Name: Un modelo preclínico para evaluar la recuperación cerebral después de un accidente cerebrovascular agudo en ratas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
Description: Aprende a evaluar la recuperación cerebral tras isquemia en ratas usando el modelo MCAO/R. Este método establece un protocolo preclínico fiable para estudiar secuelas neurológicas y funcionales.

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Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (81603315, 81603316), Plan clave de I+D de la provincia de Jiangxi en China (20171ACH80001), proyectos de cooperación industrial y académica en colegios y universidades de la provincia de Fujian en China (2018Y41010011).

El procedimiento y el uso de sujetos animales han sido aprobados por el Instituto Nacional de Salud para el cuidado y uso de animales de laboratorio. Este protocolo se ajusta específicamente para las pruebas de oclusión/reperfusión de la arteria cerebral media (MCAO/R) y la función sensorimotor.
1. Diseño experimental y agrupación
<ol><li>Utilice un modelo MCAO/R de rata para analizar un método de modelo isquémico de cerebro de rata con lesión cerebral más grave y una mayor relación de éxito del modelo utilizando la puntuación de Longa y la tinción TTC.<ol>
<li>Realizar el experimento en ratas macho Sprague-Dawley que pesan 260 a 330 g que tienen 7 a 9 semanas de edad. El peso real de la rata es de 275 a 15 g para 275 g, 300 x 10 g para 300 g y 320 a 10 g para 320 g.</li>
		<li>Utilice las siguientes siete agrupaciones (peso, tipo de perno de rosca, tiempo de infarto): grupo 1 con 15 ratas (275 g, 2636, 2 h); grupo 2 con 15 ratas (275 g, 2636, 3 h); grupo 3 con 15 ratas (275 g, 2838, 2 h); grupo 4 con 15 ratas (275 g, 2838, 3 h); grupo 5 con 13 ratas (300 g, 3040, 3 h); grupo 6 con 10 ratas (320 g, 3040, 3 h); grupo 7 con 13 ratas (300 g, 3043, 3 h).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Estudiar el estado de recuperación cerebral mediante tinción TTC, y utilizar pruebas adecuadas de la función sensorimotor para indicar los déficits funcionales a largo plazo mediante la prueba de asimetría bilateral, prueba de caminar en la red, prueba de rotarod y prueba de cuerda de elevación después de 1, 35, 60, 90 días de MCAO /R.<ol>
<li>Utilice ratas macho Sprague-Dawley que pesen 300 x 10 g que sean de 8 a 9 semanas de edad.</li>
		<li>Utilice las siguientes cinco agrupaciones: un grupo de control (normal) con 20 ratas; un grupo de 1 día con 16 ratas; un grupo de 35 días con 16 ratas; un grupo de 60 días con 17 ratas; y un grupo de 90 días con 19 ratas.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Después de la puntuación de Longa en el paso 1.1 o pruebas funcionales sensorimotor en el paso 1.2, anestesia y decapita a todas las ratas para la tinción TTC.</li>
</ol>2. Establecimiento de un modelo unilateral de MCAO/R en ratas9
NOTA: Durante la operación, utilice suavemente las microfuerzas para evitar la rotura del vaso sanguíneo. Evitar el daño a los nervios y otros vasos sanguíneos en el cuello de la rata cuando el vaso está aislado. Se debe tener cuidado de presentar una técnica aséptica adecuada para todos los procedimientos quirúrgicos de supervivencia. La técnica ilustrada más adelante en el video debe practicarse a través de todo el procedimiento.
<ol><li>A lo largo de la cirugía, mantenga la temperatura corporal de las ratas a 37,0 o0,5 oC en un pequeño termostato animal. Preparar cuatro suturas de 6 cm 5-0.</li>
	<li>Establezca el caudal de oxígeno de una pequeña máquina de anestesia animal (con un dispositivo de tratamiento de gases residuales) en 0,4 x 0,6 L/min y la concentración de isoflurano en un 5%. Coloque la rata en la máquina de anestesia.</li>
	<li>Después de que el animal se haya desmayado, coloque la rata en una mesa de fijación quirúrgica. Conectar la boca de la rata a la máscara de la máquina de anestesia (el caudal de oxígeno permanece inalterado; ajuste la concentración de isoflurano a 3%). Confirme que el animal ha ingresado anestesia profunda observando la falta de tensión en las extremidades, reflejos corneales y dolor.</li>
	<li>Fije sus extremidades para que se acuesten en la mesa de operaciones con vendas de papel (u otras herramientas).</li>
	<li>Retire la capa del cuello con una afeitadora eléctrica y esterilice con 75% de alcohol (el yodoforo es mejor). Fija la boca de la rata con un gancho.</li>
	<li>Corte 2 x 3 cm a lo largo de la forma longitudinal central del cuello con tijeras oftálmicas.</li>
	<li>Separe la arteria carótida común. Separe el músculo subcutáneo con fórceps oftálmicos. Utilice un retractor casero para exponer completamente el campo de visión. Después de separar el músculo anterior de la tráquea con fórceps oftálmicos, separe a lo largo del tendón esternocleidomastoideo derecho hasta que la arteria carótida común sea visible.</li>
	<li>Aísle la arteria carótida común, la arteria carótida externa y la arteria carótida interna con fórceps oftálmicos. Ligar la arteria carótida común (nudo duro), la arteria carótida externa lejos del extremo del corazón (nudo duro), y la arteria carótida interna (nudo suelto) con 5-0 suturas. Forre la arteria carótida externa cerca del extremo del corazón con 5-0 suturas.</li>
	<li>Inserte un perno de rosca. Corte una pequeña abertura en la arteria carótida externa con tijeras oftálmicas e inserte suavemente un perno de rosca. Ligar la sutura de la arteria carótida externa que ha estado en nudo suelto y cortar la arteria carótida externa.<ol>
<li>Aflojar el nudo suelto de la arteria carótida interna y continuar insertando el perno de rosca al principio de la arteria cerebral media (sutura marcada). A continuación, corte el perno de rosca expuesto.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Después de alcanzar el tiempo isquémico (2-3 h), fijar la fractura de la arteria carótida externa con una microfuerza, y extraer suavemente el perno de rosca con otra microcólceps. Cuando el extremo frontal del perno de rosca se retira completamente de la arteria carótida interna, ligar la arteria carótida externa que estaba forrada con 5-0 suturas, y luego extraer el perno de rosca por completo.</li>
	<li>Afloje la arteria carótida común, y el daub 50.000 U de polvo de penicilina en sodio en la superficie de la herida para prevenir la infección. Sutura los músculos subcutáneos y la piel con 4 suturas.</li>
	<li>Dar 0,2 ml de solución salina estéril a la rata por vía oral utilizando una jeringa de 1 ml (la inyección DeSQ-PEN es mejor) para evitar la escasez de agua postoperatoria después de colocar la rata de nuevo en la jaula.</li>
	<li>Elija los animales después de 24 horas de reperfusión de acuerdo con la puntuación de Longa10. Seleccione animales con una puntuación de Longa de 1 a 3 para el siguiente tinción TTC en el paso 1.1, y los animales con una puntuación de Longa de 2 a 3 para el estudio de 1, 35, 60, 90 días en el paso 1.2. NOTA: Puntuación de Longa10: 0 puntuación, sin déficit neurológico; 1 puntuación, falta de extensión de la garra derecha; 2 partituras, dando vueltas a la izquierda; 3 puntuación, cayendo a la izquierda; 4 puntuación, no puede caminar espontáneamente y tiene una conciencia deprimida.</li>
	<li>Analice la puntuación de Longa por ANOVA unidireccional. Los valores mostrados representan la media de S.D. P < 0.05 indican la diferencia.</li>
</ol>3. TTC tinción
NOTA: El molde y la cuchilla de la rebanada del cerebro de la rata deben ser preenfriados en un refrigerador de -20 oC antes de su uso para evitar la adhesión causada por una gran diferencia de temperatura. Durante la tinción, evitar la adhesión entre las rebanadas del cerebro y la placa de cultivo, lo que puede resultar en una tinción insuficiente.
<ol><li>Anestetizar la rata mediante inyección intraperitoneal de 400 mg/kg de hidrato cloral después de la puntuación de Longa en el paso 1.1 o pruebas funcionales sensorimotor en el paso 1.2.</li>
	<li>Decapitar a la rata con tijeras quirúrgicas o con un aparato de decapitación de rata. Retire el cerebro con tijeras quirúrgicas y fórceps hemostáticos.</li>
	<li>Poner el cerebro en el refrigerador a -20 oC durante 30 minutos para facilitar el corte.</li>
	<li>Retire el cerebro del refrigerador y colóquelo en el molde de corte de cerebro de rata pre-enfriado. Corta el cerebro en seis secciones consecutivas de 2 mm de espesor con una hoja preenfriada.</li>
	<li>Mancha las secciones con cloruro de 2% 5-trifenilo-2H-tetrazolium (TTC) en una placa de cultivo de 6 pocillos.</li>
	<li>Cultivar las secciones durante 30 x 60 min a 37 oC en una cama temblorosa. Voltee las secciones cada 10 minutos hasta que el área de la isquemia cerebral y el área normal sean claramente blancos y rojos.</li>
	<li>Alinee las rebanadas cerebrales verticalmente en orden desde la parte posterior hasta la parte frontal del cerebro. Utilice una regla para asegurarse de que la longitud total de cada línea es la misma. Tome fotos con la cámara digital.</li>
	<li>Analice el volumen del infarto.<ol>
<li>Pre-tratamiento de la foto con el software photoshop<ol>
<li>Importe la foto con photoshop CS6. 00:00-00:14</li>
			<li>Haga clic en Seleccionar para seleccionar los sectores del cerebro, haga clic en Seleccionar . Inverso. 00:15-00:36</li>
			<li>Haga clic en Primer plano para seleccionar negro y haga clic en Aceptar. 00:37-00:42</li>
			<li>Presione Alt +Eliminar para rellenar el color de fondo y CTRL +D para anular la selección. 00:43-00:46</li>
			<li>Haga clic en Archivo (File) ? Guardar en el escritorio. 00:47-01:08</li>
		</ol>
</li>
		<li>Pre-tratamiento de la foto con el software Image Pro Plus.<ol>
<li>Abra el software Image Pro Plus 6.0 e importe la foto. 01:09-01:24</li>
			<li>Para la modificación de defectos, ajuste el brillo con la herramienta Mejora de contraste, de modo que el fondo sea negro. 01:25-01:37</li>
			<li>Utilice la herramienta Mediana en Filtro para eliminar los resaltados. 01:38-01:46</li>
		</ol>
</li>
		<li>Calcula el área cerebral izquierda (normal) con el software Image Pro Plus<ol>
<li>Seleccione el color con Segmentación y ajuste el valor de H/S/I,para que las rebanadas cerebrales estén separadas del fondo negro. 01:47-02:12</li>
			<li>Volver al conde ? Tamaño. 02:13-02:16</li>
			<li>Haga clic en Contar (Count) Dividir objetos en Editar para separar el cerebro de la línea media. El software distinguirá automáticamente las áreas del cerebro izquierdo y derecho. 02:17-02:49</li>
		</ol>
</li>
		<li>Calcule el área cerebral del infarto con el software Image Pro Plus<ol>
<li>Implemente el paso 3.8.1-3.8.2. 02:50-03:14</li>
			<li>Seleccione Contar (Contar) Tamaño. 03:15-03:21</li>
			<li>Haga clic en Dibujar ( Draw) Herramienta Combinar objetos en Editar. Seleccione manualmente el área isquémica y haga clic en Recuento para calcular el área isquémica. 03:16-05:31</li>
		</ol>
</li>
		<li>Calcula el área del cerebro de salud con el software Image Pro Plus<ol>
<li>Implemente el paso 3.8.1-3.8.2. 05:32-06:44</li>
			<li>Seleccione el color con Segmentación y ajuste el valor de H/S/I,de modo que la parte normal de las rebanadas cerebrales se separe del fondo negro. 06:45-07:10</li>
			<li>Volver al conde ? Tamaño y haga clic en Recuento para calcular esta área. 07:11-07:21</li>
			<li>Haga clic en Dividir objetos en Editar para separar el cerebro de la línea media. El software distinguirá automáticamente las áreas del cerebro izquierdo y derecho. 07:22-08:08</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
	<li>Calcular el volumen del infarto (%) y el volumen de infarto y contracción (%): Volumen del infarto (%) á [área del infarto derecho/(2 x área del cerebro izquierdo)] x 100. Infarto y volumen de contracción (%) á [(área del cerebro izquierdo - área correcta del cerebro de salud) / (2 x área del cerebro izquierdo)] x 100. NOTA: El cerebro derecho es la parte lesionada. Los datos fueron analizados por ANOVA unidireccional. Los valores mostrados representan la media de S.D. P < 0.05 indican la diferencia.</li>
</ol>4. Evaluación de la función sensorimotor
NOTA: Las ratas (300 g, perno de rosca 3040, tiempo de infarto cerebral de 3 horas) con una puntuación de Longa de 2 a 3 fueron seleccionadas para realizar los experimentos de función sensorimotor de 1-90 días. Mantenga silencio y no moleste a los animales durante este período de estudio. Los datos fueron analizados por ANOVA bidireccional. Los valores mostrados representan la media de S.D. P < 0.05 indican la diferencia.
<ol><li>Prueba de asimetría bilateral11<ol>
<li>Envuelva la cinta de papel (5 cm de largo, 0,8 cm de ancho) en la parte safenosa de cada garra de una rata tres veces con la misma presión.</li>
		<li>Para cada rata, registre el número de veces que se contacta a cada garra anterior y se retira la cinta en 5 minutos con la cámara, incluidos los tiempos de pata no afectados y los tiempos de pata afectados.</li>
		<li>Después de 30 min, repita los pasos 4.1.1 y 4.1.2 de nuevo.</li>
		<li>Calcular el valor medio del sesgo sensorimotor (%): Sesgo del sensorimotor (%) (tiempos de pata no afectados - tiempos de pata afectados)/(tiempos de pata no afectados + tiempos de pata afectados) x 100</li>
	</ol>
</li>
	<li>Prueba de caminar en red<ol>
<li>Coloque la rata en el centro de una plataforma elevada de superficie de rejilla (área: 1 m2;altura: 90 cm) con aberturas de rejilla de 2,5 cm2.</li>
		<li>Empuje las caderas de la rata ligeramente para animar a la rata a atravesar la superficie de la rejilla.</li>
		<li>Registre el número de fallas en los pies realizadas por las extremidades no afectadas (derecha) y afectadas (izquierda) y el número de paso total en 1 min con la cámara.</li>
		<li>Calcular los tiempos de error: Tiempos de error (%) - [extremidad no afectada (derecha) - extremidad afectada (izquierda)]/número de paso total x 100. NOTA: Se eliminó el número total de pasos por debajo de los datos de 20 pasos.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Rotarod prueba12,13<ol>
<li>Configure el aparato de fatiga de la barra giratoria de rata (diámetro 90 mm) de ratas utilizando el software de apoyo a una velocidad de 13 rpm durante un período de 5 minutos en el ordenador.</li>
		<li>Inicie los programas informáticos y coloque la rata en los peldaños rotarod al mismo tiempo.</li>
		<li>Terminar un ensayo si la rata se cae del peldaño o sigue caminando durante 5 minutos y registrar el tiempo de rotación.</li>
		<li>Que la rata descanse durante 30 minutos.</li>
		<li>Repita los pasos 4.3.2-4.3.4 dos veces más y elija el valor máximo para que sea el último tiempo de rotación.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Prueba de cuerda de elevación14<ol>
<li>Coloque el instrumento de cuerda de elevación (70 cm de altura; la cuerda es de 0,2 cm de diámetro y 40 cm de largo) en el escritorio.</li>
		<li>Haz que la rata agarre la cuerda con sus extremidades delanteras y cuelgue la rata.</li>
		<li>Registre el tiempo de suspensión y calcule las puntuaciones. NOTA: Una puntuación de 3: 0 x 2 s en la cuerda; Una puntuación de 2: 3 x 4 s en la cuerda; Una puntuación de 1: 5 x 6 s en la cuerda; Una puntuación de 0: más de 7 s en la cuerda.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Muchos modelos que establecen métodos e indicadores de comportamiento que se utilizan bien en la isquemia cerebral aguda pueden no tener cambios significativos en las etapas de recuperación y sequela de la isquemia cerebral16,17. Sin embargo, el número de pacientes con isquémica cerebral en las etapas de recuperación y sequela es el mayor. Es esencial seleccionar un modelo animal adecuado para las etapas de recuperación y secuencia ción del accidente cerebrovascu...

La isquemia cerebral se divide en tres etapas con diferentes indicadores post-accidente cerebrovascular: la etapa aguda (dentro de 1 semana), la etapa de recuperación (1 semana a 6 meses) y la etapa de secuencias (más de 6 meses). Actualmente, la mayoría de los estudios se centran en la etapa aguda de la isquemia cerebral debido a su efecto significativo y modelos de investigación multifamiliar1,2,3. Sin embargo, las etapas de recuperación y secuencias de la isquemia cerebral no pueden ser ignoradas debido a su complicación a largo plazo de las discapacidades. Por lo tanto, el propósito de este estudio es explorar un modelo animal estable, confiable y relativamente simple para investigar las etapas de recuperación y secuencia de la isquemia cerebral.
Entre los muchos modelos experimentales de isquemia cerebral, utilizamos oclusión de la arteria cerebral media (MCAO) a través de la inserción del perno de rosca en la arteria cerebral media derecha (MCA). Este modelo es similar al accidente cerebrovascular humano, que puede producir mayores volúmenes de infarto, dar lugar a muchos trastornos conductuales relacionados con el accidente cerebrovascular, y puede permitir la reperfusión de sangre (R) mediante la eliminación del perno de rosca4,5,6. MCAO/R también se considera el modelo animal estándar de oro de la isquemiacerebral 7. Además, la gravedad de la lesión cerebral depende del diámetro y la longitud de inserción del perno de rosca, la duración de la isquemia cerebral y el peso animal (las ratas más grandes tienen cerebros más grandes y vasos cerebrales más gruesos)8. Por lo tanto, cambiando el tipo de perno de rosca, el tiempo de infarto y el peso de la rata, se puede encontrar un modelo adecuado para las etapas de recuperación y secuencia de la isquemia cerebral en ratas MCAO/R. Para validar el modelo de rata, realizamos un estudio de 1 día, 35 días, 60 días y 90 días del modelo MCAO/R utilizando experimentos de tinción TTC y función sensorimotor (una prueba de asimetría bilateral, una prueba de caminar en la red, una prueba de rotarod y una prueba de cuerda de elevación).

<table><tbody><tr><td>Microscopio anatómico</td><td>Leica (Alemania)</td><td>S8</td><td>Instrumento de operación microscópico</td></tr><tr><td>Blade</td><td>Gellette</td><td>/</td><td>Corte de secciones cerebrales</td></tr><tr><td>Cama de agitación a temperatura constante Fábrica</td> de <td>equipos experimentales de Taicang</td><td>THZ-C</td><td>Para mantener las secciones del cerebro teñidas uniformemente y a una temperatura constante</td></tr><tr><td>Cámara digital</td><td>Canon</td><td>700D</td><td>Para tomar imágenes de la afeitadora eléctrica de tinción TTC</td></tr><tr><td></td><td>Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>3000#</td><td>Eliminación de pelo del cuello de ratas</td></tr><tr><td>Pinzas Hamostáticas</td><td>Shanghai Dispositivo médico Co., Ltd.</td><td>14 cm</td><td>Uso para la extracción de cerebro</td></tr><tr><td>Image Pro Plus Software</td><td>Media Cybernetics Inc.</td><td>6.0</td><td>Analice el volumen del infarto</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>RWD Ciencias de la vida</td><td>217170702</td><td>Gas anestésico</td></tr><tr><td>Micropinzas</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>Micromanipulación vascular</td>de <td>10 cm</td></tr><tr><td>Microshear</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Micromanipulación vascular</td></tr><tr><td>Pinzas oftálmicas</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Anatomía auxiliar de la piel y los músculos</td></tr><tr><td>Tijeras ftálmicas</td><td>Shanghai Jinzhong Medical Devices Co., Ltd.</td><td>10 cm</td><td>Uso para cortar la piel del cuello</td></tr><tr><td>Molde de corte de cerebro de rata</td><td>Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>400 g</td><td>Para el corte estándar y uniforme del tejido cerebral Aparato de</td></tr><tr><td>fatiga de barra giratoria de rata</td><td>Anhui Zhenghua Biological Instrument and Equipment Co., Ltd.</td><td>ZH-300B</td><td>Para probar la función sensoriomotora</td></tr><tr><td>Máquina de anestesia para animales pequeños</td><td>Shanghai Yuyan Scientific Instruments Co., Ltd.</td><td>ABM3000</td><td>Una máquina de anestesia de gas</td></tr><tr><td>Termostato para animales pequeños</td><td>Beijing Damida Technology Co., Ltd.</td><td>DM.7-YLS-20A</td><td>Para mantener constante la temperatura corporal del animal durante la operación</td></tr><tr><td>Tijeras quirúrgicas</td><td>Shanghai Medical device Co., Ltd.</td><td>16 cm</td><td>Uso para decapitar y eliminar el cerebro</td></tr><tr><td>Sutura</td><td>Shanghai Jinhuan Medical Devices Co., Ltd.</td><td>4-0 / 5-0</td><td>Uso para suturas de piel y músculos / Uso para ligaduras vasculares</td></tr><tr><td>Thread Bolt Beijing</td><td>Cinontech Co. Ltd.</td><td>2636/2838/3040/3043-A4</td><td>Obstrucción de la arteria cerebral media en ratas</td></tr><tr><td>Cloruro de 5-trifenil-2H-tetrazolio (TTC)</td><td>Sigma</td><td>LOT#BCBP3272V</td><td>Reactivo de tinción de sección cerebral</td></tr></tbody></table>

un modelo preclínico para evaluar la recuperación cerebral después de un accidente cerebrovascular agudo en ratas

A Preclinical Model to Assess Brain Recovery After Acute Stroke in Rats

El propósito de este estudio fue establecer y validar un modelo de isquemia cerebral animal en las etapas de recuperación y sequela. Se eligió un modelo de oclusión/reperfusión de arteria súbdito súbdito súbdeo medio (MCAO/R) en ratas macho Sprague-Dawley. Al cambiar el peso de la rata (260-330 g), el tipo de perno de rosca (2636/2838/3040/3043) y el tiempo de infarto cerebral (2-3 h), una puntuación de Longa más alta, un volumen de infarto más grande y una mayor proporción de éxito del modelo se examinaron utilizando la puntuación de Longa y la tinción TTC. La condición óptima del modelo (300 g, perno de rosca 3040, tiempo de infarto cerebral de 3 horas) se adquirió y utilizó en un período de observación de 1-90 días después de la perfusión a través de la evaluación de las funciones del sensorimotor y el volumen del infarto. En estas condiciones, la prueba de asimetría bilateral tuvo una diferencia significativa de 1 a 90 días, y la prueba de caminar en la red tuvo una diferencia significativa de 1 a 60 días; ambas diferencias podrían ser una prueba funcional sensorimotor adecuada. Así, se encontró la condición más adecuada de un modelo de rata novedoso en las etapas de recuperación y secuencia de la isquemia cerebral: 300 g de ratas que se sometieron a MCAO con un perno de hilo 3040 para un infarto cerebral de 3 horas y luego reperfused. Las pruebas funcionales sensorimotores apropiadas fueron una prueba bilateral de asimetría y una prueba de caminar en la red.

Utilizando el procedimiento antes mencionado para un modelo MCAO/R con puntuación de Longa y tinción TTC, diferentes tratamientos de peso medio (275/300/320 g), tipos de pernos (2636/2838/3040/3043; Tabla 1) y los tiempos isquémicos (2-3 h) y la reperfusión de 1 día se utilizaron para detectar el modelo óptimo de isquemia cerebral en ratas. Los parámetros del modelo de 300 g de peso, perno de rosca 3040 y tiempo de infarto cerebral de 3 horas fueron los más adecuados para...

El propósito de este estudio es establecer y validar un modelo animal para la investigación en las etapas de recuperación y secuenciación de la isquemia cerebral mediante la prueba de infarto cerebral y la función sensorimotor después de la oclusión/reperfusión de la arteria cerebral media (MCAO/R) después de 1-90 días en ratas.

Un modelo preclínico para evaluar la recuperación cerebral después de un accidente cerebrovascular agudo en ratas

The purpose of this study was to establish and validate an animal brain ischemia model in the recovery and sequela stages. A middle cerebral artery ...

Este estudio utiliza un modelo animal establecido para investigar la recuperación y las etapas de las secuelas de la isquemia cerebral. Las principales ventajas de esta técnica son que es estable, fiable y relativamente simple. Comience colocando una rata anestesiada en una mesa de fijación quirúrgica.A lo largo de la cirugía, mantener la temperatura corporal de la rata a 37 grados Celsius en un pequeño termostato animal. Conecte la boca a la mascarilla de la máquina de anestesia y confirme la anestesia profunda por falta de tensión en las extremidades, reflejos corneales y dolor. Fije las extremidades de la rata a la mesa de operaciones con vendas de papel.Con una afeitadora eléctrica, retire la capa del cuello y esterilice el cuello con 75% de alcohol. Usa tijeras oftálmicas para cortar de dos a tres centímetros a lo largo de la forma longitudinal central del cuello. Y luego con fórceps oftálmicos, separa el músculo subcutáneo.Utilice retractor casero para exponer completamente el campo de visión. Se debe tener cuidado de presentar la técnica aséptica adecuada para todos los procedimientos quirúrgicos de supervivencia. La técnica ilustrada más adelante en el video debe ser practi

a-preclinical-model-to-assess-brain-recovery-after-acute-stroke

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Inducción quirúrgica del daño cerebral isquémico en la rata es un modelo ampliamente utilizado para la investigación del accidente cerebrovascular. Aquí se demuestra la inducción de isquemia cerebral focal por oclusión de la arteria cerebral media. Visualización del infarto como resultado de la tinción histológica y la resonancia magnética también se indica.

Modelo de isquemia cerebral focal por oclusión endovascular de sutura de la arteria cerebral media en la rata

Con el fin de entender la fisiopatología del accidente cerebrovascular, es importante utilizar modelos fiables. En este trabajo se va a describir uno de los modelos de accidente cerebrovascular de uso más frecuente en los ratones, llamado el medio modelo de oclusión de la arteria cerebral (MCAO) (también llamado el filamento de sutura intraluminal o modelo) con reperfusión.

Técnica quirúrgica para la oclusión de la arteria cerebral media y la reperfusión del movimiento inducidos en ratones

Aquí se presenta un protocolo para establecer infarto agudo de pontina en un modelo de rata a través de la estimulación eléctrica con un solo pulso.

Establecimiento del Infarto Pontino Agudo en Ratas por Estimulación Eléctrica

Este protocolo describe una novedosa técnica de medir los tres parámetros más importantes de la lesión cerebral isquémica en el mismo conjunto de muestras cerebrales de roedores. El uso de una sola muestra cerebral es altamente ventajoso en términos de costos éticos y económicos.

Medición del edema cerebral post-accidente cerebrovascular, zona infarta y descomposición de la barrera hematoencefálica en un solo conjunto de muestras cerebrales de roedores

Aquí se describe el modelo de accidente cerebrovascular fototrombótico, donde se produce un accidente cerebrovascular a través del cráneo intacto mediante la inducción de la oclusión microvascular permanente utilizando iluminación láser después de la administración de un tinte fotosensible.

Modelado de accidente cerebrovascular en ratones: lesiones corticales focales por fototrombosis

Diferentes modelos de oclusión de la arteria cerebral media (MCAo) se utilizan en la investigación experimental del accidente cerebrovascular. Aquí, se describe un modelo experimental de accidente cerebrovascular de MCAo transitorio a través de la arteria carótida externa (ECA), que tiene como objetivo imitar el accidente cerebrovascular humano, en el que el trombo cerebrovascular se elimina debido a la lisis o terapia espontánea del coágulo.

Modelado del accidente cerebrovascular en ratones: oclusión transitoria de la arteria cerebral media a través de la arteria carótida externa

Este protocolo demuestra un modelo único de brazada de ratón con un infarto de tamaño medio y una excelente tasa de supervivencia. Este modelo permite a los investigadores preclínicos de accidentes cerebrovasculares extender la duración de la isquemia, utilizar ratones de edad avanzada y evaluar los resultados funcionales a largo plazo.

Un modelo de oclusión transcraneal modificado de la arteria cerebral media para estudiar los resultados del accidente cerebrovascular en ratones ancianos

Los modelos in vivo de ratas son herramientas indispensables para investigar los mecanismos patológicos y las dianas terapéuticas del ictus isquémico. Este trabajo describirá la realización de tinciones de inmunofluorescencia en cortes de cerebro infartados después de la oclusión de la arteria cerebral media (MCAO) en ratas.

Evaluación de la señalización de la muerte celular por inmunofluorescencia en un modelo de rata de accidente cerebrovascular isquémico

Células olfativas ensheathing (OECO) son las células de la cresta neural, que permiten el crecimiento de las neuronas olfatorias primarias. Esta propiedad específica se puede utilizar para el trasplante celular. Se presenta aquí un modelo de trasplante celular basado en el uso de OECs en un modelo de lesión del nervio laríngeo.

El trasplante de células ensheathing olfativo para evaluar la recuperación funcional después de la lesión del nervio periférico

Este protocolo muestra la implementación de un optimizado N-metil-D-glucamine (NMDG) método de protección recuperación de preparación de corte de cerebro. Una formulación de medios de comunicación solo se utiliza para obtener confiablemente rebanadas de cerebro sano de animales de cualquier edad y para diversas aplicaciones experimentales.

Preparación de rebanadas cerebrales agudas mediante un optimizado N-metil-D-glucamine recuperación protección método

Aprende a evaluar la recuperación cerebral tras isquemia en ratas usando el modelo MCAO/R. Este método establece un protocolo preclínico fiable para estudiar secuelas neurológicas y funcionales.

Un modelo preclínico para evaluar la recuperación cerebral después de un accidente cerebrovascular agudo en ratas

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