Name: Formación de esferoides de células de ligamento periodontal humano en Chitosan Films (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-06-19T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 14 s
Description: Aprende a formar esferoides de células de ligamento periodontal humano usando películas de quitosano. Este método 3D mejora la autorrenovación y diferenciación osteogénica para investigación en medicina regenerativa.

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Este estudio fue patrocinado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (NSFC 81700978), los Fondos de Investigación Fundamental para las Universidades Centrales (1504219050), la Fundación de Ciencias Naturales de Shanghái (17ZR1432800), y el Proyecto de Exploración Médica de Shanghái ( 17411972600).

El protocolo de estudio fue aprobado por el Comité de ética de la escuela y el hospital de estomatología, Universidad Tongji. Todos los pacientes proporcionaron consentimiento informado por escrito.
1. Aislamiento de células PDL
<ol><li>Haga medio de proliferación para el cultivo de células PDL: medio MEM complementado con 10% FCS y 100 U/ml pluma/estreptococo.</li>
	<li>Preparar un recipiente con hielo para transferir terceros molares aislados.</li>
	<li>Esterilice los instrumentos quirúrgicos utilizando un autoclave.</li>
	<li>Extraer terceros molares normales afectados por el ser humano de adultos (18-28 años de edad) en la Clínica Dental de La Escuela y Hospital de Estomatología, Universidad de Tongji.</li>
	<li>Colocar los terceros molares en el medio de proliferación y pasar al laboratorio a 4oC.</li>
	<li>Coloque el diente extraído en una placa estéril de 100 mm Petri, trabajando dentro de una campana de flujo laminar de riesgo biológico.</li>
	<li>Agregue 10 ml de PBS para lavar el diente extraído. Repita el paso de lavado dos veces.</li>
	<li>Mediante el uso de un bisturí estéril, separe suavemente la PDL de la raíz. NOTA: La PDL se debe raspar de la tercera parte media de la raíz para evitar la contaminación de los tejidos gingivales o apicales.</li>
	<li>Mince PDL en fragmentos de 1-2 mm con la ayuda de una cuchilla de bisturí esterilizado.</li>
	<li>Colocar fragmentos de PDL en un matraz de cultivo T-25, lleno de 3-4 ml de medio de proliferación.</li>
	<li>Cultivar las muestras en una incubadora a 37oC en 5%CO2 con aire humidificado.</li>
	<li>Cambiar el medio de cultivo después de que se observó el crecimiento de las células PDL. Por lo general, toma 1-2 semanas para el crecimiento de las células PDL. Observe el crecimiento de las células PDL a través de un microscopio de contraste de fase inversa.</li>
	<li>Cambiar el medio de cultivo dos veces por semana a partir de entonces.</li>
	<li>Cuando las células PDL han alcanzado la confluencia, las células de subcultivo en una proporción de 1:4 (pasaje 1).</li>
	<li>Observe el crecimiento celular diariamente y cambie el medio de cultivo dos veces por semana.</li>
	<li>Realice cada pasaje posterior con una relación de 1:4 después de que las células alcancen un 80% de confluencia. Utilice células PDL de tercera a quinta generación para la sembración celular.</li>
</ol>2. Preparación de películas de quitosano
<ol><li>Para la preparación de una solución de ácido acético al 1% (v/v), añadir 5 ml de ácido acético a 495 ml de agua de doble destilación en un vaso de precipitados de vidrio limpio.</li>
	<li>Para la preparación de 1% p/v solución de quitosan, pesar 5 g de polvo de quitosano (peso molecular medio 400 kDa, 85% grado de acetilación) y añadir a 495 ml de 1% (v/v) solución de ácido acético.</li>
	<li>Revuelva la solución preparada durante 24 horas con la barra de agitación y la placa de agitación magnética a 60 oC.</li>
	<li>Autoclave la solución preparada para asegurar la disolución completa del quitosano. NOTA: El experimento se puede pausar en esta etapa.</li>
	<li>Para formar películas de quitosano, añada un 1% de solución cincasía con v en los platos de poliestireno (TCPS) de cultivo tisular a 0,25 ml/cm2. Por ejemplo, agregue 0,5 ml de solución de quitosan a un pozo de 24 –bien.</li>
	<li>Platos TCPS secos en un horno a 60oC durante 24 horas para formar películas de quitosano.</li>
	<li>Preparar hidróxido de sodio de 0,5 N (NaOH). Revuelva 10 g de NaOH, poco a poco, en un gran volumen de agua destilada dos veces utilizando la barra de agitación magnética, y luego diluya la solución para hacer 0.5 L. NOTA: Agregue NaOH al agua--no agregue agua al NaOH sólido. ¡No toqueN a NaOH! Podría causar quemaduras químicas.</li>
	<li>Neutraliza las películas de quitosan con 0.5 NaOH. Añadir 0,5 ml de solución NaOH de 0,5 N a un pozo de placa de 24 pocillos durante 2 horas.</li>
	<li>Lave las películas de quitosano tres veces con agua destilada doble. NOTA: El experimento se puede pausar en esta etapa.</li>
	<li>Antes de la sembración celular, esterilizar las placas de 24 pocillos recubiertas de quitosano en 70% de alcohol durante la noche a temperatura ambiente.</li>
	<li>Enjuague las placas recubiertas de quitosano tres veces con PBS a temperatura ambiente.</li>
	<li>Esterilice las placas recubiertas de quitosano mediante el tratamiento bajo luz ultravioleta durante la noche a temperatura ambiente.</li>
</ol>3. Sembrado celular
<ol><li>Pre-caliente proliferación medio de solución PBS y solución trypsin/EDTA a 37 oC.</li>
	<li>Deseche el sobrenadante del matraz de cultivo celular T-75.</li>
	<li>Lave las células PDL confluentes con 10 ml de solución de PBS.</li>
	<li>Deseche la solución PBS.</li>
	<li>Añadir 1 ml de solución de trippsina/EDTA al matraz de cultivo celular T-75.</li>
	<li>Incubar células con solución de tripsina/EDTA durante 3 min a 37 oC.</li>
	<li>Terminar el proceso de digestión de la tripsina añadiendo 3 ml de medio de proliferación al matraz de cultivo celular T-75.</li>
	<li>Transfiera la suspensión de celda preparada a un tubo centrífugo cónico de 15 ml.</li>
	<li>Centrifugar la suspensión durante 5 min a 300 x g y a temperatura ambiente.</li>
	<li>Deseche el sobrenadante del tubo centrífugo cónico de 15 ml y vuelva a suspender el pellet celular en 500 ml de medio de proliferación.</li>
	<li>Cuente las células PDL con un hemocaquímetro.</li>
	<li>Células PDL semillas a las densidades de 0,5 x 104, 1 x 104, 3 x 104y 6 x 104 celdas/cm2.</li>
	<li>Cultivo de células PDL en películas de quitosan en una incubadora a 37oC en 5% CO2 con aire humidificado.</li>
	<li>Cambiar el medio de cultivo dos veces por semana a partir de entonces.</li>
	<li>En los días 1, 2, 3, 4 y 5, observe la morfología celular diariamente a través de un microscopio de contraste de fase inversa.</li>
</ol>4. Supervivencia celular
<ol><li>Después de 1, 3 y 6 días de cultivo, determinar la supervivencia de las células utilizando un kit de viabilidad comercial/citotoxicidad.</li>
	<li>En un tubo de 15 ml, preparar 2 ml de una solución fresca de 2 mM de calceína-AM y 4 mM de homodimer de etidio en PBS por vórtice durante 5 s. NOTA: Mantenga el proceso en la oscuridad.</li>
	<li>Retire el medio de cultivo y lave los esferoides en PBS.</li>
	<li>Incubar esferoides en PBS que contienen 2 mM de calceína-AM y 4 mM de etidio homodímero durante 30 min a temperatura ambiente en la oscuridad.</li>
	<li>Enjuague los esferoides dos veces en PBS. Para esferoides de un pozo de placa de 24 pocillos, utilice 2 ml de PBS para cada vez.</li>
	<li>Observe las muestras utilizando un microscopio de fluorescencia utilizando un aumento de 10x o 20x.</li>
</ol>

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<li>Cesarz, Z., Tamama, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spheroid+Culture+of+Mesenchymal+Stem+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+International%22%5BJournal%5D)">Spheroid Culture of Mesenchymal Stem Cells.</a> Stem Cells International. 2016, 9176357(2016).</li>
<li>Tong, J. Z., Sarrazin, S., Cassio, D., Gauthier, F., Alvarez, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+spheroid+culture+to+human+hepatocytes+and+maintenance+of+their+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Biology+of+the+Cell%22%5BJournal%5D)">Application of spheroid culture to human hepatocytes and maintenance of their differentiation.</a> Biology of the Cell. 81 (1), 77-81 (1994).</li>
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<li>Frith, J. E., Thomson, B., Genever, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+three-dimensional+culture+methods+enhance+mesenchymal+stem+cell+properties+and+increase+therapeutic+potential%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+C+Methods%22%5BJournal%5D)">Dynamic three-dimensional culture methods enhance mesenchymal stem cell properties and increase therapeutic potential.</a> Tissue Engineering Part C Methods. 16 (4), 735-749 (2010).</li>
<li>Wang, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+spheroid+culture+system+on+micropatterned+substrates+for+improved+differentiation+efficiency+of+multipotent+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">3D spheroid culture system on micropatterned substrates for improved differentiation efficiency of multipotent mesenchymal stem cells.</a> Biomaterials. 30 (14), 2705-2715 (2009).</li>
<li>Miyagawa, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfabricated+scaffold+induces+the+spheroid+formation+of+human+bone+marrow-derived+mesenchymal+progenitor+cells+and+promotes+efficient+adipogenic+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">A microfabricated scaffold induces the spheroid formation of human bone marrow-derived mesenchymal progenitor cells and promotes efficient adipogenic differentiation.</a> Tissue Engineering Part A. 17 (3-4), 513-521 (2011).</li>
<li>Bartosh, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aggregation+of+human+mesenchymal+stromal+cells+%28MSCs%29+into+3D+spheroids+enhances+their+antiinflammatory+properties%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Aggregation of human mesenchymal stromal cells (MSCs) into 3D spheroids enhances their antiinflammatory properties.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (31), 13724-13729 (2010).</li>
<li>Baraniak, P. R., McDevitt, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scaffold-free+culture+of+mesenchymal+stem+cell+spheroids+in+suspension+preserves+multilineage+potential%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+and+Tissue+Research%22%5BJournal%5D)">Scaffold-free culture of mesenchymal stem cell spheroids in suspension preserves multilineage potential.</a> Cell and Tissue Research. 347 (3), 701-711 (2012).</li>
<li>Rabea, E. I., Badawy, M. E., Stevens, C. V., Smagghe, G., Steurbaut, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chitosan+as+antimicrobial+agent%3A+applications+and+mode+of+action%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Chitosan as antimicrobial agent: applications and mode of action.</a> Biomacromolecules. 4 (6), 1457-1465 (2003).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El presente estudio introdujo un sistema de cultivo celular 3D para superar algunas limitaciones relacionadas con el cultivo celular monocapa 2D convencional. Según el protocolo, los esferoides celulares PDL se formaron con éxito mediante el cultivo de células en películas de quitosana. Nuestro estudio anterior informó que la formación de esferoides aumentó las capacidades de auto-renovación y diferenciación osteogénica de las células PDL14. En lugar de utilizar una enzima para cosechar células de...

La periodontitis, inicializada principalmente por placa dental1, se caracteriza por el daño de los tejidos periodontales incluyendo el ligamento periodontal (PDL), hueso alveolar, y cemento. Los tratamientos actuales para la periodontitis suelen tener éxito en la prevención del progreso de la enfermedad activa, pero la regeneración de los tejidos periodontales perdidos sigue siendo un desafío clínico. Recientemente, se han realizado importantes progresos en los enfoques basados en células para la regeneración del tejido periodontal para superar los inconvenientes de los tratamientos actuales2,3,4.
Nuestra revisión sistemática anterior reveló que las células PDL mostraron un gran potencial para la regeneración periodontal5. Convencionalmente, las células PDL se cultivan en sustratos bidimensionales (2D), como el poliestireno de cultivo tisular (TCPS). Sin embargo, se han observado cambios característicos de las células PDL durante el cultivo in vitro6. Este fenómeno se debe probablemente a que el TCPS 2D difiere del microambiente tridimensional in vivo (3D)7. En comparación con las células cultivadas en sustratos 2D, las células cultivadas en un microambiente 3D presentan más similitudes con las células in vivo8. Por lo tanto, los modelos de cultivo de celdas 3D proporcionan una alternativa prometedora para el cultivo de células monocapa 2D convencional.
El método de cultivo 3D convencional es encapsular células en biomateriales 3D. En comparación con las células encapsuladas en biomateriales 3D, los esferoides celulares imitan más de cerca la situación in vivo porque los esferoides son agregados de células que crecen libres de materiales extraños9,10,11, 12. Se informa que los esferoides celulares promovieron las bioactividades de MSC a través de la preservación de componentes de matriz extracelular (ECM), incluyendo fibronectina y laminina13. Para mejorar los modelos convencionales de cultivo celular PDL, recientemente hemos desarrollado un método de cultivo celular PDL 3D, que se basa en la formación de esferoides de células PDL en películas de quitosana14. La formación de esferoides aumentó la auto-renovación y las capacidades de diferenciación osteogénica de las células PDL14. Aquí, presentamos protocolos detallados de cultivo de esferoides de células PDL basados en películas de quitosano. El sistema de cultivo 3D de esferoides celulares PDL supera algunas de las deficiencias relacionadas con el cultivo celular TCPS convencional, y por lo tanto puede ser adecuado para la producción de células PDL con una eficacia terapéutica mejorada para la regeneración futura del tejido periodontal.

<table><tbody><tr><td>&alpha;-MEM</td><td>Gibco</td><td>11900-073</td><td></td></tr><tr><td>ácido acético&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>64197</td><td></td></tr><tr><td>Matraz de cultivo celular 25 cm2</td><td>Corning</td><td>430639</td><td></td></tr><tr><td>Matraz de cultivo celular 75 cm2</td><td>Corning</td><td>430641</td><td></td></tr><tr><td>Chitosan</td><td>Heppe Medical&nbsp; Chitosan GmbH</td><td>/</td><td>peso molecular 500 kDa, grado de desacetilación 85%</td></tr><tr><td>FCS</td><td>Gibco</td><td>26140-079</td><td></td></tr><tr><td>Kit de viabilidad/citotoxicidad vivo</td><td>/muerto molecular&nbsp; Sondas</td><td>L3224</td><td></td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>1310732</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>KeyGen Biotech&nbsp;</td><td></td><td></td>KGB5001</tr><tr><td>pluma/estreptococo</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>Tripsina/EDTA&nbsp;</td><td>KeyGen Biotech&nbsp;</td><td></td><td></td>KGM25200</tr><tr><td>tubo de centrífuga cónico de 15 mL</td><td>Corning</td><td>430790</td><td></td></tr><tr><td>Placa de 24 pocillos</td><td>Corning</td><td>3524</td><td></td></tr></tbody></table>

formación de esferoides de células de ligamento periodontal humano en chitosan films

Formation of Human Periodontal Ligament Cell Spheroids on Chitosan Films

Las células del ligamento periodontal (PDL) son muy prometedoras para la regeneración del tejido periodontal. Convencionalmente, las células PDL se cultivan en sustratos bidimensionales (2D), como el poliestireno de cultivo tisular (TCPS). Sin embargo, se han observado cambios característicos de las células PDL durante el cultivo in vitro. Este fenómeno se debe probablemente a que el TCPS 2D difiere del microambiente tridimensional in vivo (3D). En comparación con las células cultivadas en sustratos 2D, las células cultivadas en un microambiente 3D presentan más similitudes con las células in vivo. Por lo tanto, los modelos de cultivo de celdas 3D proporcionan una alternativa prometedora para el cultivo de células monocapa 2D convencional. Para mejorar los modelos convencionales de cultivo celular PDL, recientemente hemos desarrollado un método de cultivo celular 3D, que se basa en la formación de esferoides de células PDL en películas de quitosana. Aquí, presentamos protocolos detallados de cultivo de esferoides celulares basados en películas de quitosano. El sistema de cultivo 3D de esferoides celulares PDL supera algunas de las limitaciones relacionadas con el cultivo celular monocapa 2D convencional, y por lo tanto puede ser adecuado para la producción de células PDL con una eficacia terapéutica mejorada para la regeneración futura del tejido periodontal.

Usando el protocolo actual, se formaron con éxito esferoides de células PDL viables. La Figura 1 mostró que las células suspendidas o esferoides en lugar de las células adheridas se observaron principalmente en películas de quitosano. Para la densidad de sembrado de 0,5 x 104 células/cm2,las células PDL conectadas se encontraron ocasionalmente en los días 1 y 3, y rara vez se observaron esferoides de células PDL. Por el contrario, para l...

Aquí, presentamos protocolos de cultivo de esferoides celulares del ligamento periodontal humano (PDL) por películas de quitosano. El cultivo de esferoides celulares tridimensionales (3D) proporciona una alternativa al sistema de cultivo de poliestireno (TCPS) de cultivo tisular convencional.

Formación de esferoides de células de ligamento periodontal humano en Chitosan Films

Periodontal ligament (PDL) cells hold great promise for periodontal tissue regeneration. Conventionally, PDL cells are cultured on two-dimensional (2D) ...

Este es un protocolo detallado de cultivo de esferoides de células de ligamentos periodontales por películas de quitosano. En comparación con el sistema de cultivo convencional, el sistema de cultivo de esferoides produce células de ligamentos periodontales con mayor capacidad de auto-renovación y diferenciación osteogénica. Para empezar, prepare una solución de quitosano de 1%peso a volumen como se indica en el manuscrito.Añadir 0,5 mililitros de solución de quitosano en cada pocódica de 24 pocillos de cultivo de tejido. Seque el plato en un horno a 60 grados centígrados durante 24 horas para formar películas de quitosano. Para neutralizar las películas de quitosano, añadir 0,5 mililitros de 0,5 hidróxido de sodio normal a cada pozo de la placa de 24 pozos e incubar a temperatura ambiente durante dos horas.A continuación, lave las películas de quitosano tres veces con agua doble destilada. Esterilice el plato de 24 pozos recubierto de quitosano en 70% de alcohol durante la noche a temperatura ambiente. Enjuague la placa tres veces con PBS y déjela bajo luz ultravioleta durante la noche.Antes de la siembra celular, medio de proliferación pre-cálido, solución PBS y solución EDTA de trippsa a 37 grados Celsius. Deseche el sobrenadante del matraz de cultivo celular y lave el ligamento periodontal confluente, o células PDL, con 10 mililitros de PBS. Deseche el PBS y agregue un mililitro de solución EDTA de trippsina al matraz.Incubar el matraz a 37 grados centígrados durante tres minutos y luego añadir tres mililitros de medio de proliferación para terminar la digestión de la trippsina. Transfiera la suspensión celular a un tubo cónico de 15 mililitros y luego centrifugarlo durante cinco minutos a 300 g. Desechar el sobrenadante y volver a suspender las células en 500 microlitros de medio de proliferación.Cuente las células con un hemocitoómetro y se las semilla en la placa a cinco, 10, 30 y 60 mil células por centímetro cuadrado. Cultivo de las células PDL en una incubadora a 37 grados Celsius en 5%dióxido de carbono y aire humidificado, cambiando el medio de cultivo dos veces por semana. Observar la morfología celular diariamente durante cinco días a través de un microscopio de contraste de fase inversa.Los esferoides de células PDL viables se forman con éxito utilizando este protocolo. Los esferoides rara vez se observan para la densidad de siembra inferior en los días uno y tres. Pero en las dos densidades más altas, varios tamaños de esferoides están presentes desde el primer día.La densidad óptima de siembra es de 30 mil células por centímetro cuadrado porque resulta en esferoides homogéneos. Después de cinco días de cultivo, se observan esferoides más grandes para todas las densidades de siembra. Un ensayo de viabilidad demuestra que la mayoría de las células PDL están vivas en los días uno, tres y seis, pero el número de células muertas aumenta en el sexto día.Una limitación de este protocolo es la disminución de la proliferación de células después de la formación de esferoides. Por lo tanto, se requieren más estudios para promover la proliferación de células después de la formación de esferoides.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Developmental Biology

Biología del Desarrollo

La fabricación de una novela, de película delgada adhesivo flexible quirúrgico de los ingredientes aprobados por la FDA, el quitosano y verde de indocianina se describe. La unión de este adhesivo para tejido colágeno a través de un proceso de activación simple con una baja potencia de infrarrojos láser se demuestra.

A Based Chitosan, Laser adhesivo activado Thin Film quirúrgica, &#39;SURGILUX&#39; Preparación y Demostración

Un obstáculo importante en las actuales terapias con células madre es determinar el método más eficaz para proporcionar a estas células a los tejidos del huésped. A continuación, describimos un método de entrega basado en quitosano que sea eficiente y simple en el planteamiento, al tiempo que permite derivadas de tejido adiposo de células madre para mantener su multipotencia.

La construcción de un hidrogel de colágeno para la entrega de la madre microesferas cargadas con células quitosano

Presentamos un modelo de tejido ligamentario en el que las construcciones tridimensionales se tratan con el suero humano condicionado al ejercicio y se analizan el contenido de colágeno, la función y la bioquímica celular.

Tratamiento de las estructuras de ligamentos con suero acondicionado con ejercicio: Un modelo de ingeniería de tejidos traslacional

Aquí describimos una fácil preparación de hidrogeles inyectables basados en quitosano utilizando química dinámica imina. Se presentan métodos para ajustar la fuerza mecánica de hidrogel y su aplicación en cultivos celulares 3D.

Preparación de hidrogeles inyectables basados en quitosano y su aplicación en cultivos celulares 3D

Aquí, presentamos un protocolo para obtener sistemas 3D-cultura en uno mismo-montaje de andamios péptido para promover la diferenciación de condrocitos articulares humanos dedifferentiated en tejido similar al cartílago.

Cultivo de células de mamífero en andamios tridimensionales péptido

Hemos desarrollado un modelo de cáncer de mama heterogéneos consistiendo en las células fibroblastos y tumor inmortalizadas encajadas un bioink de alginato/gelatina de bioprintable. El modelo recoge el microambiente tumoral de en vivo y facilita la formación de esferoides multicelulares tumor, dando la penetración en los mecanismos de conducción tumorigenesis.

Hidrogel Bioprintable alginato/gelatina 3D In Vitro modelo sistemas inducen formación de glóbulo esferoide

Este protocolo presenta un método para el cultivo y crecimiento 3D de células similares a ameloblastos en microgravedad para mantener su forma alargada y polarizada, así como la expresión de proteínas específicas del esmalte. También se describen las condiciones de cultivo para el cultivo de construcciones de ingeniería periodontal y órganos pulmonares en microgravedad.

Propagación de células y órganos dentales y respiratorios en microgravedad

El presente protocolo describe un método no basado en emulsiones para la fabricación de microgeles de quitosano-genipina. El tamaño de estos microgeles se puede controlar con precisión, y pueden mostrar hinchazón dependiente del pH, degradarse in vivo y cargarse con moléculas terapéuticas que se liberan con el tiempo de manera sostenida, lo que las hace altamente relevantes para aplicaciones de ingeniería de tejidos.

Fabricación de microgeles de quitosano-genipina de tamaño controlado y sin emulsión para aplicaciones de ingeniería de tejidos

En este estudio, un modelo de rata de inducción de periodontitis se presenta a través de una combinación de ligadura retentiva e inyecciones repetitivas de lipopolisacárido derivado de Porphyromonas gingivalis, durante 14 días alrededor de los primeros molares maxilares. Las técnicas de ligadura e inyección de LPS fueron efectivas para inducir peridontitis, lo que resultó en pérdida ósea alveolar e inflamación.

Inducción de periodontitis mediante una combinación de ligadura e inyección de lipopolisacáridos en un modelo de rata

Este estudio describe un método para producir esferoides condrocíticos mediante la agregación de células en esferoides en condiciones de baja adherencia utilizando la gravedad, seguido de un cultivo de los esferoides resultantes en mini-biorreactores.

Generación de esferoides a partir de varios condrocitos utilizando condiciones de baja adherencia por gravedad y mini-biorreactores caseros

Este estudio describe un método modificado de ligadura de nylon 6-0 para inducir periodontitis en ratones, que es altamente reproducible y representa una alternativa para que los investigadores estudien la enfermedad periodontal desde su desarrollo hasta sus consecuencias patológicas.

Modelo murino de periodontitis avanzada inducida por ligadura de nylon en el segundo molar superior

Aprende a formar esferoides de células de ligamento periodontal humano usando películas de quitosano. Este método 3D mejora la autorrenovación y diferenciación osteogénica para investigación en medicina regenerativa.

Formación de esferoides de células de ligamento periodontal humano en Chitosan Films

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