Name: Ensayo basado en puntos claros para el análisis de la fototaxis larval de Drosophila (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-09-27T14:45:00.000+00:00
Duration: 7 min 16 s
Description: Aprende a realizar un ensayo de puntos de luz para analizar la fototaxis en larvas de Drosophila. Este método permite estudiar el comportamiento de evitación lumínica y su base neurológica.

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Este trabajo cuenta con el apoyo de la fundación de ciencias naturales de China (31671074) y los Fondos De Investigación Fundamental para las Universidades Provinciales de Zhejiang (2019XZZX003-12).

1. Preparación de larvas de Drosophila
<ol><li>Preparar un medio estándar que consista en harina de maíz hervida (73 g), agar (5,6 g), harina de soja (10 g), levadura (17,3 g), jarabe (76 ml) y agua (1000 ml).</li>
	<li>Levante todas las moscas a 25 oC en un medio estándar en una habitación con un ciclo de luz/oscuridad de 12 h/12 h.</li>
</ol>2. Preparación de placas de agar
<ol><li>Prepare una solución de agar del 1,0%. Pesar 3 g de agar en un vaso de precipitados de 500 ml con una balanza, luego añadir 300 ml de agua destilada. Coloque un papel de papel de aluminio sobre el disyuntor para evitar que el agua se evapore. Calienta el vaso de precipitados en un microondas para hervir.</li>
	<li>Saque el vaso de precipitados y revuelva bien con una varilla de vidrio, luego caliente en un horno de microondas para hervir. Repita hasta que el líquido esté completamente transparente y fluido. NOTA: La solución final de agar caliente debe estar libre de burbujas de aire; de lo contrario, verter el agar en la placa dará lugar a una superficie desigual y abotonada de la placa de agar, lo que afectará las pruebas posteriores de comportamiento larvario. La concentración de la solución de agar no debe ser demasiado alta o baja. Si la concentración es demasiado alta, la reflexión difusa de la luz en la placa de agar será fuerte y manchará el límite de luz/oscuridad. Si la concentración es demasiado baja, las larvas dejarán rastros en la placa. Ambos errores obstaculizarán el procesamiento de vídeo más adelante en el protcol.</li>
	<li>Vierta lentamente la solución de agar caliente en una placa Petri (diámetro 15 cm) hasta que la parte inferior esté uniformemente cubierta con una capa de agar (4 mm de espesor) y enfríe a temperatura ambiente (RT) hasta que la solución de agar se solidifique.</li>
	<li>La placa de agar se debe utilizar cuando esté recién preparada. Si no es así, vierta una capa de agua sobre la superficie y guárdela en el refrigerador a 4 oC para su uso posterior.</li>
</ol>3. Configuración del sistema de estimulación visual
<ol><li>Seleccione la fuente de luz LED: luz azul LED colimada a 470 nm o luz blanca cálida. NOTA: La fuente de luz se puede reemplazar con luz LED de cualquier otra longitud de onda. En este experimento, el LED de luz azul se utiliza como ejemplo.</li>
	<li>Enrolle una gruesa pieza de papel de aluminio o cartón negro (asegurar la opacidad) para formar un cilindro abierto de 12 cm de longitud con un diámetro similar al del LED de luz azul con un diámetro de 3 cm. Deje que el extremo superior del cilindro cubra el extremo frontal del LED de luz azul. Cubra el extremo inferior con un cartón negro con un pequeño agujero redondo (0,5 cm de diámetro) en el centro. Esto constituye la configuración del sistema de fuente de luz.</li>
	<li>Fije la fuente de luz preparada en el marco de hierro con un clip, asegurándose de que la luz LED se proyecta hacia abajo hacia el escritorio. Incline ligeramente el cilindro. El ángulo entre el plano del cilindro y el plano vertical es de unos 10o (consulte la figura 1). Conecte la luz LED azul de 470 nm al enchufe "LED1" del controlador LED de alta potencia. Encienda el controlador, gire la perilla en la esquina superior derecha del controlador para seleccionar el canal 470 nmy, a continuación, haga clic en LED. A continuación, cuando la pantalla muestre "A", aparecerá un punto de luz azul en el escritorio. NOTA: Si el cilindro pierde luz además del pequeño orificio redondo, se recomienda utilizar cinta negra en las piezas con fugas para asegurarse de que solo el orificio puede pasar luz.</li>
	<li>Haga clic en Aceptar y gire la perilla para ajustar la intensidad de la luz. Gire la perilla a una intensidad de luz más alta de 50 mA. Mida y registre el espectro de la luz con un espectrómetro.</li>
	<li>Mueva la posición de la fuente de luz hacia arriba y hacia abajo para ajustar el diámetro del punto de luz a 2 cm. El escritorio debe ser negro para un mejor efecto de contraste.</li>
	<li>Gire la perilla para elegir la intensidad de la luz de acuerdo con las necesidades experimentales. Utilice una consola de medidor de potencia compacta con un sensor de potencia de fotodiodo estándar para medir la potencia de luz máxima y mínima en el lugar, grabarla, medir tres veces y tomar el valor promedio. NOTA: Se recomienda utilizar un sensor de potencia de fotodiodo para medir la intensidad de la luz para la luz de una longitud de onda específica y utilizar un sensor de potencia térmica para medir la intensidad de la luz blanca.</li>
	<li>Calcule la intensidad de la luz en el punto de luz dividiendo la potencia de luz medida por el área del sensor. NOTA: Por ejemplo, si la potencia de luz medida en el paso 2.6 es de 20 pW y el área del sensor es de 0,81 mm2, la intensidad de la luz es de 24,69 pW/mm2 (dividiendo 20 pW por 0,81 mm2).</li>
</ol>4. Configuración del sistema de imágenes
<ol><li>Sujete una cámara web de alta resolución con un clip de hierro, a unos 10 cm por encima del punto de luz en el escritorio(Figura 1).</li>
	<li>Ajuste la orientación de la lente de la cámara hacia el escritorio. Conecte la cámara a un ordenador a través de una interfaz USB.</li>
	<li>Coloque una placa de agar en el escritorio justo debajo de la cámara.</li>
	<li>Abra el software "Amcap9.22" en el equipo con Windows 7, y el punto de luz se mostrará automáticamente en la ventana de AMcap. Mueva la cámara ligeramente a la izquierda o a la derecha para asegurarse de que el punto de luz esté cerca del centro de la ventana. Asegúrese de que la cámara no bloquee la trayectoria de la luz. El punto de luz debe ser completo y redondo. NOTA: El software se puede encontrar en http://amcap.en.softonic.com/.</li>
	<li>Fije un filtro de paso de banda de 850 nm a 3 nm con un clip de 5-7 mm justo debajo de la cámara. NOTA: El diámetro del filtro es de unos 2,5 cm, y la lente de la cámara es de menos de 1 cm de diámetro, por lo que el filtro puede cubrir el campo visual de la cámara. Con el filtro debajo de la cámara, el punto de luz no debe verse en la ventana de AMcap.</li>
	<li>Coloque tres LED de generación de luz infrarroja (longitud de onda central a 850 nm) uniformemente alrededor de la placa de agar. Cada LED debe estar a unos 5 cm del borde de la placa de agar, y la cara de la lente del LED debe estar en un ángulo de 70o hacia abajo hacia la placa de agar. Conecte los LED a la alimentación a través del convertidor de CA a CC. NOTA: Es mejor fijar las posiciones y ángulos de los LED de luz infrarroja para garantizar la consistencia del brillo del campo en varios ensayos experimentales y facilitar el procesamiento de vídeo posterior.</li>
	<li>Coloque una placa negra entre el ordenador y el dispositivo. Establezca el brillo de la pantalla del ordenador para evitar que la luz de la pantalla del ordenador afecte al experimento. NOTA: Mantenga el entorno oscuro al medir la longitud de onda o la intensidad de la luz.</li>
</ol>5. Ajuste de los parámetros de la imagen
<ol><li>En el menú del software aMcap, elija Options (Opciones) Dispositivo de vídeo (Video Device) Capturar formatoy establecer el tamaño de píxel del vídeo capturado en 800 x 600 y la velocidad de fotogramas en 60 fps.</li>
	<li>Retire el filtro de debajo de la cámara, coloque una regla debajo de la cámara y ajuste el enfoque de la cámara para que la línea de escala sea clara y paralela al ancho del campo de visión de vídeo.</li>
	<li>Haga clic en Capturar (Capture) Configurar ? Captura de vídeo para seleccionar la ruta de guardado, haga clic en Iniciar grabación, registre la distancia real correspondiente a 600 píxeles y calcule la proporción de cada píxel con la distancia real.</li>
</ol>6. Grabación de vídeo del comportamiento de evitación de la luz
<ol><li>Mantener una temperatura de 25,5 oC a través de todos los experimentos. Controle la temperatura ambiente con un aire acondicionado si es necesario. Mantenga la humedad constantemente en el 60% con un humidificador.</li>
	<li>Tome un breve video de la posición del punto de luz llamada "lightarea1". A continuación, mueva el filtro de 850 nm a 3 nm hacia atrás para cubrir la lente de la cámara. NOTA: Al registrar el comportamiento larvario, la lente de la cámara está cubierta por el filtro de 850 nm a 3 nm para que el punto de luz no se muestre en el vídeo. El punto de luz se puede reconstruir en vídeos con larvas más tarde con Matlab. No cambie la posición de la cámara y evite cambiar la relación de cada píxel con la distancia real medida en el paso 4.3.</li>
	<li>Encienda una luz (es decir, una luz de la habitación) lejos del dispositivo experimental. Baja la luz lo más bajo posible, siempre y cuando las larvas se puedan ver claramente con los ojos. Saque las larvas del medio de cultivo con una cuchara, escoja suavemente una larva de tercera estrella y lávela con agua destilada. Tenga cuidado de lavar la larva de una en una para evitar interferencias por el hambre. Un solo experimento requiere al menos 20 larvas.</li>
	<li>Transfiera la larva al centro de la placa de agar colocada debajo de la cámara durante el paso 3.3. Retire suavemente el exceso de agua de la larva con un cepillo o utilice papel hinchado para eliminar el agua de la larva para evitar el reflejo de la luz debajo de la lente. Apague la luz de la habitación y permita que la larva se aclimate durante 2 minutos en el ambiente oscuro.</li>
	<li>Encienda la luz LED para generar luz infrarroja y cepille suavemente la larva al centro de la placa. Cuando la larva comience a arrastrarse recto, gire la placa para hacer que la larva se dirija hacia el punto de luz. Asegúrese de que se rastrea directamente desde el principio, o de lo contrario puede que no obtenga acceso al punto de luz.</li>
	<li>Haga clic en Capturar (Capture) Configurar ? Captura de vídeo para seleccionar la ruta de guardado y, a continuación, haga clic en Iniciar grabación para grabar. Deje que la larva se arrastre hacia el punto de luz, entre en el punto de luz, luego deje el punto de luz hasta que esté casi fuera del campo de visión. Haga clic en Detener grabación. Si la larva se aleja del punto de luz antes de acercarse, haga clic directamente en Detener grabación.</li>
	<li>Aleje el filtro de la cámara. Tome un breve vídeo de la posición del punto de luz llamado "lightarea2" y compárelo con "lightarea1" para asegurarse de que la posición del punto de luz no se cambia. Si se observa un cambio de posición obvio, deseche los datos.</li>
</ol>7. Análisis de datos
<ol><li>Utilice SOS17 para extraer parámetros de movimiento y contorno corporal animal de vídeos utilizando métodos de procesamiento de imágenes como se describió anteriormente17. NOTA: Se utilizaron parámetros como headSpeed (velocidad de la cabeza larval), velocidad de cola (velocidad de la cola larval), midSpeed (velocidad del punto medio larvario de la línea del esqueleto) y cmSpeed (velocidad del centroide larvario) para medir la velocidad de movimiento larvario. Parámetros como headTheta (el ángulo entre las líneas de punta media y media cola) y headOmega (la velocidad cambiante de headTheta) se utilizaron para medir la flexión del cuerpo larvario y la velocidad angular de flexión.</li>
</ol>

<ol><li>Grossfield, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Geographic+distribution+and+light-dependent+behavior+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Geographic distribution and light-dependent behavior in Drosophila.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 68, 2669(1971).</li>
<li>Godoy-Herrera, R. C. L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+behaviour+of+Drosophila+melanogaster+larvae+during+pupation%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behaviour%22%5BJournal%5D)">The behaviour of Drosophila melanogaster larvae during pupation.</a> Animal Behaviour. 37, (1989).</li>
<li>Busto, M., Iyengar, B., Campos, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+dissection+of+behavior%3A+modulation+of+locomotion+by+light+in+the+Drosophila+melanogaster+larva+requires+genetically+distinct+visual+system+functions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Genetic dissection of behavior: modulation of locomotion by light in the Drosophila melanogaster larva requires genetically distinct visual system functions.</a> Journal of Neuroscience. 19, 3337(1999).</li>
<li>Mazzoni, E. O., Desplan, C., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+pacemaker+neurons+transmit+and+modulate+visual+information+to+control+a+rapid+behavioral+response%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Circadian pacemaker neurons transmit and modulate visual information to control a rapid behavioral response.</a> Neuron. 45, 293(2005).</li>
<li>Keene, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+visual+pathways+mediate+Drosophila+larval+light+avoidance+and+circadian+clock+entrainment%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Distinct visual pathways mediate Drosophila larval light avoidance and circadian clock entrainment.</a> Journal of Neuroscience. 31, 6527(2011).</li>
<li>Keene, A. C., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seeing+the+light%3A+photobehavior+in+fruit+fly+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Seeing the light: photobehavior in fruit fly larvae.</a> Trends in Neurosciences. 35, (2012).</li>
<li>Kane, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensorimotor+structure+of+Drosophila+larva+phototaxis%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Sensorimotor structure of Drosophila larva phototaxis.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, E3868(2013).</li>
<li>Humberg, T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dedicated+photoreceptor+pathways+in+Drosophila+larvae+mediate+navigation+by+processing+either+spatial+or+temporal+cues%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications.+9%22%5BJournal%5D)">Dedicated photoreceptor pathways in Drosophila larvae mediate navigation by processing either spatial or temporal cues.</a> Nature Communications. 9. 1260, (2018).</li>
<li>Gong, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+pairs+of+neurons+in+the+central+brain+control+Drosophila+innate+light+preference%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Two pairs of neurons in the central brain control Drosophila innate light preference.</a> Science. 330, (2010).</li>
<li>Yamanaka, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroendocrine+Control+of+Drosophila+Larval+Light+Preference%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neuroendocrine Control of Drosophila Larval Light Preference.</a> Science. 341, 1113(2013).</li>
<li>Zhao, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+disinhibitory+mechanism+biases+Drosophila+innate+light+preference%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">A disinhibitory mechanism biases Drosophila innate light preference.</a> Nature Communications. 10, (2019).</li>
<li>Gong, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Neuronal+Pathway+that+Commands+Deceleration+in+Drosophila+Larval+Light-Avoidance%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Bulletin.+Feb%22%5BJournal%5D)">A Neuronal Pathway that Commands Deceleration in Drosophila Larval Light-Avoidance.</a> Neuroscience Bulletin. Feb. 27, (2019).</li>
<li>Larderet, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organization+of+the+Drosophila+larval+visual+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Organization of the Drosophila larval visual circuit.</a> eLife. 6, (2017).</li>
<li>Sawin-McCormack, E. P., Sokolowski, M. B., Campos, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+and+genetic+analysis+of+Drosophila+melanogaster+photobehavior+during+larval+development%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurogenetics%22%5BJournal%5D)">Characterization and genetic analysis of Drosophila melanogaster photobehavior during larval development.</a> Journal of Neurogenetics. 10, (1995).</li>
<li>Farca, L. A., von Essen, A. M., Widmer, Y. F., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+preference+assay+to+study+innate+and+circadian+regulated+photobehavior+in+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Light preference assay to study innate and circadian regulated photobehavior in Drosophila larvae.</a> Journal of Visualized Experiments. 74 (74), e50237(2013).</li>
<li>Xiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-avoidance-mediating+photoreceptors+tile+the+Drosophila+larval+body+wall%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall.</a> Nature. 468, 921(2010).</li>
<li>Gomez-Marin, A., Partoune, N., Stephens, G. J., Louis, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+tracking+of+animal+posture+and+movement+during+exploration+and+sensory+orientation+behaviors%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Automated tracking of animal posture and movement during exploration and sensory orientation behaviors.</a> PLoS ONE. 7, e41642(2012).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este protocolo presenta el ensayo de punto ligero para probar la capacidad de las larvas de Drosophila para escapar de la luz. Este ensayo permite el seguimiento del comportamiento de las larvas antes de entrar, durante el encuentro y después de salir de un punto de luz. Los detalles del movimiento larvario pueden ser capturados y analizados. El ensayo de punto de luz es muy simple y posee una fuerte practicidad. El costo de todo el dispositivo no es alto. En el experimento, la luz LED se utiliza como fuente de ...

Las larvas de Drosophila melanogaster muestran un comportamiento evidente que evita la luz durante la etapa de forrajeo. Drosophila larval phototaxis ha estado bajo investigación, especialmente en los últimos 50 años1,2,3,4,5,6,7 ,8. En los últimos años, a pesar de que 1) muchas neuronas que median la evitación de la luz larval han sido identificadas4,5,9,10,11,12 y 2) el conectomotor completo del sistema visual larvaria a la resolución de las sinapsis se ha establecido13, los mecanismos neuronales subyacentes a la fototaxis larvaria siguen siendo en gran medida poco claros.
Se han utilizado varios ensayos conductuales para estudiar la fototaxis larvarios. Se pueden dividir en gran medida en dos clases: una que involucra gradientes de luz espacial y la otra que implica gradientes de luz temporales. Para ensayos de gradiente de luz espacial, la arena se divide en el mismo número de secciones en luz y oscuridad. La arena se puede dividir en mitades claras y oscuras2,4 o cuadrantes claros y oscuros14,15, o incluso se puede separar en cuadrados alternativos de luz y oscuridad como en un tablero de ajedrez7. Por lo general, las placas de agar se utilizan para el ensayo de gradiente de luz espacial, pero los tubos que se dividen en secciones alternas de luz y oscuridad también se pueden utilizar10,14.
En la versión anterior de ensayos, la iluminación ligera generalmente se origina desde debajo de las larvas. Sin embargo, la iluminación en versiones más recientes se origina en gran medida desde arriba, ya que los ojos larvarios (por ejemplo, los órganos de Bolwig que son sensibles a intensidades de luz bajas o medias16)están contenidos en el esqueleto cefalofaríngeo opaco con aberturas hacia el frente superior. Esto hace que las larvas sean más sensibles a la luz desde las direcciones frontales superiores que desde abajo detrás de las direcciones7. Para los ensayos de gradiente de luz temporal, la intensidad de la luz es espacialmente uniforme en la arena, pero la intensidad cambia con el tiempo. Además de la luz de onda cuadrada temporal (es decir, luz intermitente encendida/apagada o fuerte/débil3,7), la luz que varía temporalmente que se ajusta a una rampa lineal en intensidad también se utiliza8 para medir la sensibilidad de las larvas a una temporalmente cambiante estímulo de la luz.
Un tercer tipo de ensayo de fototaxis es la navegación de paisaje de luz direccional, que implica la iluminación desde arriba en un ángulo de 45o7. Antes del trabajo de Kane et al.7, sólo se calcularon parámetros gruesos como el número de larvas en las regiones claras y oscuras, la frecuencia de giro y la longitud del sendero en ensayos de fototaxis larvarios. Desde el trabajo de este mismo grupo, con el análisis de registro de vídeo de alta resolución temporal para fototaxis larvarios, dinámica detallada del movimiento larvario durante la fototaxis (es decir, velocidades instantáneas de diferentes partes del cuerpo larvario, dirección de rumbo, ángulo de giro y la velocidad angular correspondiente) se han analizado7. Por lo tanto, más detalles del comportamiento de la fototaxis larval han sido capaces de ser descubiertos. En estos ensayos, las larvas se prueban en grupos para que no se excluyan los efectos de grupo.
Este protocolo introduce un ensayo de punto de luz para la investigación de las respuestas conductuales larvales a la estimulación lupita individual. La configuración experimental principal consiste en un sistema de estimulación visual y un sistema de imágenes basado en luz infrarroja. En el sistema de estimulación visual, una fuente de luz LED genera un punto de luz redondo de 2 cm de diámetro en una placa de agar, donde se prueba la larva. La intensidad de la luz se puede ajustar mediante un controlador LED. El sistema de imágenes incluye una cámara infrarroja que captura el comportamiento de la larva, además de tres LED infrarrojos de 850 nm que proporcionan iluminación para la cámara. La lente de la cámara está cubierta por un filtro de paso de banda de 850 nm para impedir que la luz del sistema de estimulación visual entre en la cámara, mientras que la luz infrarroja puede entrar en la cámara. Por lo tanto, se previene la interferencia de la estimulación visual en la toma de imágenes. En este ensayo, se registran y analizan los detalles de comportamiento de las respuestas rápidas de las larvas individuales dentro de un período que incluye antes, durante y después de entrar en la luz.

<table><tbody><tr><td>850 nm y más; LED generador de luz infrarroja de 3 nm</td><td>Thorlabs, EE. UU.</td> Sensores compatibles con <td>PM100A</td><td>: fotodiodo y termo Rango de potencia ópticaa: 100 pW a 200 W Rango de longitud de onda del sensor disponiblea: 185 nm-25 &mu; m Frecuencia de actualización de la pantalla: 20 Hz Ancho de bandaa: DC-100 kHz Rango del sensor de fotodiodob: 50 nA-5 mA Rango del sensor de termopilab: 1 mV-1 V</td></tr><tr><td>Convertidor de CA a CC</td><td>Thorlabs, EE. UU</td>. <td>S120VC</td><td>Tamaño de apertura: &oslash; 9,5 mm Rango de longitud de onda: 200-1100 nm Rango de potencia: 50 nW-50 mW Tipo de detector: Fotodiodo de Si (UV extendido) Linealidad: &plusmn; 0.5% Incertidumbre de mediciónc: &plusmn; 3% (440-980 nm), &plusmn; 5% (280-439 nm), &plusmn; Filtro de paso de banda del 7% (200-279 nm, 981-1100 nm)</td></tr> <tr><td></td><td>Thorlabs, EE. UU.</td><td>DC2100</td><td>LED Rango de corriente: 0-2 A Resolución de corriente LED: 1 mA Precisión de corriente LED: &plusmn; LED de 20 mA Voltaje directo: 24 V Rango de frecuencia de modulación: 0-100 kHz Onda sinusoidal Modulación: Luz</td></tr><tr><td>azul LED colimada arbitraria&nbsp;</td><td>ELP, China</td><td>USBFHD01M</td><td>Resolución máxima: 1920X1080 F6.0 mm Sensor: 1/2.7" CMOS OV2710</td></tr><tr><td>Consola compacta de medidor de potencia&nbsp;</td><td>Ocean Optics, EE. UU</td>. <td>USB2000+(RAD)</td><td>Dimensiones: 89,1 mm x 63,3 mm x 34,4 mm Peso: 190 g Detector: Sony ILX511B (matriz CCD de silicio lineal de 2048 elementos) Rango de longitud de onda: 200-850 nm Tiempo de integración: 1 ms y 65 segundos (20 segundos típicos) Rango dinámico: 8,5 x 10^7 (sistema); 1300:1 para una sola adquisición Relación señal-ruido: 250:1 (señal completa) Ruido oscuro: 50 RMS cuenta Rejilla: 2 (250 &ndash; 800 nm) Ranura: SLIT-50 Lente de colección del detector: L2 Clasificación de pedidos: OFLV-200-850 Resolución óptica: ~2.0 nm FWHM Luz parásita: < 0,05% a 600 nm; < 0,10% a 435 nm Conector de fibra óptica: SMA 905 a 0.22 de apertura numérica Controlador LED de alta potencia de fibra de un solo hilo</td></tr><tr><td></td><td>Minhongshi, China</td><td>MHS-48XY</td><td>Voltaje de trabajo: DC12V Longitud de onda central:</td></tr><tr><td>cámara web de alta resolución de</td> 850 nm <td>Thorlabs, EE. UU.</td><td>MWWHL4</td><td>Color: Blanco cálido Temperatura de color correlacionada: 3000 K Corriente de prueba para la potencia típica del LED: 1000 mA Corriente máxima (CW): 1000 mA Ancho de banda (FWHM): N/A Potencia eléctrica: 3000 mW Ángulo de visión (ángulo completo): 120? Tamaño del emisor: 1 mm x 1 mm Vida útil típica: >50 000 h Temperatura de funcionamiento (sin condensación): De 0 a 40 &deg; C Temperatura de almacenamiento: -40 a 70 grados; C Grupo de Riesgoa: RG1 &ndash; Grupo de bajo riesgo</td></tr><tr><td>LED blanco cálido</td><td>Mega-9, China</td><td>BP850/22K</td> <td>y Oslash; 25.4 (+0 ~ -0.1) mm Ancho de banda: 22&plusmn; 3nm Transmitancia máxima: 80% Longitud de onda central: 850nm&plusmn; 3nm&nbsp;</td></tr><tr><td>Espectrómetro&nbsp;</td><td>Noel Danjou</td><td>Amcap9.22</td><td>AMCap&nbsp; es una aplicación de captura de imágenes fijas y videos con funciones avanzadas de vista previa y grabación. Es una aplicación de escritorio diseñada para computadoras con Windows 7 SP1 o posterior. La mayoría&nbsp; Video-for-Windowsand&nbsp; Los dispositivos compatibles con DirectShow son compatibles, ya sean cámaras web baratas o tarjetas de captura de video avanzadas.</td></tr><tr><td>Sensor de potencia de fotodiodo estándar&nbsp;</td><td>Super Dragón, China</td><td>YGY-122000</td><td>Entrada: CA 100-240V ~ 50/60Hz 0.8A Salida: DC 12V 2A</td></tr><tr><td>Sensor de potencia térmica&nbsp;</td><td>Thorlabs, EE. UU</td>. <td>M470L3-C1</td><td>Color: Azul Longitud de onda nominala: 470 nm Ancho de banda (FWHM): 25 nm Corriente máxima (CW): 1000 mA Tensión directa: 3,2 V Potencia eléctrica (máx.): 3200 mW Tamaño del emisor: 1 mm x 1 mm Vida útil típica: 100 000 h Temperatura de funcionamiento (sin condensación): 0 a 40 &0 &deg; C Temperatura de almacenamiento: -40 a 70 grados; C Grupo de Riesgob: RG2 &ndash; Grupo de Riesgo</td></tr><tr><td>Moderado Sensor de potencia térmica&nbsp;</td><td>Thorlabs, EE. UU.</td><td>S401C</td><td>Rango de longitud de onda: 190 nm-20 &mu; m Rango de potencia óptica: 10 &mu; W-1 W(3 Wb) Tamaño de apertura de entrada: &Oslash; 10 mm Área activa del detector: 10 mm x 10 mm Densidad de potencia óptica máxima: 500 W/cm2 (Promedio) Linealidad: &plusmn; 0.5%</td></tr></tbody></table>

ensayo basado en puntos claros para el análisis de la fototaxis larval de drosophila

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

Las larvas de Drosophila melanogaster muestran un comportamiento evidente que evita la luz durante la etapa de forrajeo. Drosophila fototaxis larval se puede utilizar como modelo para estudiar el comportamiento de evitación animal. Este protocolo introduce un ensayo de punto de luz para investigar el comportamiento fototáctico larvario. La configuración experimental incluye dos partes principales: un sistema de estimulación visual que genera el punto de luz y un sistema de imágenes basado en luz infrarroja que registra el proceso de evitación de la luz larval. Este ensayo permite el seguimiento del comportamiento de la larva antes de entrar, durante el encuentro y después de salir del punto de luz. Los detalles del movimiento larvario, incluyendo la desaceleración, la pausa, la fundición de la cabeza y el torneado, se pueden capturar y analizar utilizando este método.

De acuerdo con el protocolo, el ensayo de punto de luz se utilizó para investigar el comportamiento de evitación de la luz de la larva de tercera estrella que se elevó a 25 oC en un medio estándar en una habitación con un ciclo de luz/oscuridad de 12 h/12 h. Una sola larva w1118 fue probada usando el ensayo de punto de luz a 25,5 oC. La intensidad lumínica media del punto de luz generado por un LED de 460 nm fue de 0,59 W/cm2. Todo el proceso de entrada y salida larval del punto de luz fue...

Este protocolo introduce un ensayo de punto ligero para investigar el comportamiento fototáctico larvario de Drosophila. En este ensayo, se genera un punto de luz como estimulación de la luz, y el proceso de evitación de la luz larval es registrado por un sistema de imágenes basado en luz infrarroja.

Ensayo basado en puntos claros para el análisis de la fototaxis larval de Drosophila

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

Usando el ensayo de punto de luz, el comportamiento de las larvas se puede rastrear antes, durante y después de entrar en el área de luz permitiendo analizar el detalle del movimiento larval. Este ensayo es simple y fácil de realizar. La respuesta de la luz se prueba una sola vez, de modo que cualquier posible efecto de adaptación de la luz puede ser excluido.Para preparar las placas de agar, cubra lenta y uniformemente la parte inferior de una placa petri de 15 centímetros con una capa de aproximadamente cuatro milímetros de espesor de 1% de agar caliente. Deje que la placa se enfríe a temperatura ambiente hasta que el agar se haya solidificado. Para configurar el sistema de estimulación visual, sujete una fuente de luz LED preparada en un marco de hierro, teniendo cuidado de que la luz se proyecta hacia el escritorio.Incline ligeramente el cilindro hasta que el ángulo entre el plano del cilindro y el plano vertical sea de unos 10 grados. Conecte la luz LED azul de 470 nanómetros al LED un enchufe del controlador LED de alta potencia y encienda el controlador. Gire la perilla en la esquina superior derecha del controlador para seleccionar el canal 470 nanómetros y haga clic en LED

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

En este artículo de vídeo, se describe un nuevo método que permite la construcción de los gradientes de olor con geometrías estable y controlable. Nos muestra brevemente cómo estos gradientes se pueden utilizar para la detección de defectos olfativos (anosmia total y parcial) y el estudio de las características más sutiles de comportamiento quimiotaxis.

De alta resolución de medición del comportamiento de olor-Driven en larvas de Drosophila

Drosophila melanogaster es un sistema de genética y de comportamiento modelo manejable que se ha utilizado para entender las bases moleculares y celulares de muchos procesos biológicos importantes para más de un siglo 1. Drosophila ha sido bien aprovechado para hacerse una idea de la base genética del comportamiento de las moscas.

Métodos de ensayo a Drosophila Comportamiento

Las larvas de Drosophila son sensibles a la luz y responden a los cambios en la luz circundante. Este video describe un ensayo que evalúa su capacidad para evitar la luz, llamado ensayo de punto de luz. El protocolo presentado muestra cómo configurar el ensayo con un LED de luz azul y muestra cómo registrar el comportamiento del animal en respuesta al encuentro con la luz.

Ensayo de puntos de luz: un método para investigar el comportamiento fototáctico de Drosophila

Aquí se describe una prueba de preferencia de luz-oscuridad de Drosophila larva. Este ensayo proporciona información acerca de la regulación circadiana innata y de la luz photobehavior detección y tratamiento.

Ensayo Preferencia luz para estudiar innata y circadiano Photobehavior Regulado de<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas

En este artículo de vídeo, se describe un ensayo automatizado para medir el efecto del hambre o la saciedad en el comportamiento de búsqueda de comida dependiente olfativo en la mosca adulta fruta Drosophila melanogaster.

Un ensayo de una sola mosca por el comportamiento de forrajeo en Drosophila

Este informe describe un método para medir la actividad de las larvas de Drosophila utilizando el Monitor de Actividad de Drosophila TriKinetics. El dispositivo emplea rayos infrarrojos para detectar los movimientos de hasta 16 animales individuales. Los datos se pueden analizar para representar los parámetros de movimiento, incluidas las tasas y las posiciones de los animales dentro de las cámaras de ensayo.

La medición de las larvas La actividad en el<em&gt; Drosophila</em&gt; Monitor de Actividad

Este protocolo describe un ensayo de alto rendimiento para probar las preferencias de puesta de huevos de Drosophila melanogaster a una resolución de un solo animal.  Este ensayo proporciona una plataforma simple, eficiente y escalable para identificar genes y componentes de circuitos que controlan un proceso de toma de decisiones simple.

Ensayo de Alto Rendimiento para el Examen de Preferencias de la puesta de huevos individual<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Este protocolo analiza comportamiento navegación de larva de Drosophila en respuesta a la estimulación simultánea de la optogenetic de sus neuronas olfativas. Luz de longitud de onda de 630 nm se usa para activar las neuronas olfativas individuales expresando una rodopsina canal rojo-cambiado de puesto. Movimiento de larvas al mismo tiempo se realiza un seguimiento grabado digitalmente y analizados utilizando el software de medida.

Seguimiento de comportamiento larvario de Drosophila en respuesta a la estimulación de la Optogenetic de las neuronas olfatorias

Aquí, se describen métodos no invasivos para la localización de proteínas de membrana fotorreceptoras y la evaluación de la degeneración retiniana en el ojo compuesto de Drosophila utilizando fluorescencia eGFP.

Estudio del tráfico de proteínas de membrana en células fotorreceptoras de Drosophila utilizando proteínas marcadas con eGFP

Este artículo presenta métodos para la manipulación optogenética en Drosophila melanogaster, utilizando CsChrimson y GtACR2 para activar y silenciar neuronas específicas. Se describen cuatro experimentos que utilizan la optogenética para explorar los comportamientos termotácticos y gustativos, proporcionando información sobre los mecanismos neuronales subyacentes que gobiernan estos procesos.

Ensayos conductuales para la manipulación optogenética de circuitos neuronales en Drosophila melanogaster

El protocolo presenta un método rentable y de alto rendimiento para evaluar la neurotoxicidad en la mosca de la fruta a través de la cuantificación de la disfunción locomotora como alternativa a los modelos tradicionales de mamíferos. Su objetivo es evaluar los efectos neurotóxicos de compuestos farmacéuticos, agentes ambientales o modificaciones genéticas utilizando un modelo sensible, reproducible y éticamente favorable.

Análisis conductual de la disfunción locomotora en Drosophila melanogaster como lectura de la neurotoxicidad

Aprende a realizar un ensayo de puntos de luz para analizar la fototaxis en larvas de Drosophila. Este método permite estudiar el comportamiento de evitación lumínica y su base neurológica.

Ensayo basado en puntos claros para el análisis de la fototaxis larval de Drosophila

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