Name: Aislamiento y cultivo de sándwich de colágeno 3D de hepatocitos primarios de ratón para estudiar el papel del citoesqueleto en la formación canalicular de bilis en Vitro (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-12-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 12 s
Description: Aprende a aislar y cultivar hepatocitos primarios de ratón en sándwich de colágeno 3D para estudiar la formación de canalículos biliares y su respuesta a tratamientos in vitro.

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Este trabajo fue apoyado por la Agencia de Subvenciones de la República Checa (18-02699S); la Agencia de Subvenciones del Ministerio de Salud de la República Checa (17-31538A); el Proyecto de Investigación Institucional de la Academia Checa de Ciencias (RVO 68378050) y los proyectos MEYS CR (LQ1604 NPU II, LTC17063, LM2015040, OP RDI CZ.1.05/2.1.00/19.0395 y OP RDE CZ.02.1.01/0.0/0.0/16_013/0001775); Universidad Charles (estipendio personal a K.K.), y un proyecto de Programa Operativo Praga-Competitividad (CZ.2.16/3.1.00/21547). Reconocemos el Light Microscopy Core Facility, IMG CAS, Praga, República Checa (apoyadome MEYS CR proyectos LM2015062 y LO1419) para el apoyo con las imágenes de microscopía presentadas.

Todos los experimentos con animales se realizaron de conformidad con la Directiva Europea 2010/63/UE y fueron aprobados por la Comisión Central Checa de Bienestar Animal.
1. Materiales
<ol><li>Animales de la casa en condiciones específicas libres de patógenos de acuerdo con las directrices de la Federación de Asociaciones de Ciencias Animales de Laboratorio con acceso gratuito a la comida regular y el agua potable. Animales de la casa bajo un ciclo oscuro/claro de 12 h/12 h. Para el aislamiento y el cultivo de hepatocitos, utilice animales de 8 a 12 semanas de edad.</li>
	<li>Soluciones de stock A y B<ol>
<li>Preparar la solución de stock A y la solución de stock B de acuerdo con la Tabla 1 y la Tabla 2,respectivamente, con antelación. Disolver todos los componentes en 1 L de H2O destilado (dH2O).</li>
		<li>Ajuste el pH de las soluciones a 7,2 y filtre las soluciones a través de un filtro de 0,2 m. Ambas soluciones se pueden almacenar a 4 oC durante un máximo de 6 meses.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Solución de stock C<ol>
<li>Prepare la solución C el día del aislamiento primario de los hepatocitos.</li>
		<li>Agregue todos los componentes según la Tabla 3, rellene a un volumen total de 50 ml con dH2O y disuelva. Ajuste el pH a 7.3.</li>
		<li>Aliquot 50 mL de la solución en tubos de 50 ml. Use un tubo por animal. Coloque todas las alícuotas necesarias en un baño de agua precalentado (37 oC).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Solución de stock D<ol>
<li>Prepare la solución D el día del aislamiento primario de los hepatocitos.</li>
		<li>Agregue todos los componentes de acuerdo con la Tabla 4,rellene a un volumen total de 30 ml con dH2O y disuelva. Ajuste el pH a 7.3.</li>
		<li>Aliquot 30 mL de la solución en tubos de 50 ml. Añadir la colagenasa I (5 mg/30 ml) en la solución D. Use una alícuota por animal. Colocar todas las alícuotas en un baño de agua precalentado (37 oC).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Solución de stock E<ol>
<li>Prepare la solución E el día del aislamiento primario de los hepatocitos.</li>
		<li>Agregue todos los componentes de acuerdo con la Tabla 5, rellene a un volumen total de 50 ml con dH2O y disuelva. Ajuste el pH a 7.3.</li>
		<li>Aliquot 50 mL de la solución en tubos de 50 ml. Añadir albúmina V (0,65 g/50 ml) en la solución E. Utilice una alícuota por animal. Colocar todas las alícuotas en un baño de agua precalentado (37 oC).</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Preparación de sándwiches de colágeno
<ol><li>Un día antes del aislamiento de hepatocitos primarios, prepare la primera capa del sándwich de colágeno I. NOTA: Trabaje sobre hielo y utilice soluciones preenfriadas, puntas, placas y tubos para minimizar la gelación no deseada de colágeno I.</li>
	<li>Neutralizar la cantidad requerida de colágeno I (de la cola de rata) de acuerdo con el protocolo del fabricante. Se requiere un volumen de 100 ml de colágeno neutralizado (1,5 mg/ml) por muestra experimental (plato de 3,5 cm). Para preparar 1 ml de colágeno neutralizado (1,5 mg/ml), añadir 100 ml de 10x DMEM, 1,5 ml de NaOH de 1M y 48,5 ml de dH2O en 500 ml de colágeno (concentración de stock de 3 mg/ml). Compruebe el pH del colágeno neutralizado con papel de litmus (el pH debe ser de 7,5).</li>
	<li>Disperse 100 ml de solución de colágeno neutralizado uniformemente utilizando una punta preenfriada de 200 l sobre la superficie de un plato de 3,5 cm sobre hielo.</li>
	<li>Incubar durante la noche en condiciones de cultivo estándar (incubadora con 5% deCO2 a 37oC). El día del aislamiento primario de hepatocitos, agregue 1 ml de PBS precalentado (37 oC) a la primera capa de colágeno. Dejar que el colágeno se rehidrate durante 2-3 h a 37oC.</li>
</ol>3. Equipamiento configurado
<ol><li>Prepare todo el equipo como se indica en la Tabla de materiales y configure como se muestra en la Figura 1.</li>
</ol>4. Procedimiento quirúrgico
<ol><li>Anestesiar el ratón mediante inyección intramuscular de tetimina (60 mg/kg de peso corporal), zolazepam (60 mg/kg) y xilazina (4,5 mg/kg). Después de varios minutos, confirme la anestesia adecuada por el pellizco del dedo del pie. Si el animal no responde al pellizco, proceda a 4.2.</li>
	<li>Coloque el ratón anestesiado en una estera de disección y pegue las extremidades inferior y superior para fijar el ratón en una posición supina. Swab el abdomen con 70% de etanol y abrir el abdomen con una incisión en forma de V desde el área púbica hasta las piernas delanteras. Dobla la piel sobre el pecho para descubrir la cavidad abdominal. Coloque la alfombra de disección bajo un microscopio de disección.</li>
	<li>Doble una aguja de jeringa de insulina (30 G) en un ángulo de 45o. Exponer la vena cava inferior (IVC) moviendo los intestinos y el colon en la dirección caudal.</li>
	<li>Llene 2,5 ml de solución precalentada (37 oC) en una jeringa de 2 ml con una cánula. Asegúrese de que no haya burbujas de aire en la cánula o jeringa.</li>
	<li>Antes de la cannulación del CIV, vuelva a colocar los lóbulos hepáticos presionando hasta el diafragma con un hisopo de algodón húmedo (PBS). Coloque una sutura de seda alrededor de la CIV justo debajo del hígado(Figura 2A,B).</li>
	<li>Inyectar 10 l de heparina (5000 U/ml) en la vena porta utilizando una jeringa de insulina con una aguja de 30 G doblada en un ángulo de 45o(Figura 2C).</li>
	<li>Para canalizar el hígado, hacer una pequeña incisión con tijeras microquirúrgicas al CIV directamente al lado del hígado (debajo de la sutura; Figura 2D) que es lo suficientemente grande como para insertar la cánula. Fije la cánula en la posición utilizando suturas y dos nudos quirúrgicos(Figura 2E).</li>
	<li>Cortar la vena portal(Figura 2F) para permitir que los tampones de perfusión fluyan desde el hígado para evitar la expansión del hígado.</li>
	<li>Permanuale manualmente el hígado con 1,5 ml de solución precalentada C presionando lentamente la jeringa conectada a la cánula (esto debe tomar 15 s). La eliminación de sangre del hígado por decoloración del hígado ahora se puede observar.</li>
	<li>Prellene una bomba peristáltica con solución precalentada (37 oC) C. Compruebe el aparato de perfusión y asegúrese de que no haya burbujas de aire en el sistema.</li>
	<li>Desconecte con precaución la cánula de la jeringa y conéctela al tubo de la bomba peristáltica que funciona a un caudal de 2,5 ml/min. Trabaje con rapidez pero con cuidado y asegúrese de que la cánula permanezca en posición y de que no entre burbujas en el tubo o la cánula.</li>
	<li>Perfumar el hígado con la solución C durante 2 min (5 ml de la solución C). Cambie a la solución D y continúe la perfusión durante 10 min (25 ml de solución D).</li>
	<li>Una vez que el hígado ha sido perfundido, retírelo de la cavidad abdominal. El hígado ahora será muy frágil y de color pálido(Figura 3).</li>
</ol>5. Aislamiento de hepatocitos primarios
<ol><li>Retire el hígado del ratón. La cánula todavía estará atada al hígado, así que usa los fórceps para levantar la cánula con el hígado, y cuidadosamente cortar todas las conexiones de fascia. Transfiera el hígado a un tubo de 50 ml que contenga 20 ml de solución Precalentada E.</li>
	<li>Sostenga la cánula con el hígado usando fórceps y desasocie el tejido frotando el hígado alrededor de la pared del tubo para transferir los hepatocitos aislados al tampón. Mantenga las células aisladas en hielo. NOTA: Los hepatocitos primarios aislados son viables durante varias horas mientras se mantienen en hielo. Los usuarios pueden repetir los pasos 4.1 a 5.2 aisleando los hepatocitos primarios de otro ratón donante, si es necesario, o continuar con el siguiente paso.</li>
	<li>Coloque un colador de células de nylon de 70 m encima de un tubo de 50 ml y filtre las células aisladas.</li>
	<li>Centrifugar el tubo a 50 x g y 4 oC durante 5 min. Aspirar el sobrenadante. Para eliminar las células muertas y aumentar el porcentaje de células viables, resuspenda el pellet en 20 ml de 40% percol en DMEM.</li>
	<li>Centrifugar el tubo a 50 x g y 4 oC durante 5 min. Aspirar el sobrenadante que contiene células muertas y resuspender el pellet en 20 ml de la solución E.</li>
	<li>Tubos centrífugos a 50 x g y 4 oC durante 5 min. Aspirar el sobrenadante y resuspender el pellet en 10 ml de la solución E.</li>
	<li>Compruebe el rendimiento y la viabilidad de los hepatocitos primarios utilizando la tinción azul de tripa. Cuente el número de celda usando una cámara de conteo de células Neubauer y ajuste la concentración celular a 3.75 x 105 células viables/ml. Mantenga las células en hielo.</li>
</ol>6. Cultivo de hepatocitos primarios en sándwiches de colágeno 3D
<ol><li>Preparar el medio de cultivo de hepatocitos (HCM). Añadir 15 ml de glucagón (1 mg/ml), 15 ml de hidrocortisona (50 mg/ml) y 40 ml de insulina (10 mg/ml) a 50 ml de medio completo (DMEM, glucosa alta, 10% FBS, 1% penicilina-estreptomicina).</li>
	<li>Dispersar uniformemente 2 ml (5 x 105 células/ml) de hepatocitos primarios viables en un plato pre-recubierto de 3,5 cm. Incubar las células con 5% de CO2 a 37oC durante 3 h. Importante: Distribuir uniformemente las células inclinando el plato en todas las direcciones justo antes de poner el plato en la incubadora.</li>
	<li>Preparar colágeno neutralizado I (plato de 100 l/3,5 cm; es decir, un volumen suficiente para todos los platos como se describió anteriormente [paso 2.1]). Manténgase en hielo hasta su uso.</li>
	<li>Después de 3 h, retire cuidadosamente las células medianas y no unidas y agregue 100 ml de colágeno neutralizado I a cada plato de 3,5 cm para formar la capa superior de sándwich de colágeno en las células. Incubar el sándwich de colágeno en condiciones de cultivo celular estándar (5% CO2 a 37 oC) durante 1 h. Después de una incubación de 1 h, agregue cuidadosamente 2 mL de HCM.</li>
	<li>Después de 24 h de cultura, cambie el medio HCM por uno nuevo.</li>
	<li>Cultivo durante 3-8 días, dependiendo de la formación de canales biliares. Compruebe el cultivo todos los días bajo un microscopio (Figura 4). Cambie el HCM cada segundo día.</li>
</ol>7. Inmunoetiquetado de hepatocitos primarios en sándwiches de colágeno 3D
<ol><li>Retire los medios de los sándwiches de hepatocitos y, a continuación, lávelos cuidadosamente con PBS precalentado. Fijar los cultivos sándwich con 1 mL de 4% de paraformaldehído en PBS durante 30 min a temperatura ambiente (RT).</li>
	<li>Después de la fijación, lavar los sándwiches 3x durante 10 min en 2 mL de PBS + 0.1% Tween 20 (PBS-T).</li>
	<li>Permeabilizar células con 1 ml de glicina de 0,1 M, 0,2% de Tritón X-100 en PBS a RT durante 1 h. Lavar 3 x durante 10 min en PBS-T.</li>
	<li>Perturbe suavemente la capa superior de colágeno usando una punta de carga de 10 s conectada a una aspiración de vacío para asegurar una penetración suficiente de anticuerpos.</li>
	<li>Bloquear con 1 ml de 5% de BSA en PBS-T (es decir, solución de bloqueo) durante 2 h. Incubar con anticuerpos primarios diluidos en solución de bloqueo durante la noche a 37 oC. Lavar 3 veces durante 15 min en PBS-T.</li>
	<li>Después del lavado, incubar con anticuerpo secundario a 37oC durante 5 h. Lavar 3 veces durante 15 min en PBS-T seguido de 1 lavado con H2O destilado.</li>
	<li>Montaje con medios de montaje anti-fade (ver Tabla de Materiales)para microscopía.</li>
</ol>

<ol><li>Gissen, P., Arias, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+and+functional+hepatocyte+polarity+and+liver+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Hepatology%22%5BJournal%5D)">Structural and functional hepatocyte polarity and liver disease.</a> Journal of Hepatology. 63 (4), 1023-1037 (2015).</li>
<li>LeCluyse, E. L., Fix, J. A., Audus, K. L., Hochman, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+and+maintenance+of+bile+canalicular+networks+in+collagen-sandwiched+hepatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Toxicology+In+Vitro%22%5BJournal%5D)">Regeneration and maintenance of bile canalicular networks in collagen-sandwiched hepatocytes.</a> Toxicology In Vitro. 14 (2), 117-132 (2000).</li>
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<li>Herr, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+alpha-catenin+elicits+a+cholestatic+response+and+impairs+liver+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Loss of alpha-catenin elicits a cholestatic response and impairs liver regeneration.</a> Scientific Reports. 4, 6835(2014).</li>
<li>Yeh, T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver-specific+beta-catenin+knockout+mice+have+bile+canalicular+abnormalities%2C+bile+secretory+defect%2C+and+intrahepatic+cholestasis%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Liver-specific beta-catenin knockout mice have bile canalicular abnormalities, bile secretory defect, and intrahepatic cholestasis.</a> Hepatology. 52 (4), 1410-1419 (2010).</li>
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<li>Theard, D., Steiner, M., Kalicharan, D., Hoekstra, D., van Ijzendoorn, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+polarity+development+and+protein+trafficking+in+hepatocytes+lacking+E-cadherin%2Fbeta-catenin-based+adherens+junctions%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Biology+of+the+Cell%22%5BJournal%5D)">Cell polarity development and protein trafficking in hepatocytes lacking E-cadherin/beta-catenin-based adherens junctions.</a> Molecular Biology of the Cell. 18 (6), 2313-2321 (2007).</li>
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<li>Fu, D., Wakabayashi, Y., Ido, Y., Lippincott-Schwartz, J., Arias, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+bile+canalicular+network+formation+and+maintenance+by+AMP-activated+protein+kinase+and+LKB1%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Regulation of bile canalicular network formation and maintenance by AMP-activated protein kinase and LKB1.</a> Journal of Cell Science. 123, Pt 19 3294-3302 (2010).</li>
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<li>Sarnova, L., Gregor, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biliary+system+architecture%3A+experimental+models+and+visualization+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Research%22%5BJournal%5D)">Biliary system architecture: experimental models and visualization techniques.</a> Physiological Research. 66 (3), 383-390 (2017).</li>
<li>Talamini, M. A., Kappus, B., Hubbard, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repolarization+of+hepatocytes+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Repolarization of hepatocytes in culture.</a> Hepatology. 25 (1), 167-172 (1997).</li>
<li>Bhandari, R. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+tissue+engineering%3A+a+role+for+co-culture+systems+in+modifying+hepatocyte+function+and+viability%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering%22%5BJournal%5D)">Liver tissue engineering: a role for co-culture systems in modifying hepatocyte function and viability.</a> Tissue Engineering. 7 (3), 345-357 (2001).</li>
<li>Godoy, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+advances+in+2D+and+3D+in+vitro+systems+using+primary+hepatocytes%2C+alternative+hepatocyte+sources+and+non-parenchymal+liver+cells+and+their+use+in+investigating+mechanisms+of+hepatotoxicity%2C+cell+signaling+and+ADME%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Toxicology%22%5BJournal%5D)">Recent advances in 2D and 3D in vitro systems using primary hepatocytes, alternative hepatocyte sources and non-parenchymal liver cells and their use in investigating mechanisms of hepatotoxicity, cell signaling and ADME.</a> Archives of Toxicology. 87 (8), 1315(2013).</li>
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<li>Chalupsky, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ADAM10%2F17-Dependent+Release+of+Soluble+c-Met+Correlates+with+Hepatocellular+Damage%5BTitle%5D)+AND+%22Folia+Biologica%22%5BJournal%5D)">ADAM10/17-Dependent Release of Soluble c-Met Correlates with Hepatocellular Damage.</a> Folia Biologica. 59 (2), 76-86 (2013).</li>
<li>Li, W. C., Ralphs, K. L., Tosh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+and+culture+of+adult+mouse+hepatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Isolation and culture of adult mouse hepatocytes.</a> Methods in Molecular Biology. 633, 185-196 (2010).</li>
<li>Horner, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+Percoll+purification+on+isolation+of+primary+human+hepatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Impact of Percoll purification on isolation of primary human hepatocytes.</a> Scientific Reports. 9 (1), 6542(2019).</li>
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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El uso de cultivos de hepatocitos primarios de ratón es importante para que los estudios in vitro comprendan mejor los procesos de señalización involucrados en el establecimiento de la polarización de hepatocitos, la formación adecuada de la estructura canalicular y la secreción de bilis. Los desafíos en el aislamiento y el cultivo a largo plazo de los hepatocitos primarios de ratón en el cultivo 2D han impulsado la invención de varios enfoques técnicos con mayor efectividad de aislamiento y longevidad de células aisladas, cada una con varias ventajas y Desventajas. Ahora es ampliamente aceptado que los cultivos 2D de hepatocitos primarios imitan sólo un número limitado de atributos de la biología hepática durante un corto período de tiempo. Por lo tanto, el cultivo 3D en una disposición de sándwich de colágeno está reemplazando ampliamente las condiciones 2D, particularmente cuando se centra en la función del citoesqueleto en la biología hepática (por ejemplo, efectos tóxicos de drogas u organización espacial del transporte biliar).
Desde la década de 1980, se han descrito varios protocolos para el aislamiento de hepatocitos de ratón con varias modificaciones. El enfoque de perfusión de colagenasa en dos pasos se ha vuelto ampliamente utilizado en muchos laboratorios. La adición de centrifugación de gradiente en el protocolo de aislamiento permite la eliminación de las células muertas19,20 y aumenta significativamente el número de células viables (aquí, rutinariamente a 93%). A pesar de que este paso extiende el tiempo de manejo de las células y resulta en números de celda reducidos21,este paso se considera necesario en el cultivo de sándwich de colágeno 3D para la formación adecuada de la red canalicular bilis. Además, es más importante proceder de forma rápida y precisa durante los pasos de perfusión, lo que acorta el tiempo que se manejan las celdas.
Otros factores importantes que aumentan la viabilidad de las células y su capacidad para formar redes canaliculares en 3D es el uso de soluciones recién preparadas y la evitación de burbujas durante la perfusión. Por lo tanto, las soluciones deben prepararse el día del aislamiento de hepatocitos de ratón, y la bomba peristáltica y el tubo deben comprobarse al cambiar las soluciones. Si el protocolo se sigue de cerca, el aislamiento de los hepatocitos primarios debe tener éxito con un alto rendimiento de células viables.
Otro factor crítico en el cultivo de hepatocitos 3D a largo plazo es la fuente inicial de hepatocitos primarios que se utilizan. Es importante utilizar animales de 8 a 12 semanas de edad, que sirven como donantes óptimos de hepatocitos. El uso de hepatocitos de animales mayores no fue tan exitoso en el cultivo a largo plazo, ya que estos hepatocitos cambiaron su morfología más a menudo, se despolarizaron y dejaron de formar redes canaliculares. Además, los hepatocitos de chapado en gel de colágeno debidamente neutralizado formado a partir de una solución relativamente altamente concentrada es un paso vital. En la mayoría de los protocolos, se utilizan concentraciones de aproximadamente 1 mg/ml. Después de muchas optimizaciones, una concentración de 1,5 mg/ml es óptima para el cultivo de hepatocitos a largo plazo y proporciona hepatocitos altamente organizados con canaluli biliar formado.
Este protocolo fácil de seguir permite el cultivo a largo plazo de hepatocitos primarios de ratón. Los resultados representativos demuestran un amplio espectro de uso para hepatocitos de ratón primarios cultivados en 3D al estudiar el papel de los componentes citoesqueléticos en la formación de canales biliares.

Los hepatocitos, las estructuras celulares centrales del hígado que son responsables de sus funciones metabólicas, son células epiteliales polarizadas de forma única. Su polarización, que aparece en los mamíferos poco después del nacimiento, resulta en la formación de la red canalicular biliar y es esencial para la secreción biliar adecuada. Las membranas apicales de los hepatocitos forman colectivamente los canales biliares, mientras que las membranas basales permanecen en contacto con el endotelio de los sinusoides. La pérdida de polarización de hepatocitos conduce a la redistribución de los transportadores de bilis y resulta en procesos patológicos relacionados con la retención de bilis en el hígado (es decir, colestasis).
El establecimiento y mantenimiento de la polarización de hepatocitos y el desarrollo de canales biliares implican mecanismos complejos. Los procesos subyacentes dependen de la interacción colectiva entre el citoesqueleto de hepatocitos, los contactos de células celulares y las interacciones con la matriz extracelular1. El citoesqueleto de hepatocitos consta de las tres redes de filamentos, el citoesqueleto de actina, microtúbulos y filamentos intermedios, que proporcionan soporte estructural para la formación canalicular. El papel diferencial de los componentes citoesqueléticos en la regeneración y el mantenimiento de las redes canaliculares biliares se ha ilustrado previamente in vitro en los cultivos de hepatocitos de colágeno-sandwich3D 2.
Los microfilamentos y microtúbulos de Actin son importantes durante las etapas iniciales de la polarización de la membrana de hepatocitos en los sitios de canaliculus generación2. El citoesqueleto actino establece la estructura y función de los canales biliares, formando microfilamentos asociados a la membrana y el anillo circunferencial, apoyando así la arquitectura canalicular e insertando el citoesqueleto de actina en las uniones apretadas y adheridas3. El anillo de filamentos intermedios de queratina fuera del citoesqueleto de actina estabiliza aún más la estructura canalicular3.
La importancia de las proteínas en los complejos de unión de hepatocitos en la organización de la arquitectura de los canales biliares ha sido bien documentada en varios modelos de ratón noqueados, que muestran canales distorsionados en ratones que carecen de proteínas de unión herméticasy/oadheridas 4,5,6. Se ha demostrado que la deleción de la proteína de unión adheridas -catenina conduce a la desorganización del citoesqueleto de actina de hepatocitos, dilatación de lúmenes canaliculares biliares, uniones apretadas con fugas y, de manera efectiva, a un fenotipo colestásico4. Por otra parte, los estudios in vitro han demostrado la importancia de los componentes de unión adheridos E-cadherin a -catenina en la remodelación del flujo apical hepatocelular y el tráfico de proteínas7.
Sorprendentemente, la ablación del citoesqueleto de proteína reticulante plectina, que es el principal organizador de la queratina, ha revelado fenotipos comparables a los vinculados al citoesqueleto de actina8. Esto sugiere un papel crítico de los filamentos intermedios de queratina en el soporte de la estructura canalicular. Los estudios in vitro que utilizan sándwiches de colágeno de hepatocitos 3D también han demostrado la importancia de la proteína quinasa activada por AMP y su activador ascendente LKB1 en la formación de la red bililículo9. Estos hallazgos fueron confirmados posteriormente por estudios in vivo posteriores10,11. Por lo tanto, ha quedado claro que los estudios in vitro son necesarios para promover la comprensión de los procesos de señalización involucrados en el establecimiento de la polarización de hepatocitos, la formación adecuada de la red canalicular y la secreción de bilis.
Un desafío importante en el estudio de los procesos relacionados con la formación canalicular biliar y su respuesta a situaciones patológicas in vitro es el uso de condiciones de cultivo celular que se asemejan mucho a la situación in vivo12. Los hepatocitos primarios recién aislados no están polarizados; por lo tanto, pierden su función, morfología y canallíticobiliarbilis biliares funcionales en condiciones de cultivo 2D (por ejemplo, cambios en la regulación genética, polarización y desdiferenciación13,14,15). A pesar de este hecho, los hepatocitos recién aislados reflejan más de cerca la naturaleza del hígado invivo, a diferencia de las líneas celulares derivadas del hígado16. A pesar de que se han utilizado en el pasado, las líneas celulares inmortalizadas no ejercen la morfología característica epitelial de los hepatocitos, y los lúmenes canaliculares biliares formados por estas células se asemejan mal al hígado canalcíuli7. Recientemente, los cultivos 3D de hepatocitos primarios, tanto de ratones como de ratas, se han convertido en una herramienta útil para investigar los procesos implicados en la formación de redes canaliculares biliares in vitro9. Los hepatocitos primarios cultivados entre dos capas de colágeno (denominado cultivo de sándwich de colágeno 3D) pueden repolarizarse en varios días. Debido a las altas exigencias técnicas requeridas al cultivar hepatocitos de ratón en sándwiches de colágeno 3D, aquí presentamos un protocolo complejo para aislar, cultivar e inmunoetiquetar hepatocitos de ratón incrustados en sándwiches de colágeno 3D con el fin de caracterizar la implicación de los componentes citoesqueléticos durante la formación canalicular biliar.

<table><tbody><tr><td>Placa de cultivo de 35 mm tratada con TC</td><td>Corning</td><td>430165</td><td></td></tr><tr><td>50 mL Tubos de centrífuga, SuperClear, ultra alto rendimiento</td><td>VWR</td><td>525-0156</td><td></td></tr><tr><td>70 y micro; m colador de células de nylon</td><td>Biologix</td><td>15-1070</td><td></td></tr><tr><td>Fracción de albúmina V</td><td>ROTH</td><td>8076.4</td><td></td></tr><tr><td>Cánula de arteriotomía (1 mm)</td><td>Medtronic</td><td>31001</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de calcio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5655</td><td></td></tr><tr><td>Colágeno I. de cola de rata (3 mg/ml)</td><td>Corning</td><td>354249</td><td></td></tr><tr><td>Colagenasa (de Clostridium hystolyticum)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C5138</td><td></td></tr><tr><td>D(+) glucosa monohidrato</td><td>ROTH</td><td>6780.1</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio de disección</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 508</td><td></td></tr><tr><td>DMEM, alta glucosa</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D6429</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>ROTH</td><td>3054.2</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Gibco</td><td>10270-106</td><td></td></tr><tr><td>glucagón</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G-2044</td><td></td></tr><tr><td>Glicina</td><td>Pufferan</td><td>G 05104</td><td></td></tr><tr><td>Heparina (5000 U/mL)</td><td>Zentiva</td><td>8594739026131</td><td></td></tr><tr><td>Hidrocortisona</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H0888</td><td></td></tr><tr><td>Insulina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I9278</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa de insulina (30G)</td><td>BD Medical</td><td>320829</td><td></td></tr><tr><td>Sulfato de magnesio Heptahidratado</td><td>ROTH</td><td>T888.1</td><td></td></tr><tr><td>pinza microquirúrgica</td><td>FST</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>pinza microquirúrgica</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>tijera microquirúrgica</td><td>FST</td><td>15025-10</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehído</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6148</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina-Estreptomicina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P4333</td><td></td></tr><tr><td>Percoll</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P1644</td><td></td></tr><tr><td>Bomba peristáltica Minipuls Evolution</td><td>Gilson</td><td>F110701, F110705</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de</td> potasio <td>ROTH</td><td>6781.1</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de potasio monobásico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5655</td><td></td></tr><tr><td>ProLong Gold Mountant Antidecoloración Thermo</td><td>Fischer Scientific</td><td>P10144</td><td></td></tr><tr><td>Centrífuga</td> <td>refrigeradaEppendorf</td><td>5810 R</td><td></td></tr><tr><td>Cubreobjetos redondos, 30 mm, grosor 1,5</td><td>VWR</td><td>630-2124</td><td></td></tr><tr><td>Trenzado de seda negro</td><td>Chirmax</td><td>EP 0,5 &ndash; USP 7/0</td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de sodio</td><td>ROTH</td><td>3957.1</td><td></td></tr><tr><td>Carbonato de hidrógeno de sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>30435</td><td></td></tr><tr><td>Hidróxido de sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>221465</td><td></td></tr><tr><td>Hidróxido de sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8045</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de sodio dibásico dihidratado</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>30435</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa 2 ml</td><td>Chirana</td><td>CH002L</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X100</td><td></td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P1379</td><td></td></tr><tr><td>Baño de agua</td><td>Nuve</td><td>NB 9</td><td></td></tr><tr><td>Whatman filtros de membrana nylon, tamaño de poro 0.2 &mu; m, diámetro 47 mm</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>WHA7402004</td><td></td></tr><tr><td>Whatman Papeles indicadores de pH, pH 6.0-8.1</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>2629-990</td><td></td></tr><tr><td>Zoletil</td><td>Vibrac</td><td>VET00083</td><td></td></tr></tbody></table>

aislamiento y cultivo de sándwich de colágeno 3d de hepatocitos primarios de ratón para estudiar el papel del citoesqueleto en la formación canalicular de bilis en vitro

Isolation and 3D Collagen Sandwich Culture of Primary Mouse Hepatocytes to Study the Role of Cytoskeleton in Bile Canalicular Formation In Vitro

Los hepatocitos son las células centrales del hígado responsables de su función metabólica. Como tal, forman un epitelio polarizado de forma única, en el que dos o más hepatocitos contribuyen con membranas apicales a formar una red canalicular biliar a través de la cual se secreta la bilis. La polarización de hepatocitos es esencial para la correcta formación canalicular y depende de las interacciones entre el citoesqueleto de hepatocitos, los contactos de células celulares y la matriz extracelular. Los estudios in vitro de la afectación del citoesqueleto de hepatocitos en la formación de canales y su respuesta a situaciones patológicas se ven perjudicados por la falta de cultivo celular, que se asemejaría mucho a la estructura de la red canaliculi in vivo. Aquí se describe un protocolo para el aislamiento de hepatocitos de ratón del hígado de ratón adulto utilizando una técnica de perfusión de colagenasa modificada. También se describe la producción de cultivo en un ajuste de sándwich de colágeno 3D, que se utiliza para la inmunoetiquetado de componentes citoesqueléticos para estudiar la formación canalicular bilis y su respuesta a los tratamientos in vitro. Se ha demostrado que los cultivos de sándwiches de colágeno 3D de hepatocitos responden a tratamientos con toxinas (etanol) o fármacos que alteran el citoesqueleto de actina (por ejemplo, blebbistatin) y sirven como una herramienta valiosa para estudios in vitro de la formación y función de los canalulis biliares.

Los hepatocitos primarios del ratón fueron aislados y sembrados en sándwiches de colágeno 3D. Los canales biliares entre dos células adyacentes comenzaron a formarse dentro de varias horas después de la sembración. Las células formaron racimos y se autoorganizaron en una red regular aproximada de canales biliares dentro de 1 día(Figura 4). Dentro de 3-6 días, por lo general se observaron racimos de 5-10 células, con hepatocitos completamente polarizados formando una red canalicular(Figura 4).
Tratamiento de hepatocitos primarios de ratón en sándwiches de colágeno 3D con toxina (etanol) o fármacos que alteran el citoesqueleto (por ejemplo, blebbistatin, ácido okadaico) dio lugar a cambios en el citoesqueleto de hepatocitos, ancho de canaliculi, forma y número de canaliculi biliares ilustrados por inmunoetiquetado con un anticuerpo a la queratina 8 (la queratina más abundante en hepatocitos), faloidina (visualización de F-actina), y anticuerpos a proteína de unión apretada zonu zonu ocludens-1 (ZO-1; Figura 5).
El tratamiento del etanol sólo tuvo un efecto leve en la organización de la queratina 8; sin embargo, aumentó la tortuosidad (como se ve a partir de la tinción de F-actina) y la distribución de los anchos canaliculares biliares(Figura 5). La intensidad de la señal de la tinción ZO-1 disminuyó en los canales biliares tratados con etanol en comparación con los controles no tratados, lo que sugiere una pérdida de uniones estrechas después del tratamiento con etanol. La inhibición de la contractilidad de actomiosina con blebbistatin afectó significativamente la forma y el número de canales biliares. La red canalicular regular se reorganizó, en comparación con los hepatocitos no tratados, en canales biliares de forma desordenada con una mayor incidencia de canales biliares redondeados gruesos en lugar de largos delgados (como se ve en el histograma de anchos canaliculares).
Además, el tratamiento con ácido okadaico (OA) que inhibe las fosfatasas afectó fuertemente las propiedades físicas de las queratinas, como se ha demostrado anteriormente8,17. OA cambia la solubilidad de los filamentos de queratina; por lo tanto, el tratamiento dio lugar a una profunda reorganización de la malla de queratina, que se derrumbó en grandes agregados perinucleares. Tanto la F-actina como la proteína de unión estrecha ZO-1 no fueron localizadas en ninguna estructura en particular, lo que sugiere la desaparición casi completa de los canales biliares organizados y una pérdida completa de polaridad de hepatocitos. Los canales biliares restantes se redujeron significativamente en comparación con los controles no tratados, como se ve en el histograma de ancho canalicular(Figura 5).
Para correlacionar las observaciones microscópicas de los cambios en el citoesqueleto de hepatocitos con la respuesta bioquímica hepatocelular al tratamiento, el protocolo también midió los niveles de alanina aminotransferasa (ALT) y aspartato transaminasa (AST) (dos enzimas hepáticas que se utilizan comúnmente como marcadores de lesión hepatocelular) en sobrenadante de los sándwiches de colágeno 3D(Figura 6)18. El tratamiento con etanol elevó significativamente los niveles de ALT y AST, lo que sugiere una lesión hepatocelular grave. El tratamiento con Blebbistatin no dio lugar a cambios considerables en los niveles de ALT y AST en comparación con el tratamiento con ácido okadaico, que desencadenó cambios bioquímicos leves con aumentos de los niveles de ALT, pero no cambios en los niveles de AST. Por lo tanto, los marcadores bioquímicos de lesión hepatocelular medidos in vitro a partir de sobrenadant espatocitos se correlacionan con los cambios citoesqueléticos observados por inmunostainismo.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60507/60507fig1v2.jpg"> Figura 1: Configuración experimental. (A) El ratón fijado en posición supina, se coloca bajo un microscopio de disección antes de la cirugía. Todos los instrumentos quirúrgicos requeridos se colocan en una bandeja. ( B ) La suitedeperfusión durante la perfusión hepática del ratón que muestra tubos de silicona que conectan el depósito con el búfer caliente y el ratón perfundido. (C) Representación esquemática de B. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60507/60507fig1v2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60507/60507fig2v2.jpg"> Figura 2: Apertura de la cavidad abdominal y cannulación de la CIV. El abdomen se abre con una incisión en forma de V desde el área púbica hasta las patas delanteras. La piel se dobla sobre el pecho para exponer y agrandar la cavidad abdominal. Para exponer el CIV, los intestinos y el colon se mueven cuidadosamente durante la dosis. (A, B) Antes de la cannulación de la CIV, los lóbulos hepáticos deben reposicionarse presionando hacia arriba hasta el diafragma con un hisopo de algodón humedecido por PBS. El CIV se separa cuidadosamente de los tejidos circundantes, y se coloca una sutura de seda alrededor del CIV cerca del hígado. El panel B representa los esquemas de la cavidad abdominal que se muestran en el panel A. Se indican los lóbulos hepáticos, el intestino, la vena cava inferior (IVC, rojo) y las suturas. (C) La heparina se inyecta en la vena porta (PV, flecha) con una jeringa de insulina (30 G de aguja doblada en ángulo de 45o). (D) Para canalizar el hígado, el CIV se incisa directamente junto al hígado (debajo de la sutura). (E) La cánula se inserta y se fija con suturas atando dos nudos quirúrgicos. (F) La vena del portal está completamente cortada para permitir la salida libre del búfer, evitando la expansión del hígado. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60507/60507fig2alarge.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60507/60507fig3v2.jpg"> Figura 3: Imágenes hepáticas representativas antes y después de la perfusión. (A, B) El hígado canulado fue resecado y perfundido durante 12 minutos a un caudal de 2,5 ml/min. Tenga en cuenta el hígado significativamente decolorado después de la perfusión (B) en comparación con el hígado recién resecado (A). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60507/60507fig3alarge.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60507/60507fig4v2.jpg"> Figura 4: Cultivo de sándwich de colágeno 3D de hepatocitos primarios de ratón. Imágenes representativas de campo brillante de hepatocitos primarios de ratón cultivados durante 1, 2 y 3 días en condiciones 3D. Cabe señalar que los grupos más grandes de células altamente organizadas se forman después de 3 días en el cultivo. Las áreas en caja muestran imágenes magnificadas de 3x. Las puntas de flecha indican los canales biliares. Barra de escala a 100 m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60507/60507fig4alarge.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60507/60507fig5v2.jpg"> Figura 5: Evaluación de la respuesta morfológica al estrés tóxico mediante microscopía inmunofluorescente. Los hepatocitos primarios de ratón cultivados en sándwiches de colágeno 3D fueron tratados con toxinas (etanol, blebbistatin o ácido okadaico) en el día 3 del cultivo. Las células fijas se tiñieron para visualizar los componentes citoesqueléticos: queratina 8 (verde), F-actina (rojo) y zonula occludens-1 (ZO-1, magenta) por inmunofluorescencia. El tratamiento tóxico condujo a la desorganización de los componentes citoesqueléticos visualizados, y redujo el número y aumentó la tortuosidad de los canales biliares. Los anchos canaliculares se midieron tanto en hepatocitos no tratados como tratados y se representan como histogramas de distribución de anchos. Las puntas de flecha indican los canales biliares. Barra de escala a 100 m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60507/60507fig5alarge.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60507/60507fig6v2.jpg"> Figura 6: Análisis bioquímico de la respuesta de los sándwiches de colágeno de hepatocitos 3D a lesiones tóxicas in vitro. ALT y AST, marcadores bien establecidos de lesión hepatocelular, se midieron en sobrenadante a partir de sándwiches de colágeno de hepatocitos 3D tratados con toxinas (etanol, blebbistatin y ácido okadaico). LA ALT y la AST se elevaron en las células tratadas en comparación con las no tratadas. Los datos se notifican como medios aritméticos - SEM. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60507/60507fig6alarge.jpg" target="_blank">Por favor, haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="2">Solución de stock A (10x)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Reactivo</td>
			<td>Concentración final (g/litro)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Nacl</td>
			<td>80</td>
		</tr>
<tr>
<td>Kcl</td>
			<td>4</td>
		</tr>
<tr>
<td>MgSO4x 7H2O</td>
			<td>1.97</td>
		</tr>
<tr>
<td>Na2HPO4x 2H2O</td>
			<td>0.598</td>
		</tr>
<tr>
<td>KH2PO4
</td>
			<td>0.6</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 1: Solución de stock Una receta.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="2">Solución de stock B (10x)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Reactivo</td>
			<td>Concentración final (g/litro)</td>
		</tr>
<tr>
<td>Nacl</td>
			<td>69</td>
		</tr>
<tr>
<td>Kcl</td>
			<td>3.6</td>
		</tr>
<tr>
<td>KH2PO4
</td>
			<td>1.30</td>
		</tr>
<tr>
<td>MgSO4x 7H2O</td>
			<td>2.94</td>
		</tr>
<tr>
<td>CaCl2
</td>
			<td>2.772</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 2: Receta de la solución B de stock.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="2">Solución C</td>
		</tr>
<tr>
<td>Reactivo</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Solución de stock A (10x)</td>
			<td>5 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>NaHCO3
</td>
			<td>0.1094 g</td>
		</tr>
<tr>
<td>Egta</td>
			<td>0.0095 g</td>
		</tr>
<tr>
<td>dH2O</td>
			<td>a 50 mL</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 3: Receta C de la solución de stock.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="2">Solución D</td>
		</tr>
<tr>
<td>Reactivo</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Solución de stock A (10x)</td>
			<td>3 ml</td>
		</tr>
<tr>
<td>NaHCO3
</td>
			<td>0.065 g</td>
		</tr>
<tr>
<td>CaCl2
</td>
			<td>0.0125 g</td>
		</tr>
<tr>
<td>dH2O</td>
			<td>a 30 ml</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 4: Receta D de la solución de stock.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="2">Solución E</td>
		</tr>
<tr>
<td>Reactivo</td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td>Solución de stock B (10x)</td>
			<td>5 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>NaHCO3
</td>
			<td>0,1 g</td>
		</tr>
<tr>
<td>Glucosa</td>
			<td>0.045 g</td>
		</tr>
<tr>
<td>dH2O</td>
			<td>a 50 mL</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabla 5: Receta E de la solución de stock.

Aquí se presenta un protocolo para el aislamiento de hepatocitos de ratón de hígados de ratón adultos utilizando una técnica de perfusión de colagenasa modificada. También se describe el cultivo a largo plazo de hepatocitos en un ajuste de sándwich de colágeno 3D, así como la inmunoetiquetado de los componentes citoesqueléticos para estudiar la formación canalicular biliar y su respuesta al tratamiento.

Aislamiento y cultivo de sándwich de colágeno 3D de hepatocitos primarios de ratón para estudiar el papel del citoesqueleto en la formación canalicular de bilis en Vitro

Hepatocytes are the central cells of the liver responsible for its metabolic function. As such, they form a uniquely polarized epithelium, in which two or ...

Este protocolo facilita el aislamiento y el cultivo reproducible a largo plazo de los hepatocitos de ratón en un entorno sándwich de colágeno 3D para estudiar la formación de la estructura canónica y su respuesta al tratamiento in vitro. Una vez dominada la técnica, es un método rápido para obtener grandes volúmenes de población de hepatocitos de ratón altamente viables y puros para estudios in vitro. Demostrando el procedimiento estará Lenka Sarnova, una técnico de nuestro laboratorio.El día antes del aislamiento primario de hepatocitos, añadir 100 microlitros de 10X DMEM, 485 microlitros de agua destilada y 15 microlitros de un hidróxido de sodio molar en 500 microlitros a colágeno de cola de rata uno. Compruebe el pH del colágeno neutralizado. Debería ser alrededor de 7.5.Usando una punta de pipeta pre-enfriada de 200 microlitros, esparza 100 microlitros de la solución de colágeno neutralizado sobre cada una de las placas de cultivo de plástico de 3,5 centímetros de diámetro sobre hielo y coloca los platos en condiciones de cultivo estándar durante la noche. A la mañana siguiente, rehidrata las capas de colágeno con un mililitro de 37 grados Celsius PBS por plato durante al menos tres horas a 37 grados centígrados. Para aislar el hígado, después de confirmar la falta de respuesta al pellizco del dedo del dedo del otro, coloque el ratón anestesiado en una estera de disección en la posición supina y pegue las extremidades inferior y superior a la estera.Swab el abdomen con 70%etanol y hacer una incisión en forma de V desde el área púbica a cada extremidad delantera. Dobla la piel sobre el pecho para descubrir la cavidad abdominal y coloca la estera debajo de un microscopio diseccionado. Mueva el intestino delgado y el colon en la dirección caudal para exponer el CIV y cargue una jeringa de dos mililitros con 2,5 mililitros de solución celsius de 37 grados C.Conecte la jeringa a la cánula y utilice un hisopo de algodón empapado de PBS para presionar el hígado hasta el diafragma.Coloque una sutura empapada alrededor de la CIV justo debajo del hígado. A continuación, utilizando una jeringa de insulina equipada con una aguja de calibre 30 doblada a un ángulo de 45 grados, inyecte 10 microlitros de 5.000 unidades por mililitro de heparina en la vena porta. Para cannular el hígado, utilice tijeras microquirúrgicas para hacer una pequeña incisión en el CIV directamente al lado del hígado e inserte la cánula en la incisión.Asegure la cánula en su lugar con suturas y dos nudos quirúrgicos y corte la vena porta para permitir que los tampones de perfusión fluyan desde el hígado. A continuación, presione lentamente el émbolo de la jeringa para perfundir el hígado con dos mililitros de la solución durante un período de unos 15 segundos. Cuando se haya entregado toda la solución, rellene previamente una bomba peristáltica con solución C de 37 grados Celsius fresca y compruebe el aparato de perfusión para asegurarse de que no hay burbujas de aire en el sistema.Desconecte cuidadosamente la cánula de la jeringa y conecte rápidamente pero cuidadosamente el tubo de la bomba peristáltica en funcionamiento a la cánula. Inicie inmediatamente la perfusión a un caudal de 2,5 mililitros por minuto. Después de dos minutos, cambie a la solución D y continúe la perfusión durante 10 minutos adicionales.Al final de la perfusión, cosecha cuidadosamente el hígado en un tubo cónico de 50 mililitros que contiene 20 mililitros de solución de 37 grados Celsius E.To aislar los hepatocitos primarios, sosteniendo el hígado por la cánula, frotar el tejido alrededor de la pared del tubo para golpear a los hepatocitos en el tampón. Cuando todo el tejido haya sido machacado, transfiera la lodo tisular a un colador de nylon de poro de 70 micrómetros para filtrar las células aisladas en un nuevo tubo de 50 mililitros. Sedimentar las células hepáticas por centrifugación y resuspend el pellet en 20 mililitros de 40%Percoll en DMEM.Separar las células vivas y muertas por centrifugación y resuspender el pellet en 20 mililitros de solución E.Después de centrifugar las células de nuevo, resuspend el pellet en 10 mililitros de solución fresca E para el recuento. Después del conteo, ajuste el recuento de hepatocitos primarios a 3,75 veces 10 a las cinco células viables por mililitro del medio de cultivo de hepatocitos. Para cultivar los hepatocitos primarios aislados en sándwiches de colágeno 3D, utilice una pipeta de un mililitro para distribuir uniformemente dos mililitros de células en cada plato recubierto de colágeno de 3,5 centímetros de diámetro.Coloque las células en la incubadora de cultivo celular durante tres horas. Durante la incubación, preparar 100 microlitros de colágeno neutralizado de cola de rata una solución por plato como se ha demostrado. Al final de la incubación, reemplace cuidadosamente las células medianas y no asociadas con 100 microlitros de colágeno neutralizado por plato y devuelva las placas a la incubadora de cultivo celular durante una hora.Cuando el colágeno se haya solidificado, añadir cuidadosamente dos mililitros de medio de cultivo de hepatocitos frescos a cada plato y devolver los cultivos a la incubadora durante tres a ocho días comprobando los cultivos diariamente bajo el microscopio. Para el inmunoetiquetado de los hepatocitos primarios dentro de los sándwiches de colágeno 3D, lave cada sándwich cuidadosamente con PBS de 37 grados Celsius y fije los cultivos con un mililitro de 4%paraformaldehído en PBS por plato durante 30 minutos a temperatura ambiente. Al final de la fijación, lave los platos tres veces durante 10 minutos en dos mililitros de PBS complementados con 0,1%Tween 20 por lavado.Después del último lavado, permeabilizar las células con un mililitro de 0.1 molar glicina y 0.2%Triton X-100 en PBS durante una hora a temperatura ambiente seguido de tres lavados en PBS más Tween 20 como acaba de demostrar. A continuación, utilice una punta de carga de 10 microlitros conectada a un vacío para perturbar suavemente la capa superior de colágeno y bloquear cualquier unión no específica con un mililitro de albúmina sérica bovina al 5% en Tween PBS durante dos horas. Al final de la incubación, añadir los anticuerpos primarios de interés diluidos en solución de bloqueo a cada plato e incubar durante la noche a 37 grados centígrados.A la mañana siguiente, lave los platos con tres lavados de 15 minutos en PBS Tween seguidos de etiquetado con los anticuerpos secundarios apropiados a 37 grados centígrados durante cinco horas. Al final de la incubación, lave los cultivos dos veces con PBS Tween y una vez con agua destilada como se demostró antes de montar el plato con medio de montaje anti-fade para microscopía. Dentro de un día de siembra en sándwiches de colágeno 3D, los hepatocitos primarios de ratón formaron racimos y se organizaron automáticamente en una red aproximadamente regular de canaleliuli biliar.En un plazo de tres a seis días, se observan grupos de cinco a 10 células con hepatocitos completamente polarizados que forman una red canalicular. El tratamiento con drogas que alteran la toxina o el citoesqueleto da lugar a cambios en el citoesqueleto del hepatocito y el ancho, la forma y el número de canaliculi biliar. Aunque el tratamiento con etanol sólo presenta un efecto leve en la organización de la queratina 8, aumenta la tortuosidad y distribución de las anchuras canaliculares biliares.La intensidad de la señal de la tinción DE ZO-1 disminuye en canaluli biliar tratado con etanol en comparación con los controles no tratados que sugieren una pérdida de unión de tipo después del tratamiento con etanol. La inhibición de la contractilidad de la actomiosina con Blebbistatin induce la formación de canaliculi biliar redondeado, grueso y con forma desordenada. Además, el tratamiento con ácido okadaico inhibe las fosfatasas afectando fuertemente las propiedades físicas de las queratinas y resultando en canalículo biliar que se estrechan significativamente en comparación con los controles no tratados.Además, el tratamiento con etanol eleva significativamente los niveles de alanina y amino transferases de aspartato que sugieren lesión hepatocelular grave, mientras que el tratamiento con Blebbistatina no conduce a ningún cambio en los niveles de transaminasa y el tratamiento con ácido okadaico desencadena cambios bioquímicos leves en la alanina aminotransferasa pero ningún cambio en la expresión de aspartato aminotransferasa. Es importante seguir trabajando con relativa rapidez durante la cánula y al principio de la perfusión y evitar que las burbujas entren en el sistema de perfusión. Los lysates celulares se pueden recolectar en pozos duplicados para proteínas de interés para determinar si se producen cambios en la expresión de proteínas y/o en las etapas de activación durante el tratamiento.

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Investigación

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Biology

Biología

Hepatocitos primarios proporcionará una herramienta valiosa para evaluar las funciones bioquímicas, moleculares y metabólicos en un sistema experimental fisiológicamente relevantes. Se describe un protocolo fiable para la rata en la perfusión del hígado in situ, que constantemente genera hepatocitos viables hasta to1.0 ×...

Aislamiento y cultivo primario de células hepáticas de ratas

Una técnica para aislar cholangiocytes de los conductos biliares extrahepáticos de ratones recién nacidos se describe. Los conductos están meticulosamente disecados, y luego las células se aíslan por consecuencia en geles de colágeno gruesas. Este método proporciona una herramienta útil para el estudio del desarrollo de vías biliares extrahepáticas y patología.

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Aquí, se muestra un enfoque enzimático para aislar hepatocitos primarios de ratones adultos, y se describe la cuantificación de una respuesta inflamatoria mediante ELISA y PCR en tiempo real.

La inducción de una respuesta inflamatoria en la Primaria hepatocitos culturas de ratones

Aquí, presentamos un protocolo para el aislamiento de hepatocitos primario de ratón sano y funcional. Para detectar la síntesis hepática de la proteína naciente por substrato etiquetado no radiactivo se instrucciones para ayudar a comprender los mecanismos subyacentes a la síntesis de proteínas en el marco de la homeostasis del metabolismo energético en el hígado.

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Este protocolo describe la producción de un sistema de 3 dimensiones organoide ratón vía biliar extrahepática. Estos organoides biliares se pueden mantener en cultivo a estudiar biología de cholangiocyte. Organoides biliares expresan marcadores de progenitoras y células biliares y están compuestas de células epiteliales polarizadas.

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Los hepatocitos primarios son una herramienta valiosa para estudiar la respuesta hepática y el metabolismo in vitro. Utilizando reactivos disponibles comercialmente, se desarrolló un protocolo mejorado de tiempo y mano de obra eficiente para el aislamiento de hepatocitos primarios de ratón.

Un protocolo mejorado de tiempo y mano de obra eficiente para el aislamiento de hepatocitos primarios en ratones

Este protocolo detalla el uso de un catéter intravenoso especial, tubos desechables estériles estandarizados, control de temperatura complementado con monitoreo en tiempo real y un sistema de alarma para el procedimiento de perfusión de colagenasa de dos pasos para mejorar la consistencia en la viabilidad, el rendimiento y la funcionalidad de los hepatocitos primarios aislados de ratas.

Aislamiento de hepatocitos primarios de rata con control de perfusión multiparamétrico

Aquí describimos y demostramos un protocolo para el aislamiento primario de células endoteliales sinusoidales sinusoidales hepáticas (LSEC) del ratón. El protocolo se basa en la perfusión de colagenasa hepática, la purificación de células no parentales por centrifugación de baja velocidad y la selección de perlas magnéticas CD146. También fenotipo y caracterizamos estos LSEC aislados mediante citometría de flujo y microscopía electrónica de barrido.

Aislamiento y caracterización de células endoteliales sinusoidales sinusoidales hepáticas primarias de ratón

Este protocolo presenta una técnica optimizada de perfusión hepática de colagenasa en dos pasos en un modelo de rata y muestra el uso de hepatocitos aislados para el cultivo in vitro a largo plazo de organoides 3D.

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Pruebas de sensibilidad visual de las lagartijas con un paradigma de condicionamiento operante que utiliza la reproducción de vídeo de puntos aleatorios kinematograms e invertebrados generadas por ordenador.

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Aislamiento y cultivo de sándwich de colágeno 3D de hepatocitos primarios de ratón para estudiar el papel del citoesqueleto en la formación canalicular de bilis en Vitro (Video) | JoVE Journal

Aislamiento y cultivo de sándwich de colágeno 3D de hepatocitos primarios de ratón para estudiar el papel del citoesqueleto en la formación canalicular de bilis en Vitro

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