Name: Modelo Murino de Impacto Cortical Controlado para la Inducción de Lesiones Cerebrales Traumáticas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-08-16T14:45:00.000+00:00
Duration: 5 min 1 s
Description: Aprende a inducir lesiones cerebrales traumáticas en ratones mediante impacto cortical controlado. Este método estandarizado permite evaluar pérdida tisular, hemorragia y respuestas moleculares en neurociencia.

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Este trabajo fue apoyado por National Institutes of Health Grant GM117341 y The American College of Surgeons C. James Carrico Research Fellowship to S.J.S.

Todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad Northwestern. Los ratones C57BL/6 fueron comprados al Laboratorio Jackson y el grupo alojado en una instalación de barrera en el Centro de Medicina Comparada de la Universidad Northwestern (Chicago, IL). Todos los animales fueron alojados en 12/12 h ciclo claro/oscuro con acceso gratuito a alimentos y agua.
1. Inducir la anestesia
<ol><li>Anestetizar el ratón con ketamina (125 mg/kg) y xilazina (10 mg/kg) inyectada por vía intraperitoneal.</li>
</ol>2. Monitoreo de signos vitales cada 15 minutos
<ol><li>Controle la temperatura, la frecuencia respiratoria y el color de la piel. El ratón debe sentirse caliente al tacto. La piel debe aparecer rosa da a la piel y bien perfundida. La frecuencia respiratoria debe variar de 50 a 70 respiraciones por minuto.</li>
</ol>3. Procedimientos prequirúrgicos
<ol><li>Pesar todos los ratones el día antes de la inducción de lesiones.</li>
	<li>Esterilice un conjunto de instrumentos quirúrgicos mediante el autoclave para cada sujeto experimental. Esterilice el dispositivo de impacto antes de usarlo.</li>
	<li>Prepare una jaula de recuperación colocando una jaula limpia sobre una almohadilla de calentamiento eléctrica establecida en un ajuste "bajo" y colocada de tal manera que los ratones puedan alejarse del calor una vez ambulatorio.</li>
	<li>Configure el quirófano dentro de una campana de flujo laminar esterilizada.<ol>
<li>Coloque el marco de funcionamiento estereotaxico.</li>
		<li>Conecte el dispositivo de impacto al marco estereotaxico.</li>
		<li>Ajuste el dispositivo de accionamiento con los parámetros biomecánicos deseados para la velocidad y el tiempo de permanencia. NOTA: En este protocolo se describe una lesión cerebral grave utilizando una punta de impacto de 3 mm de diámetro a través de una craniectomía de 5 mm de diámetro con la velocidad establecida en 2,5 m/s y un tiempo de permanencia de 0,1 s. Se puede utilizar una amplia gama de parámetros biomecánicos para inducir todo el espectro de TBI.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Don nuevo equipo de protección personal y guantes estériles.</li>
	<li>Ahave el pelaje del sitio operativo con cortadoras eléctricas.</li>
	<li>Aplique pomada opthalmic protectora a los ojos del ratón para evitar lesiones corneales y secado.</li>
	<li>Coloque el ratón en el quirófano.</li>
	<li>Prepara la piel con un exfoliante quirúrgico a base de yodo alternado con alcohol tres veces.</li>
</ol>4. Aplicación del impacto cortical controlado
<ol><li>Incise el cuero cabelludo 1 cm en la línea media con un bisturí que expone el cráneo.</li>
	<li>Coloque el ratón dentro de un marco de funcionamiento estereotaxico asegurando los huesos temporales bilaterales entre las barras de oído en miniatura y bloqueando los incisivos dentro de una abrazadera incisiva creando una sujeción estable de tres puntos en la cabeza del ratón.</li>
	<li>Retirar el cuero cabelludo lejos del sitio operativo con un hemostat o fórceps de bloqueo para asegurarse de que el cuero cabelludo no entre en contacto con la broca durante la craneectomía.</li>
	<li>Identifique las suturas sagitales y coronales en el cráneo expuesto. NOTA: Este protocolo centra la craniectomía 2 mm a la izquierda de la sutura sagital y 2 mm rostral a la sutura coronal.</li>
	<li>Realice una craniectomía usando un taladro con una broca de trephina.<ol>
<li>Para realizar la craneectomía, primero active el taladro a la máxima velocidad y luego aplique la broca trephina perpendicular al cráneo en el sitio de la craneectomía.</li>
		<li>Aplique una presión suave y uniforme al taladro una vez que se haga contacto con el cráneo. Una ligera "dar" se sentirá una vez que el taladro penetre a través del cráneo. No penetre en la dura subyacente. NOTA: Este protocolo utiliza una broca trephine de 5 mm para realizar la craneectomía.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilice fórceps y una aguja hipodérmica de pequeño calibre para extraer la solapa ósea, exponiendo completamente la duración subyacente.</li>
	<li>Gire la punta del impactador en el campo operativo y baje hasta que haga contacto con la dura mater expuesta. Una vez que se realiza el contacto, el sensor de contacto del instrumento hará un tono audible para alertar al cirujano de que se ha hecho contacto. Esto marcará el punto cero desde el que se establece la profundidad de deformación. NOTA: Este protocolo utiliza una punta de impacto de 3 mm para generar una lesión grave. Se pueden utilizar puntas tan pequeñas como 1 mm para aplicar lesiones más localizadas.</li>
	<li>Retraiga la punta impactante y ajuste la profundidad de impacto deseada reduciendo la posición del impactador en el marco estereotaxico. NOTA: En este protocolo describimos una lesión grave estableciendo la profundidad de deformación en 2 mm.</li>
	<li>Aplique la lesión activando el impactador en el dispositivo de accionamiento.</li>
	<li>Gire el dispositivo de impacto fuera del campo y retire el animal del marco estereotaxico.</li>
</ol>5. Cierre del sitio quirúrgico
<ol><li>Controle el sangrado del cráneo y la superficie cortical lesionada con presión directa de un aplicador de punta de algodón estéril.</li>
	<li>Seque el cráneo con un aplicador de algodón estéril.</li>
	<li>Cierre el cuero cabelludo sobre la craneectomía con un adhesivo quirúrgico disponible comercialmente o sutura monofilamento. NOTA: En este protocolo se utiliza un adhesivo quirúrgico veterinario para cerrar el cuero cabelludo. El colgajo óseo no se reemplaza y se desecha.</li>
</ol>6. Atención y monitoreo postoperatorio
<ol><li>Administrar la analgesia postoperatoria (p. ej., buprenorfina de liberación sostenida 0,1–0,5 mg/kg administrada por vía subcutánea proporcionando 72 h de analgesia sostenida).</li>
	<li>Coloque el animal en la posición de recuperación de decúbato lateral en una jaula limpia precalentada.</li>
	<li>Observe a los animales hasta que despierten y estén móviles, luego devuelva cada ratón a su jaula de origen.</li>
	<li>Garantizar el acceso gratuito a alimentos y agua. La ingesta normal de alimentos y agua normal mente se reanuda dentro de una a dos horas después de la lesión.</li>
	<li>Mida el peso corporal cada tres días a lo largo del experimento.</li>
</ol>

<ol><li>Faul, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFaul%2C+M+%22Traumatic+Brain+Injury+in+the+United+States%3A+Emergency+Department+Visits%2C+Hospitalizations+and+Deaths+2002-2006%22">Traumatic Brain Injury in the United States: Emergency Department Visits, Hospitalizations and Deaths 2002-2006</a>. , Centers for Disease Control and Prevention, National Center for Injury Prevention and Control. Atlanta (GA). (2010).</li>
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<li>Trahanas, D. M., Cuda, C. M., Perlman, H., Schwulst, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differential+Activation+of+Infiltrating+Monocyte-Derived+Cells+After+Mild+and+Severe+Traumatic+Brain+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Differential Activation of Infiltrating Monocyte-Derived Cells After Mild and Severe Traumatic Brain Injury.</a> Shock. 43 (3), 255-260 (2015).</li>
<li>Makinde, H. M., Cuda, C. M., Just, T. B., Perlman, H. R., Schwulst, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonclassical+Monocytes+Mediate+Secondary+Injury%2C+Neurocognitive+Outcome%2C+and+Neutrophil+Infiltration+after+Traumatic+Brain+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Nonclassical Monocytes Mediate Secondary Injury, Neurocognitive Outcome, and Neutrophil Infiltration after Traumatic Brain Injury.</a> Journal of Immunology. 199 (10), 3583-3591 (2017).</li>
<li>Thompson, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lateral+fluid+percussion+brain+injury%3A+a+15-year+review+and+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Lateral fluid percussion brain injury: a 15-year review and evaluation.</a> Journal of Neurotrauma. 22 (1), 42-75 (2005).</li>
<li>Marmarou, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+diffuse+brain+injury+in+rats.+Part+I%3A+Pathophysiology+and+biomechanics%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A new model of diffuse brain injury in rats. Part I: Pathophysiology and biomechanics.</a> Journal of Neurosurgery. 80 (2), 291-300 (1994).</li>
<li>Reneer, D. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+multi-mode+shock+tube+for+investigation+of+blast-induced+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A multi-mode shock tube for investigation of blast-induced traumatic brain injury.</a> Journal of Neurotrauma. 28 (1), 95-104 (2011).</li>
<li>Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Traumatic+Brain+Injury+and+Assessment+of+Injury+Severity%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Traumatic Brain Injury and Assessment of Injury Severity.</a> Molecular Neurobiology. , (2019).</li>
<li>Makinde, H. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monocyte+depletion+attenuates+the+development+of+posttraumatic+hydrocephalus+and+preserves+white+matter+integrity+after+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Monocyte depletion attenuates the development of posttraumatic hydrocephalus and preserves white matter integrity after traumatic brain injury.</a> PLoS One. 13 (11), e0202722(2018).</li>
<li>Osier, N. D., Dixon, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Controlled+Cortical+Impact+Model%3A+Applications%2C+Considerations+for+Researchers%2C+and+Future+Directions%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neurology%22%5BJournal%5D)">The Controlled Cortical Impact Model: Applications, Considerations for Researchers, and Future Directions.</a> Frontiers in Neurology. 7, 134(2016).</li>
<li>Iaccarino, C., Carretta, A., Nicolosi, F., Morselli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidemiology+of+severe+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Epidemiology of severe traumatic brain injury.</a> Journal of Neurosurgical Sciences. 62 (5), 535-541 (2018).</li>
</ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses financieros.

Hay varios pasos que son críticos para aplicar una lesión confiable y consistente. En primer lugar, el ratón debe alcanzar un plano profundo de anestesia quirúrgica asegurando que no haya movimiento durante la realización de la craneectomía. Mientras que se pueden utilizar numerosos regímenes anestésicos para inducir anestesia general en roedores, los anestésicos que inducen depresión respiratoria como los anestésicos inhalatorios pueden resultar en un paro respiratorio cuando se combinan con un TBI grave. Este protocolo...

Los Centros para el Control y la Prevención de Lesiones estiman que aproximadamente 2 millones de estadounidenses sufren una lesión cerebral traumática (TBI) cada año1,2. De hecho, TBI contribuye a más del 30% de todas las muertes relacionadas con lesiones en los Estados Unidos con costos de atención médica cercanos a $80 mil millones anuales y casi $4 millones por persona por año sobreviviendo a un TBIsevero 3,4,5. El impacto de la TBI se pone de relieve por las importantes complicaciones neurocognitivas y neuropsiquiátricas a largo plazo sufridas por sus sobrevivientes con el inicio insidioso de deficiencias conductuales, cognitivas y motoras que se denominan Encefalopatía Traumática Crónica (TEC) 6 , 7 , 8 , 9 , 10. Incluso los eventos conmocionsivas subclínicos —aquellos impactos que no resultan en síntomas clínicos— pueden conducir a una disfunción neurológica a largo plazo11,12.
Los modelos animales para el estudio de TBI se han empleado desde finales de 180013. En la década de 1980, se desarrolló un impactador neumático con el propósito de modelar TBI. Este método se conoce ahora como impacto cortical controlado (CCI)14. El control y la reproducibilidad de CCI llevaron a los investigadores a adaptar el modelo para su uso en roedores15. Nuestro laboratorio utiliza este modelo para inducir TBI a través de un impactador disponible comercialmente y un dispositivo de accionamiento electrónico16,17. Este modelo es capaz de producir una amplia gama de estados TBI clínicamente aplicables dependiendo de los parámetros biomecánicos utilizados. La evaluación histológica de los cerebros TBI después de una lesión grave inducida en nuestro laboratorio demuestra una pérdida significativa de cortical y hipocampal ipsilateral, así como edema contralateral y distorsión. Además, CCI produce un deterioro constante en la función motora y cognitiva medida por ensayos conductuales18. Las limitaciones a CCI incluyen la necesidad de craneotomía y el gasto de adquirir el impactador y el dispositivo de accionamiento.
Existen varios modelos adicionales de TBI y están bien establecidos en la literatura, incluyendo el modelo de percusión de fluido lateral, modelo de caída de peso, y lesión por explosión modelo19,20,21. Si bien cada uno de estos modelos tiene sus propias ventajas distintas, sus principales inconvenientes son lesiones mixtas, alta mortalidad y falta de estandarización, respectivamente22. Además, ninguno de estos modelos ofrece la precisión, precisión y reproducibilidad de CCI. Al ajustar la entrada de parámetros biomecánicos en el dispositivo de accionamiento, el modelo CCI permite al investigador un control preciso sobre el tamaño de la lesión, la profundidad de la lesión y la energía cinética aplicada al cerebro. Esto da a los investigadores la capacidad de aplicar todo el espectro de TBI a áreas específicas del cerebro. También permite la mayor reproducibilidad desde el experimento hasta el experimento.

<table><tbody><tr><td>Inyección de AnaSed Solución estéril de xilacina</td><td>LLOYD, Inc.</td><td></td><td></td>5939911020</tr><tr><td>Buprenorfina SR Lab 0,5 mg/mL</td><td>Zoopharm-Wildlife Pharmaceuticals USA</td><td>BSRLAB0.5-182012</td><td></td></tr><tr><td>Micromotor rotativo de alta velocidad KiT0</td><td>Foredom Electric Company</td><td>K.1070</td><td></td></tr><tr><td>Imapact uno para Stereotaxix CCI</td><td>Leica Biosystems Nussloch GmbH 39463920</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketathesia Ketamina HCl Inyección USP</td><td>Henry Schein, Inc</td><td>56344</td><td></td></tr><tr><td>Base estereotáxica específica para ratón</td><td>Leica Biosystems Nussloch GmbH</td><td>39462980</td><td></td></tr><tr><td>trépanos para micro drill</td><td>Fine Science Tools, Inc</td><td>18004-50</td><td></td></tr></tbody></table>

modelo murino de impacto cortical controlado para la inducción de lesiones cerebrales traumáticas

Murine Model of Controlled Cortical Impact for the Induction of Traumatic Brain Injury

Los Centros para el Control y la Prevención de Lesiones estiman que casi 2 millones de personas sufren una lesión cerebral traumática (TBI) cada año en los Estados Unidos. De hecho, el TBI es un factor que contribuye a más de un tercio de toda la mortalidad relacionada con el daño. Sin embargo, los mecanismos celulares y moleculares subyacentes a la fisiopatología de la TBI se entienden mal. Por lo tanto, los modelos preclínicos de TBI capaces de replicar los mecanismos de lesión pertinentes a TBI en pacientes humanos son una necesidad crítica de investigación. El modelo de impacto cortical controlado (CCI) de TBI utiliza un dispositivo mecánico para impactar directamente la corteza expuesta. Si bien ningún modelo puede recapitular completamente los patrones de lesión dispares y la naturaleza heterogénea de TBI en pacientes humanos, CCI es capaz de inducir una amplia gama de TBI clínicamente aplicable. Además, CCI se estandariza fácilmente permitiendo a los investigadores comparar los resultados entre experimentos, así como entre grupos de investigación. El siguiente protocolo es una descripción detallada de la aplicación de un CCI grave con un dispositivo de impacto disponible comercialmente en un modelo murino de TBI.

El impactador se monta directamente en el marco estereotaxico, lo que permite una resolución de hasta 10 m para el control del punto de impacto, profundidad y penetración. Las fuerzas electromagnéticas empleadas pueden impartir velocidades de impacto que van de 1,5 a 6 m/s. Esto permite una precisión y reproducibilidad sin igual en toda la gama de TBI clínicamente relevantes. Los investigadores pueden realizar experimentos piloto cambiando los parámetros de la lesión, como el tamaño de la punta del impactador, la velocid...

Aquí describimos un protocolo para la inducción de una lesión cerebral traumática murina a través de un impacto cortical controlado a cabeza abierta.

Modelo Murino de Impacto Cortical Controlado para la Inducción de Lesiones Cerebrales Traumáticas

The Centers for Disease Control and Injury Prevention estimate that almost 2 million people sustain a traumatic brain injury (TBI) every year in the ...

El impacto cortical controlado es fácil de estandarizar entre sujetos y experimentos y permite la aplicación de todo el espectro de lesiones cerebrales traumáticas a regiones definidas con precisión del cerebro. Demostrando este procedimiento está La Meca Islam, un técnico de investigación en mi laboratorio. Esta técnica sigue siendo la forma más consistente y reproducible de inducir lesiones cerebrales traumáticas en roedores.Antes de comenzar el procedimiento, conecte el dispositivo impactante al cuadro de funcionamiento estereotaxico. Se el dispositivo de accionamiento con los parámetros biomecánicos deseados para la velocidad experimental adecuada y el tiempo de pozo. Ponte nuevo equipo de protección personal y guantes estériles y confirma la falta de respuesta al pellizco del dedo del dedo del ratón experimental anestesiado.Use pinzas para afeitar el pelaje para el sitio quirúrgico y aplicar ung ón en los ojos del animal. A continuación, coloque el ratón en el quirófano y prepare la piel afeitada con tres exfoliantes quirúrgicos secuenciales a base de yodo y alcohol. Para inducir una lesión cerebral traumática cortical controlada, primero usa un bisturí para hacer una incisión de un centímetro a lo largo de la línea media del cuero cabelludo para exponer el cráneo.Retirar el cuero cabelludo del sitio operativo e identificar las suturas sagitales y coronal en el cráneo expuesto. Para realizar una craniectomía, equipe un microdrill con una broca de trephine de cinco milímetros para activar el taladro a la máxima velocidad y aplique la broca perpendicular al cráneo dos milímetros a la izquierda de la sutura sagital y dos milímetros rosados a la sutura coronal con una presión uniforme suave. Una ligera da se sentirá cuando el taladro penetra en el cráneo.Utilice fórceps y una aguja hipodérmica de pequeño calibre para extraer la solapa ósea, exponiendo completamente la duramadre subyacente y gire la punta del impactador en el campo operativo. Asegure los huesos temporales bilaterales entre las barras de oído en miniatura del marco estereotaxico y bloquee los incisivos dentro de la abrazadera incisiva para crear una sujeción estable de tres puntos en la cabeza del ratón. Baje la punta hasta que entre en contacto con la dura mater expuesta.El sensor de contacto del instrumento hará un tono audible para alertar de que se ha realizado contacto. Retirar la punta impactante desde el punto cero y bajar la posición del impactador en el marco estereotaxico para establecer la profundidad de impacto deseada. A continuación, active el impactador en el dispositivo de accionamiento antes de volver a girar el dispositivo fuera del campo para permitir que el animal sea retirado del marco.Inmediatamente después de la lesión, aplique la presión directa de un aplicador con punta de algodón estéril en el cráneo y la superficie cortical lesionada para controlar cualquier sangrado y utilice un aplicador fresco para secar el cráneo. Cierre el cuero cabelludo sobre la craniectomía de acuerdo con las técnicas estándar y administre analgesia postoperatoria. A continuación, coloque al animal en la posición de recuperación de los decúbitos laterales en una jaula limpia precalientada con monitoreo hasta la recumbencia completa y mida el peso corporal cada tres días a lo largo del experimento.La entrega de la lesión como se demuestra resulta en una hemorragia intraparenquimal y subaracnoidea subdural. La evaluación histológica de las secciones del tejido cerebral por lesión cerebral traumática después de una lesión grave revela una pérdida cortical y hipocampal ipsilateral significativa, así como un edema y distorsión contralaterales. Las imágenes por RMN de cerebros gravemente lesionados también demuestran la pérdida progresiva de tejido y el reemplazo por el líquido cefalorraquídeo.El impacto cortical controlado induce una lesión confiable y consistente que es capaz de producir una amplia gama de lesiones cerebrales clínicamente aplicables. Nuestro método de impacto cortical controlado genera un modelo murino de lesión cerebral traumática grave para el análisis conductual y por imágenes y produce tejido para el análisis molecular y celular.

murine-model-controlled-cortical-impact-for-induction-traumatic-brain

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Este video muestra el procedimiento para inducir una lesión cerebral traumática de cráneo abierto en un ratón haciendo una incisión en la línea media del cráneo, perforando el cráneo y quitando el colgajo óseo para exponer la corteza cerebral, y aplicando alta presión para inducir el trauma. A continuación, se sutura la herida para preparar el modelo de ratón para experimentos posteriores.

Generación de un modelo de ratón con lesión cerebral traumática utilizando una sonda impactadora

Este video muestra el procedimiento para inducir una lesión cerebral traumática (TBI) en un modelo de ratón. Se toma un ratón anestesiado con un cráneo expuesto para crear una abertura en el cráneo, y luego se induce una lesión cortical controlada utilizando un dispositivo de impacto. La lesión daña el tejido cerebral, lo que provoca un deterioro de la función cognitiva y la coordinación motora.

Generación de un modelo de ratón de lesión cerebral traumática utilizando un dispositivo impactador

Fuente: Macheda, T., et. al. Modelo de cabeza cerrada controlado electromagnéticamente de lesión cerebral traumática leve en ratones. J. Vis. Exp. (2022)Este video muestra el procedimiento para inducir una lesión de cabeza cerrada en un modelo de ratón utilizando un marco estereotáxico. El impacto controlado replica una lesión cerebral traumática leve, lo que permite a los investigadores estudiar los efectos neurológicos y la recuperación mediante la medición de los reflejos y el comportamiento...

Inducción de una lesión cerebral traumática leve en un modelo de ratón

Las lesiones cerebrales traumáticas (TBI) siguen siendo un grave problema de salud. Con el modelo de cirugía de impacto cortical controlado, se pueden realizar investigaciones sobre los efectos del TCE y los posibles métodos de tratamiento.

Controlado Modelo de Impacto cortical de la lesión cerebral traumática

Los atletas absorben varios cientos de lesiones cerebrales traumáticas leves (mTBI) / concusiones cada año; Sin embargo, la consecuencia de éstos en el cerebro es mal entendida. Por lo tanto, un modelo animal de mTBI único y repetitivo que repeticiones consistentes clínicamente relevantes síntomas proporciona los medios para avanzar en el estudio de mTBI y concusión.

Un Modelo de Ratón de Único y Repetitivo Lesión Cerebral Traumática Leve

Este protocolo demuestra metodologías para un modelo de ratón de lesión cerebral traumática de cráneo abierto y trasplante de células pluripotentes derivadas de células madre inducidas por el ser humano cultivadas en el sitio de la lesión. Las pruebas conductuales y histológicas de los resultados de estos procedimientos también se describen brevemente.

Modelo de impacto cortical controlado de lesión cerebral de ratón con trasplante terapéutico de células neuronales derivadas de células madre pluripotentes inducidas por el hombre

La hemorragia intraparenquimatosa y la neuroinflamación acompañada de contusión cerebral pueden desencadenar una lesión cerebral secundaria grave. Este protocolo detalla un modelo de impacto cortical controlado (CCI) en ratones, que permite a los investigadores estudiar la hemorragia, la contusión y las respuestas inmunitarias postraumáticas y explorar posibles terapias.

Un modelo preclínico de impacto cortical controlado para hemorragia traumática, contusión y neuroinflamación

El protocolo describe una lesión cerebral traumática leve en un modelo de ratón. En particular, se explica completamente un protocolo paso a paso para inducir una lesión leve en la cabeza cerrada en la línea media y la caracterización del modelo animal.

Modelo electromagnético controlado de cabeza cerrada de lesión cerebral traumática leve en ratones

Aquí, presentamos un protocolo para establecer un modelo animal de lesión craneal cerrada que replica el resultado de la neuroimagen de una lesión cerebral traumática leve sin complicaciones con la estructura cerebral preservada en la fase aguda y la atrofia cerebral a largo plazo. La resonancia magnética longitudinal es el método principal utilizado para la obtención de pruebas.

Desarrollo de un modelo de traumatismo craneoencefálico leve sin complicaciones, modificado por el método de pérdida de peso y evidenciado por resonancia magnética

Lateral fluido percusión (LFP), un modelo establecido de lesión traumática del cerebro en ratones, se demostró. LFP cumple tres criterios principales para los modelos animales: relevancia validez, fiabilidad y clínicos. El procedimiento, que consiste en una craneotomía quirúrgica, la fijación del cubo seguida por la inducción de la lesión, lo que resulta en lesiones focales y difusas, que se describe es.

Percusión fluido lateral: Modelo de Lesión Cerebral Traumática en ratones

Aprende a inducir lesiones cerebrales traumáticas en ratones mediante impacto cortical controlado. Este método estandarizado permite evaluar pérdida tisular, hemorragia y respuestas moleculares en neurociencia.

Modelo Murino de Impacto Cortical Controlado para la Inducción de Lesiones Cerebrales Traumáticas

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