Name: Modificación genética de las cianobacterias por conjugación utilizando el kit de herramientas de clonación modular CyanoGate (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-10-31T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 25 s
Description: Aprende a modificar genéticamente cianobacterias mediante conjugación con el kit CyanoGate. Este método permite introducir vectores autorreplicantes en Synechocystis PCC 6803 y Synechococcus elongatus UTEX 2973 para aplicaciones de biología sintética.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los autores agradecen el apoyo financiero a la Red PHYCONET Biotechnology and Biological Sciences Research Council (BBSRC) en Biotecnología Industrial y Bioenergía (NIBB) y al Centro de Innovación en Biotecnología Industrial (IBioIC) por su apoyo financiero. GARG, AASO y AP reconocen el apoyo financiero del programa de doctorado BBSRC EASTBIO CASE (número de subvención BB/M010996/1), el programa de doctorado del Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) y el programa de doctorado de la Asociación de Formación Colaborativa IBioIC-BBSRC (CTP), Respectivamente. Agradecemos a Conrad Mullineaux (Universidad Reina María de Londres), y poul Eric Jensen y Julie Annemarie Zita Zedler (Universidad de Copenhague) por las contribuciones y consejos de vectores y protocolos de plásmidos.

Los autores no tienen nada que revelar.

El ensamblaje de Golden Gate tiene varias ventajas en comparación con otros métodos de ensamblaje vectorial, particularmente en términos de escalabilidad20,21. Sin embargo, la configuración del sistema Golden Gate en un laboratorio requiere tiempo para desarrollar una familiaridad con las diversas partes y bibliotecas vectoriales de aceptación y procesos generales de montaje. A menudo se necesita una planificación cuidadosa para ensamblajes más complejos o cuando...

Las cianobacterias son bacterias autotróficas que se pueden utilizar para la biosíntesis de una amplia variedad de productos metabólicos naturales y heterológicos de alto valor1,2,3,4,5, 6. Todavía es necesario superar varios obstáculos para ampliar su viabilidad comercial, sobre todo, los rendimientos relativamente pobres en comparación con las bioplataformas heterotróficas (por ejemplo, Escherichia coli y levadura)7. La reciente expansión de las herramientas de ingeniería genética disponibles y la asunción del paradigma de la biología sintética en la investigación cianobacteriana está ayudando a superar tales desafíos y a desarrollar más cianobacterias como biofábricas eficientes8, 9,10.
Los principales enfoques para introducir el ADN en las cianobacterias son la transformación, la conjugación y la electroporación. Los vectores transferidos a las cianobacterias por transformación o electroporación son vectores "suicidas" (es decir, vectores integradores que facilitan la recombinación homóloga), mientras que los vectores autorreplicantes pueden transferirse a cianobacterias por transformación, conjugación o electroporación. Para el primero, un protocolo está disponible para las especies de modelos de ingeniería susceptibles a la transformación natural11. Más recientemente, se ha desarrollado un kit de herramientas de clonación modular (MoClo) para cianobacterias llamado CyanoGate que emplea un método de ensamblaje vectorial Golden Gate estandarizado para la ingeniería utilizando la transformación natural, electroporación o conjugación12.
Las técnicas de montaje tipo Golden Gate se han vuelto cada vez más populares en los últimos años, y los estándares de montaje y las bibliotecas de piezas están ahora disponibles para una variedad de organismos13,14,15,16 ,17. Golden Gate utiliza enzimas de restricción IIS de tipo (por ejemplo, BsaI, BpiI, BsmBI, BtgZI y AarI) y un traje de aceptadores y voladizos únicos para facilitar el montaje jerárquico direccional de múltiples secuencias en una reacción de montaje "una olla". Las enzimas de restricción de tipo IIS reconocen una secuencia asimétrica única y cortan una distancia definida de sus sitios de reconocimiento para generar un corte escalonado y "final pegajoso" (normalmente un voladizo de 4 nucleótidos [NT]), que puede ser explotado posteriormente para impulsar el ADN ordenado reacciones de montaje15,18. Esto ha facilitado el desarrollo de grandes bibliotecas de piezas modulares de nivel 0 (por ejemplo, promotores, marcos de lectura abiertos y terminadores) definidas por una sintaxis común, como el estándar PhytoBricks19. Las piezas de nivel 0 se pueden ensamblar fácilmente en casetes de expresión de nivel 1, tras lo cual se pueden construir ensamblajes de orden superior más complejos (por ejemplo, construcciones de expresión multigénea) en un vector aceptador de elección12,15. Una ventaja clave de las técnicas de montaje tipo Golden Gate es su capacidad para la automatización en instalaciones de alto rendimiento, como las fundiciones de ADN20,21, que pueden permitir la prueba de diseños experimentales complejos que fácilmente mediante el trabajo manual.
CyanoGate se basa en el sistema establecido Plant MoClo12,15. Para incorporar una nueva pieza en CyanoGate, la secuencia de la pieza debe ser domesticada primero, es decir, los sitios de reconocimiento "ilegales" para BSaI y BpiI deben ser eliminados. En el caso de una codificación de pieza para un marco de lectura abierto (es decir, una secuencia de codificación, CDS), los sitios de reconocimiento pueden verse interrumpidos mediante la generación de mutaciones sinónimos en la secuencia (es decir, cambiar un codón a una alternativa que codifica para el mismo residuo de aminoácidos). Esto se puede lograr mediante una variedad de enfoques, que van desde la síntesis de ADN hasta estrategias basadas en la amplificación de la reacción en cadena de la polimerasa (PCR) como el ensamblaje de Gibson22. Dependiendo de la expresión que se utilice el host, se debe tener cuidado de evitar la introducción de codones raros que podrían inhibir la eficiencia de la traducción23. La eliminación de sitios de reconocimiento en secuencias de promotor y terminador suele ser un esfuerzo más arriesgado, ya que las modificaciones pueden afectar a la función y la parte podría no funcionar como se esperaba. Por ejemplo, los cambios en los sitios de unión del factor de transcripción putativa o en el sitio de unión ribosoma dentro de un promotor podrían alterar la fuerza y la capacidad de respuesta a la inducción/represión. Del mismo modo, las modificaciones a las características estructurales clave del terminador (por ejemplo, el tallo rico en GC, el bucle y la cola poli-U) pueden cambiar la eficiencia de terminación y afectar la expresión génica24,25. Aunque hay varios recursos en línea disponibles para predecir la actividad de las secuencias de promotor es y terminador, e informar si una mutación propuesta afectará el rendimiento26,27, estas herramientas son a menudo malos predictores de rendimiento en cianobacterias28,29,30.. Como tal, todavía se recomienda la caracterización in vivo de las piezas modificadas para confirmar la actividad. Para ayudar con la clonación de secuencias recalcitrantes, CyanoGate incluye un vector de aceptación de clonación de copia baja basado en el vector bioBrick pSB4K512,16,31. Además, un portal "Diseño y construcción" está disponible a través de la Fundición del Genoma de Edimburgo para ayudar con el diseño de vectores (dab.genomefoundry.org). Por último, y lo más importante, CyanoGate incluye dos diseños vectoriales de aceptación de nivel T (equivalentes a vectores de aceptación de nivel 2)15 para introducir ADN en cianobacterias utilizando vectores suicidas, o vectores de amplio alcance de host capaces de autorreplicación en varias especies cianobacterianas32,33,34.
Aquí nos centraremos en describir un protocolo para generar vectores autorreplicantes de nivel T y la modificación genética de Synechocystis PCC 6803 y Synechococcus elongatus UTEX 2973 (Synechocystis PCC 6803 y S. elongatus UTEX 2973 en adelante) por conjugación (también conocida como apareamiento triparental). La transferencia conyugal del ADN entre células bacterianas es un proceso bien descrito y se ha utilizado previamente para la ingeniería de especies cianobacterianas, en particular aquellas que no son naturalmente competentes, como S. elongatus UTEX 297335, 36,37,38,39,40,41. En resumen, los cultivos cianobacterianos se incuban con una cepa de E. coli que transporta el vector a transferir (el vector "carga") y vectores (ya sea en la misma cepa de E. coli o en cepas adicionales) para permitir la conjugación ("movilizador" y vectores "ayudantes"). Se requieren cuatro condiciones clave para que se produzca la transferencia conyugal: 1) contacto directo entre las células implicadas en la transferencia de ADN, 2) el vector de carga debe ser compatible con el sistema de conjugación (es decir, debe contener un origen adecuado de transferencia (oriT), también conocido como un sitio bom (base de movilidad),), 3) una proteína de negación del ADN (por ejemplo, codificada por el gen de la mafia) que nicks DNA en el oriT para iniciar la transferencia de una sola cadena del ADN en la cianobacterium debe estar presente y expresado de la carga o de los vectores auxiliares, y 4) el ADN transferido no debe destruirse en el ciabacterium receptor (es decir, debe ser resistente a la degradación, por ejemplo, la actividad de endonucleasa de restricción)35,42. Para que el vector de carga persista, el origen de la replicación debe ser compatible con el cianobacterium receptor para permitir la autorreplicación y la proliferación en células hijas después de la división. Para ayudar con las condiciones 3 y 4, varios vectores auxiliares están disponibles a través de Addgene y otras fuentes comerciales que codifican para la mafia, así como varias metilosas para proteger de endonucleasas nativas en el host cianobacterium43. En este protocolo, la conjugación fue facilitada por una cepa MC1061 E. coli que transportaba movilizadores y vectores auxiliares pRK24 (www.addgeneorg/51950) y pRL528 (www.addgene.org/58495), respectivamente. Se debe tener cuidado al elegir los vectores que se utilizarán para la transferencia conyugal. Por ejemplo, en el kit CyanoGate el vector de carga autorreplicante pPMQAK1-T codifica para una proteína Mob12. Sin embargo, pSEVA421-T no44, y como tal, la mafia debe expresarse desde un vector auxiliar adecuado. Los vectores utilizados también deben ser apropiados para el organismo objetivo. Por ejemplo, la transferencia conyugal eficiente en Anabaena sp. PCC 7120 requiere un vector auxiliar que proteja el vector movilizador contra la digestión (por ejemplo, pRL623, que codifica para las tres metiluas AvaiM, Eco47iiM y Ecot22iM)45, 46.
En este protocolo se describe además cómo caracterizar el rendimiento de las piezas (es decir, promotores) con un marcador fluorescente utilizando un lector de placas o un citómetro de flujo. Los citómetros de flujo son capaces de medir la fluorescencia en una sola célula para una población grande. Además, los citometros de flujo permiten a los usuarios "gatear" los datos adquiridos y eliminar el ruido de fondo (por ejemplo, de partículas en el cultivo o la contaminación). Por el contrario, los lectores de placas adquieren una medición de fluorescencia agregada de un volumen determinado de cultivo, normalmente en varios pozos de réplica. Las principales ventajas de los lectores de placas sobre los citometros incluyen el menor costo, mayor disponibilidad y, por lo general, ningún requisito de software especializado para análisis de datos aguas abajo. Los principales inconvenientes de los lectores de placas son la sensibilidad relativamente menor en comparación con los citometros y los posibles problemas con la densidad óptica de los cultivos medidos. Para los análisis comparativos, las muestras del lector de placas deben normalizarse para cada pocal (por ejemplo, para una medición de la densidad de cultivo, que normalmente se toma como absorbancia en la densidad óptica a 750 nm [OD750]), lo que puede dar lugar a imprecisiones para las muestras que son demasiado densa y/o no bien mezclada (por ejemplo, cuando es propensa a la agregación o a la floculación).
Como resumen, aquí demostramos en detalle los principios de generación de piezas de nivel 0, seguidos por el ensamblaje jerárquico utilizando el kit CyanoGate y la clonación en un vector adecuado para la transferencia conyugal. A continuación, demostramos el proceso de transferencia conyugal, la selección de cepas transconjugantes axenicas que expresan un marcador fluorescente y la posterior adquisición de datos de fluorescencia utilizando un citómetro de flujo o un lector de placas.

<table><tbody><tr><td>5-bromo-4-cloro-3-indolil-&beta;-D-galactopiranósido (X-Gal)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>R0404</td><td>utilizado en 2.1.3.</td></tr><tr><td>Adenosina 5&prime;-trifosfato (ATP) sal disódica</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2383</td><td>Utilizado en la Tabla 2.</td></tr><tr><td>Agar (probado en microbiología)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A1296-500g</td><td>utilizado en 8.3.</td></tr><tr><td>Agarosa</td><td>Bioline</td><td>BIO-41026</td><td>Utilizado en 6.</td></tr><tr><td>Citómetro de flujo Attune NxT</td><td>Thermo Fisher</td> <td>Scientific-utilizado</td> <td>en 4.3.1.</td></tr><tr><td>Albúmina sérica bovina (BSA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A2153</td><td>utilizada en la Tabla 2.</td></tr><tr><td>BpiI (BbsI)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>ER1011</td><td>utilizado en la tabla 2.</td></tr><tr><td>BsaI (Eco31I)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>ER0291</td><td>utilizado en la tabla 2.</td></tr><tr><td>Carbenicillina disódica</td><td>VWR International</td><td>A1491.0005</td><td>Utilizado en 2.1.3.</td></tr><tr><td>Corning Costar TC Placas de 24 pocillos de fondo plano</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CLS3527</td><td>utilizado en 4.1.3.</td></tr><tr><td>Dimetilsulfóxido (DMSO)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>BP231-100</td><td>utilizado en 3.6.2.</td></tr><tr><td>DNeasy Plant Mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>69104</td><td>Kit de extracción de ADN. Utilizado en 5.</td></tr><tr><td>Lector de microplacas FLUOstar Omega</td><td>BMG Labtech-Utilizado</td><td></td> <td>en 4.2.2.</td></tr><tr>Kit de purificación de <td>plásmidos GeneJET Miniprep Thermo</td><td>Fisher Scientific</td><td>K0503</td><td>. Se utiliza en el paso 2.3.2.</td></tr><tr><td>Perlas de vidrio (0,5 mm de diámetro)</td><td>Productos BioSpec</td><td>11079105</td><td>utiliza en 5.2.</td></tr><tr><td>glicerol</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>10021083</td><td>utilizado en 2.3.1, 3.6.2.</td></tr><tr><td>Isopropil-beta-D-tiogalactopiranósido (IPTG)</td><td>Thermo Fisher Scientific 10356553</td><td></td><td>utilizado en 2.1.3.</td></tr><tr><td>Sulfato de kanamicina (Gibco)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11815-024</td><td>Utilizado en 2.1.3.</td></tr><tr><td>Filtros de membrana (0,45 &mu; m)</td> <td>MF-Millipore</td><td>HAWP02500</td><td>utilizado en microplacas 3.3.7</td></tr><tr><td>, 96 pocillos, fondo plano (pozo de chimenea) y micro; CLEAR</td><td>Greiner Bio-One</td><td>655096</td><td>utilizado en 4.2.1.</td></tr><tr><td>Kit de extracción de gel de ADN monarca</td><td>New England Biolabs</td><td>T1020S</td><td>utilizado en 1.1.2.2.</td></tr><tr><td>Kit de limpieza de ADN Monarch PCR Kit</td> de purificación de ADN <td>T1030</td> de New <td>England Biolabs</td><td>. Utilizado en 1.1.2.3.</td></tr><tr><td>Incubadora Multitron Pro con LEDs</td><td>Infors Incubadora</td><td></td> <td>HT-Shaking con luces LED blancas. Utilizado en 4.1.4.</td></tr><tr><td>MyTaq ADN polimerasa</td><td>Bioline</td><td>BIO-21108</td><td>utilizado en 7.1.</td></tr><tr><td>NanoDrop One</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>ND-ONE-W</td><td>utilizado en 2.3.3.</td></tr><tr><td>One Shot TOP10 químicamente competente E. coli</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C404010</td><td>utilizado en 2.1.1.</td></tr><tr><td>Solución salina tampón de fosfato (PBS) (concentrado 10X)</td><td>VWR International</td><td>K813</td><td>Utilizado en 4.3.2.</td></tr><tr><td>Q5ADN polimerasa de alta fidelidad</td><td>New England Biolabs</td><td>M0491S</td><td>utilizada en 1.1.2.1.</td></tr><tr><td>Escalera de ADN de carga rápida de 1 kb</td><td>New England Biolabs</td><td>N0468S</td><td>utilizada en la Figura 4.</td></tr><tr><td>Tubos con tapón de rosca (1,5 ml)</td><td>Starstedt</td><td>72.692.210</td><td>Utilizado en 3.6.3</td></tr><tr><td>Cimlorhidrato de espectinomicina pentahidratado</td><td>VWR International</td><td>J61820.06</td><td>Utilizado en 2.1.3.</td></tr><tr><td>Placas de 96 pocillos Sterilin Clear Microtiter de fondo redondo</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>612U96</td><td>Utilizado en 4.3.1.</td></tr><tr><td>ADN ligasa T4</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>EL0011</td><td>utilizado en la tabla 2.</td></tr><tr><td>TissueLyser II</td><td>Qiagen</td><td>85300</td><td>Molino de cuentas. Utilizado en 5.2.</td></tr></tbody></table>

modificación genética de las cianobacterias por conjugación utilizando el kit de herramientas de clonación modular cyanogate

Genetic Modification of Cyanobacteria by Conjugation Using the CyanoGate Modular Cloning Toolkit

Las cianobacterias son un grupo diverso de organismos fotosintéticos procariotas que pueden ser modificados genéticamente para la producción renovable de productos industriales útiles. Los recientes avances en biología sintética han llevado al desarrollo de varios kits de herramientas de clonación como CyanoGate, un sistema de clonación modular estandarizado para la construcción de vectores de plásmidos para su posterior transformación o transferencia conyugal a cianobacterias. Aquí delineamos un método detallado para ensamblar un vector autorreplicante (por ejemplo, llevar un casete de expresión de marcador fluorescente) y la transferencia conyugal del vector en las cepas cianobacterianas Synechocystis sp. PCC 6803 o Synechococcus elongatus UTEX 2973. Además, describimos cómo caracterizar el rendimiento de una pieza genética (por ejemplo, un promotor) utilizando un lector de placas o citometría de flujo.

Para demostrar el flujo de trabajo del ensamblaje de Golden Gate, se ensambló un casete de expresión en el vector de aceptación de nivel 1 posición 1 (adelante) (pICH47732) que contiene las siguientes partes de nivel 0: el promotor de la operon C-ficasetina Pcpc560 (pC0.005), la secuencia de codificación para eYFP (pC0.008) y el doble terminador TrrnB (pC0.082)12. Tras la transformación de la reacción de montaje, se identific...

Aquí, presentamos un protocolo que describe cómo i) ensamblar un vector autorreplicante usando el kit de herramientas de clonación modular CyanoGate, ii) introducir el vector en un host cianobacteriano por conjugación, y iii) caracterizar las cepas de cianobacterias transgénicas usando un lector de placas o citometría de flujo.

Modificación genética de las cianobacterias por conjugación utilizando el kit de herramientas de clonación modular CyanoGate

Cyanobacteria are a diverse group of prokaryotic photosynthetic organisms that can be genetically modified for the renewable production of useful ...

Las cianobacterias son un importante phylum de microbios fotosintéticos que son cada vez más reconocidos como plataformas útiles para la biología sintética y aplicaciones de biotecnología renovable. Por lo tanto, es importante desarrollar técnicas sólidas para simplificar el diseño, la clonación y la introducción del ADN heterólogo en diferentes especies cianobacterianas. Así que esta técnica demuestra un método bien establecido llamado conjugación o apareamiento triparental para introducir ADN en especies cianobacterianas que no son naturalmente transformables.La conjugación se ha realizado con éxito en una amplia gama de cepas cianobacterianas de una sola célula a especies filamentosas multicelulares. Si usted está intentando esta técnica por primera vez, por favor tenga cuidado de manejar tanto su cepa cianobacteriana y sus cepas de E.coli con cuidado. Por ejemplo, no centrifugar por encima de los valores indicados en el protocolo y no vórtice.Mezclar bacterias y cianobacterias puede parecer extraño para los usuarios por primera vez. Esperamos que al demostrar el proceso de conjugación, ayudemos a aclarar esto. Después de la construcción de ensamblajes de nivel uno, elija un vector de aceptación T de nivel adecuado.Elija un link final apropiado para ligar los tres extremos principales del conjunto de nivel final uno a la estructura básica del nivel T. Para ensamblar uno o más ensamblajes de nivel uno en el nivel T, prepare una mezcla de reacción con PBI1 y el vector de vínculo final requerido. Configure el programa de ciclor térmico y proceda de acuerdo con el manuscrito.En el primer día, cultivar la cultura cianobacteriana mediante la creación de un nuevo cultivo de Synechocystis PCC 6803 o Synechococcus elongatus UTEX 2973. Con un lazo estéril térmico, raspa las células de la placa de agar BG-11 y colócalas en un matraz cónico de 100 mililitros lleno de 50 mililitros de medio fresco a inoculado. Coloque el matraz en una incubadora de agitación con iluminación para hacer crecer los cultivos celulares Synechocystis PCC 6803 a 30 grados centígrados a 100 RPM.Para Synechococcus elongatus UTEX 2973, haga crecer los cultivos celulares a 40 grados celsius a 100 RPM. Después de uno o dos días, dibuje un mililitro del cultivo celular y mida un espectrofotómetro. La absorbancia en OD 750 alcanza 0,5 a 1,5.En el segundo día, inocular una cepa auxiliar MC1061 E.coli que contenga vectores PRK24 y PRL528 en cinco mililitros de medio LB con ampicilina a una concentración de 100 microgramos por mililitro y cloramphenicol a una concentración de 25 microgramos por mililitro. Crecer a 37 grados centígrados durante la noche a 225 RPM en una incubadora de temblores. A continuación, inocular cinco mililitros de medio LB que contienen antibióticos apropiados con el cultivo de E.coli que lleva el vector de carga de nivel T.Crecer el cultivo a 37 grados centígrados durante la noche a 225 RPM en una incubadora de temblores. En el tercer día, centrifugar el ayudante y la carga E. coli cultivos durante la noche a 3.000 g durante 10 minutos a temperatura ambiente. Deseche el sobrenadante sin alterar el pellet celular.Lave los pellets añadiendo cinco mililitros de medio LB fresco sin antibióticos. Resuspender el pellet pipeteando suavemente hacia arriba y hacia abajo y centrifugar para eliminar el sobrenadante. Repita este paso de lavado tres veces para eliminar los antibióticos residuales del cultivo nocturno.Después del último lavado, resuspender el pellet celular en la mitad del volumen de medio LB del volumen de cultivo inicial. A continuación, combine 450 microlitros de la cepa auxiliar con 450 microlitros de la cepa de carga en un tubo de dos mililitros y déjelos a temperatura ambiente. A continuación, preparar el cultivo cianobacteriano centrifugando un mililitro de cultivo cianobacteriano a 1.500 g durante 10 minutos a temperatura ambiente.A continuación, deseche el sobrenadante cuidadosamente sin alterar el pellet celular. Lave el pellet cuatro veces añadiendo un medio BG-11 fresco del mismo volumen inicial. Añadir 900 microlitros del cultivo cianobacteriano lavado a 900 microlitros de las cepas combinadas de E.coli en un tubo de dos mililitros.Mezcla las culturas entubando suavemente hacia arriba y hacia abajo. Incubar la mezcla a temperatura ambiente durante 30 minutos para Synechocystis PCC 6803 o dos horas para Synechococcus elongatus UTEX 2973. Centrifugar la mezcla a 1.500 g durante 10 minutos a temperatura ambiente.Retire 1,6 mililitros del sobrenadante y resusppend el pellet en el sobrenadante restante. Coloque un filtro de membrana de 0,45 micras en una placa de agar LB BG-11 sin antibióticos. Extienda cuidadosamente 200 microlitros de la mezcla de cultivo E.coli/cianobacteriano en la membrana con un esparcidor estéril o una punta doblada estéril.Selle la placa con película de parafina y coloque la placa en una incubadora iluminada durante 24 horas. Después de 24 horas, transfiera cuidadosamente la membrana utilizando fórceps esterilizados por llama a una placa de agar BG-11 fresca que contenga antibióticos apropiados para seleccionar para el vector de carga. Selle la placa con película de parafina e incubar en las mismas condiciones que anteriormente hasta que aparezcan las colonias.Las colonias suelen aparecer después de 7-14 días para Synechocystis PCC 6803 y 3-7 días para Synechococcus elongatus UTEX 2973. Para seleccionar conjugantes, utilizando una varilla inoculante estéril térmica, seleccione al menos dos colonias individuales de la membrana y raya en una nueva placa de agar BG-11 que contenga antibióticos apropiados. Luego inocular una racha de cultivo cianobacteriano en un tubo centrífugo de 15 mililitros que contiene cinco mililitros de medio LB e incubar a 37 grados centígrados durante la noche a 225 RPM en una incubadora de temblores.El cultivo claro confirma la ausencia de contaminación por E.coli. Después de un período de crecimiento suficiente de siete días, recoger colonias esxenicas individuales para establecer cultivos líquidos para el almacenamiento de criogénica a largo plazo o la experimentación posterior. En este estudio, se demostró el flujo de trabajo de ensamblaje de puerta dorada.Tras la transformación de la reacción del ensamblaje, se identificaron ensamblajes exitosos utilizando el cribado blanco azul estándar de las colonias de E.coli. El casete de expresión eYFP en el vector de nivel uno y el enlace final de un vector se ensamblaron en un vector de aceptación T de nivel para dar al vector cpcBA-eYFP. El vector cpcBA-eYFP ensamblado se verificó mediante la digestión de restricción.La transferencia conyugal exitosa de cpcBA-eYFP o el vector pPMQAK1-T dio lugar al crecimiento de hasta varios cientos de colonias en la membrana para Synechocystis PCC 6803 y Synechococcus elongatus UTEX 2973. Como se esperaba para el fuerte promotor Pcpc560, los valores de fluorescencia eYFP normalizada del lector de placas y fluorescencia eYFP por célula del citómetro de flujo eran altos en comparación con el control negativo. Con el lector de placas y el citómetro de flujo, los valores de fluorescencia fueron más altos en Synechococcus elongatus UTEX 2973 que en Synechocystis PCC 6803.Asegúrese de incubar durante el tiempo mínimo según la cepa que esté conjugando.

genetic-modification-cyanobacteria-conjugation-using-cyanogate

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Fuente: Lea-Smith, D. J., et al. Generación de mutantes marcados y sin marcadores en especies de cianobacterias modelo. J. Vis. Exp. (2016)El video demuestra un método para generar mutantes marcados con antibióticos en cianobacterias. El protocolo comienza con el cultivo de cianobacterias, seguido de pasos de centrifugación y lavado que preservan la superficie pili. Luego se introduce un plásmido portador de un gen de resistencia a los antibióticos flanqueado por secuencias homólogas. Durante...

Generación de mutantes marcados con antibióticos en cianobacterias mediante recombinación homóloga

La introducción de múltiples alteraciones genómicas en las cianobacterias es una herramienta esencial en el desarrollo de cepas con fines industriales y de investigación básica. Describimos un sistema para generar mutantes no marcados en la especie cianobacteriana modelo Synechocystis sp. PCC6803 y mutantes marcados en Synechococcus sp. PCC7002.

Generación de mutantes sin marcadores marcados y en el modelo de especies de cianobacterias

Aquí, presentamos un protocolo para eliminar un gen de interés involucrado en la conjugación de plásmidos y posteriormente analizamos el impacto de su ausencia utilizando ensayos de apareamiento. La función del gen se explora más a fondo en una región específica de su secuencia mediante deleción o mutaciones puntuales.

Conjugación de apareamiento Los ensayos para el análisis específico de la secuencia de proteínas de transferencia que participan en la conjugación bacteriana

El objetivo de este protocolo es proporcionar una guía detallada paso a paso para el montaje de construcciones multigénicos utilizando el sistema de clonación modular basado en la clonación Golden Gate. También ofrece recomendaciones sobre pasos críticos para garantizar un montaje óptimo basado en nuestras experiencias.

Montaje rápido de construcciones multigénicas mediante clonación modular Golden Gate

Phormidium lacuna es una cianobacteria filamentosa que se aisló de las piscinas de rocas marinas. Este artículo describe el aislamiento de filamentos de fuentes naturales, la extracción de ADN, la secuenciación del genoma, la transformación natural, la expresión de sfGFP, la crioconservación y los métodos de motilidad.

Transformación natural, expresión de proteínas y crioconservación de la filamentosa Cyanobacterium Phormidium lacuna

Este protocolo describe la utilización de la transformación mediada por Agrobacterium tumefaciens (AMT) para integrar genes de interés en el genoma nuclear de la microalga verde Chlorella vulgaris, lo que conduce a la producción de transformantes estables.

Agrobacterium tumefaciens-Ingeniería genética mediada por microalgas verdes, Chlorella vulgaris

Este protocolo proporciona una guía completa para la configuración y el seguimiento cuantitativo de cocultivos, incluidas las cianobacterias fotoautótrofas secretoras de azúcar y las levaduras heterótrofas.

Ensamblaje y cuantificación de cocultivos que combinan levaduras heterótrofas con cianobacterias fototróficas secretoras de azúcar

Este artículo presenta un protocolo paso a paso que demuestra cómo se puede adaptar la clonación modular (MoClo) para la clonación de operones policistrónicos.

Ensamblaje modular estandarizado de operones policistrónicos con clonación modular (MoClo) utilizando el kit de herramientas In-Cloning

Este video muestra la nueva cultura, un método por el cual los embriones de pollo se cultivan fuera del huevo hasta por 24 horas. Este método le permite a uno para estudiar el desarrollo temprano (línea primitiva a 14 som.), Un período que corresponde a E7-9 en el ratón. Las aplicaciones de esta técnica incluyen la electroporación, la hibridación in situ e inmunohistoquímica.

Método para la Cultura de primeros embriones del polluelo ex vivo (Nueva Cultura)

Este video muestra a 2 colores montar toda la hibridación in situ, un método por el cual el patrón de expresión espacial y temporal de dos genes diferentes se pueden visualizar en embriones de pollo joven. Este método fue introducido originalmente por David Wilkinson, Henrique Domingos, Ingham Phil y David Ish-Horowicz.

Monte doble entero hibridación in situ de embriones de pollo temprano

Aprende a modificar genéticamente cianobacterias mediante conjugación con el kit CyanoGate. Este método permite introducir vectores autorreplicantes en Synechocystis PCC 6803 y Synechococcus elongatus UTEX 2973 para aplicaciones de biología sintética.

Modificación genética de las cianobacterias por conjugación utilizando el kit de herramientas de clonación modular CyanoGate

Explorar más videos