. El método ventral se utilizó un 75% de las veces.De ellos, los cuellos estaban presentes en el 49. Se presentaron tres animales grandes y, en dos casos, se utilizó el protocolo de animales grandes. Una ardilla fue presentada con un cráneo aplastado y simplemente cortando la piel expuso el tejido cerebral por lo que ninguno de los métodos demostrados fueron utilizados.Los tejidos utilizados para hacer portaobjetos de microscopía o extraídos de métodos moleculares al procesar múltiples animales evitan la contaminación cruzada mediante el uso de nuevos instrumentos de guantes y un área de trabajo limpia. Tenga cuidado al realizar estos protocolos, ya que los especímenes pueden estar infectados con el virus de la rabia u otras enfermedades zoonóticas. Tenga en cuenta que los objetos afilados también pueden estar presentes dentro de los especímenes.

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Investigación

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Neuroscience

Neurociencia

En este artículo se describen los procedimientos para la realización de un examen post-mortem básicos de un ratón o una rata, y el conjunto de órganos de base, así como más tipos de muestras reto de la evaluación histológica, microbiológicos y PCR.

La necropsia de diagnóstico y selecta colección de tejidos y muestras en ratas y ratones

Este video muestra la tinción inmunohistoquímica para la detección del antígeno del virus de la rabia en tejido cerebral de ratón infectado. El proceso incluye la desparafinación y el tratamiento con alcohol, seguidos de un tratamiento proteolítico para mejorar la accesibilidad al antígeno. La tinción inmunohistoquímica revela precipitados rojos, lo que confirma la presencia de antígenos de rabia en la sección de tejido.

Tinción inmunohistoquímica para la detección de antígenos del virus de la rabia

Este protocolo proporciona un resumen de los procedimientos para el aislamiento de ARN para los perfiles transcriptómicos de nodo de linfa tejidos de animales grandes, incluyendo pasos en la identificación y extirpación de los ganglios linfáticos de ganado y la fauna, métodos de muestreo para proporcionar consistencia en varios animales y consideraciones más resultados representativos para la conservación de la colección y procesamiento de análisis de ARN.

Recogida y tratamiento de los ganglios linfáticos de animales grandes para el análisis de ARN: preparación para estudios de nodo de linfa transcriptómicos de grandes especies animales

Las nuevas técnicas de limpieza de tejidos compatibles con la inmunomancha, como la imagen 3D definitiva de órganos con disolventes, permiten la visualización 3D de la infección cerebral del virus de la rabia y su complejo entorno celular. Las rebanadas gruesas de tejido cerebral con etiqueta de anticuerpos se hacen ópticamente transparentes para aumentar la profundidad de la imagen y permitir el análisis 3D mediante microscopía de escaneo láser confocal.

Imágenes 3D de alta resolución de la infección por el virus de la rabia en el tejido cerebral con disolventes

La prueba inmunohistoquímica rápida directa (DRIT) ofrece una alternativa reconocida de la Organización Mundial de Sanidad Animal y la Organización Mundial de la Salud (OIE/OMS) a la prueba de anticuerpos fluorescentes directos (DFA) para el diagnóstico de la rabia. Esta prueba permite aplicaciones basadas en el campo que se pueden realizar en aproximadamente 1 h sobre impresiones cerebrales utilizando microscopía de luz.

Vigilancia mejorada de la rabia mediante una prueba inmunohistoquímica rápida directa

Este protocolo introduce un procedimiento operativo de laboratorio estándar para las pruebas de diagnóstico de antígenos de lissavirus en murciélagos en Taiwán.

Procedimiento Operativo Estándar para la Vigilancia de Lyssavirus de la Población Bat en Taiwán

Se ha desarrollado una reacción en cadena de la polimerasa de la transcripción inversa de pan-lyssavirus para detectar específicamente todos los lyssavirus conocidos. La validación utilizando muestras cerebrales de rabia de diferentes especies animales demostró que este método tiene una sensibilidad y especificidad equivalente a la prueba de anticuerpos fluorescentes estándar de oro y podría ser utilizado para el diagnóstico de la rabia de rutina.

Evaluación de una reacción en cadena de la polimerasa de la transcripción inversa anidada universal para la detección de Lyssaviruses

Presentamos un protocolo completo para el diagnóstico postmortem de la rabia animal en condiciones de campo utilizando una prueba de diagnóstico inmunocromatográfico rápido (RIDT), desde el muestreo de biopsia cerebral hasta la interpretación final. También describimos otras aplicaciones que utilizan el dispositivo para el análisis molecular y el genotipado viral.

Prueba de diagnóstico inmunocromatográfico rápido postmortem de campo para la configuración de recursos limitados con otras aplicaciones moleculares

Este protocolo presenta un enfoque basado en qRT-PCR para determinar el número de copia genética de nucleoproteína (N) del virus de la rabia dentro de varias estructuras anatómicas cerebrales bovinas utilizando transcripción in vitro.

Cuantificación del virus de la rabia en varias estructuras cerebrales bovinas

Este protocolo demuestra el ensayo de reacción en cadena de la polimerasa con transcriptasa inversa (RT-PCR) pan-lyssavirus LN34 en tiempo real desde la recolección de tejidos hasta la interpretación de los resultados, incluidas las actualizaciones de las secuencias de cebadores y formulaciones para mejorar el rendimiento del ensayo para algunos lyssavirus y lagomorfos no antirrábicos. También demostramos la configuración del ensayo para un formato multiplexado LN34 de un solo pocillo (LN34M).

Diagnóstico postmortem de la rabia en animales mediante el ensayo de reacción en cadena de la polimerasa con transcriptasa inversa LN34 en tiempo real multiplexado actualizado

Aprenda técnicas de necropsia seguras para diagnóstico de rabia en animales grandes y pequeños, minimizando riesgos de aerosoles y exposición zoonótica. Estos métodos permiten recolectar muestras de tejido cerebral de forma efectiva.

Técnicas de Necropsia de Rabia en Animales Grandes y Pequeños

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