Name: Grabación electrofisiológica inalámbrica de las neuronas por tetrodes móviles en la natación libre de peces (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 14 s
Description: Aprende a registrar señales neuronales extracelulares en peces nadando libremente usando tetrodos móviles inalámbricos. Este método permite estudiar los mecanismos neuronales del comportamiento natural en tiempo real.

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Estamos agradecidos a Nachum Ulanovsky y a los miembros del laboratorio de Ulanovsky por toda su ayuda. Además, estamos agradecidos a Tal Novoplansky-Tzur por la asistencia técnica útil. Agradecemos el apoyo financiero de THE ISRAEL SCIENCE FOUNDATION - FIRST Program (subvención no 281/15), y el Helmsley Charitable Trust a través de la Iniciativa de Robótica Agrícola, Biológica y Cognitiva de la Universidad Ben-Gurion del Negev.

Todos los procedimientos de cirugía deben ser aprobados por los comités de ética local sobre bienestar animal (por ejemplo, IACUC).
1. Construcción de la carcasa Microdrive
<ol><li>Para construir la carcasa, corte una placa de latón de 1 mm de ancho en una placa de 19 mm x 29 mm x 1 mm utilizando una sierra. Corte dos aberturas de 5,5 mm en cada uno de los lados largos perpendiculares al borde, de modo que cada abertura esté a 6,5 mm de distancia de los lados estrechos(Figura 2A).</li>
	<li>Usando alicates, doble el área entre las hendiduras en los lados largos hacia adentro, luego doble la parte inferior hacia adentro y el lado superior hacia afuera para obtener la carcasa(Figura 2B,C).</li>
	<li>Usando una broca de 3 mm, haga agujeros para tornillos en la carcasa de la microunidad. NOTA: Estos orificios se utilizarán más adelante para fijar la carcasa a la caja del registrador(Figura 2D).</li>
	<li>Soldar los lados de la carcasa.</li>
	<li>Usando un archivo circular fino, genere una pequeña hendidura semicircular de 1,5 mm en radio en la parte inferior de la carcasa(Figura 2E). NOTA: Esto se utilizará más adelante para insertar el tubo de acero inoxidable para guiar los electrodos.</li>
	<li>Utilice una broca de 1 mm para hacer un agujero en la parte posterior de la carcasa para los tetidas(Figura 2F). NOTA: Un modelo 3D de la carcasa se encuentra en el archivo de alojamiento suplementario.stl.</li>
</ol>2. Construcción del Microdrive
<ol><li>Con un cortador, rompa una pieza de tres pines de una tira de cabezal de pasador macho de una sola fila (Figura 1H). Con alicates, extraiga el pasador central.</li>
	<li>Con una fresa, corte los pasadores restantes a 10 mm de longitud (2 mm menos que la longitud del tornillo). Otra posibilidad es utilizar un tornillo más largo (ver paso 2.4).</li>
	<li>Taladre un agujero utilizando una broca #65 a través del agujero del pasador central. Taladre un hilo con un grifo de 00 a 99.</li>
	<li>Montar el micromotor y las placas de latón (7,5 mm x 2,5 mm x 0,6 mm, ver Figura suplementaria 4) de forma que las placas de latón toquen los pasadores. Inserte un tornillo (cabezal redondo #00-90, 12 mm, latón) a través de la primera placa de latón, luego a través de la rosca del cabezal del pasador y la segunda placa de latón. Por último, coloque una tuerca en el tornillo y apriete suavemente la microunidad montada.</li>
	<li>Soldar los pasadores junto con las placas de latón, y la tuerca con la punta del tornillo.</li>
	<li>Soldar el micromotor en la carcasa de microdrive en cuatro puntos en los lados de las placas de latón microdrive.</li>
	<li>Corte un tubo de acero inoxidable de 6 mm de largo con un diámetro interior de 1,5 mm y otro tubo de acero inoxidable de 3 mm de largo con un diámetro interior de 1,2 mm. Pulir los extremos de los tubos para evitar extremos afilados.</li>
	<li>Pegue el tubo de 6 mm de largo a la pequeña hendidura semicircular en la parte inferior de la carcasa de micromotor utilizando epoxi. Pegue el acero inoxidable de 3 mm de largo en el cabezal del pasador, alineado con el tubo de 6 mm de largo en la carcasa.</li>
	<li>Corte dos segmentos de tubo de silicona de 5 cm de largo con diámetro de 0,64 mm y un tubo de poliimida de 5 cm de largo con diámetro de 0,250 mm.</li>
	<li>Inserte los tres tubos en los dos tubos de acero inoxidable. Pegue los tubos al tubo de acero inoxidable unido al cabezal del pasador utilizando pegamento de cianoacrilato. Atornille el micromotor y corte el exceso de tubos de la parte superior e inferior de los dos tubos de acero. NOTA: El micromotor con la carcasa ya está listo para su uso(Figura 1C).</li>
</ol>3. Preparación de la matriz Tetrode
<ol><li>Para fabricar un implante de dos tetrodes con cuatro electrodos en cada tetrode, prepare ocho cables, cada uno de 12 cm de largo, aislado Formvar, de alambre de tungsteno de 25 m de diámetro. NOTA: El mismo diseño puede acomodar cuatro tetrotas.</li>
	<li>Coloque un soporte para una placa de interfaz de electrodo de 16 canales (EIB-16) PCB (ver Tabla de Materiales)bajo el microscopio.</li>
	<li>Usando una pinza de punta suave y un encendedor, retire el recubrimiento de cada uno de los ocho cables de un lado usando la llama. NOTA: Esto es para asegurarse de que el cable se conectará correctamente al conector PCB más adelante.</li>
	<li>Empuje un cable en uno de los orificios del EIB-16 con el lado recubierto en el agujero. Coloque un pasador y presiónelo con alicates. Compruebe la conectividad midiendo la resistencia entre el pasador y el lado no recubierto del cable. NOTA: La resistencia está en el orden de decenas de Ohms.</li>
	<li>Repita el paso 3.4 con los ocho cables.</li>
	<li>Pegue dos grupos de cuatro cables juntos usando cinta adhesiva al final de cada cable. NOTA: Cada grupo se pegará juntos más tarde para formar un tetroda.</li>
	<li>Cortar una pieza de alambre de tungsteno de 12 cm de largo con un diámetro de 50 m. Conéctelo a una de las conexiones EIB-16. NOTA: Este cable servirá como electrodo de referencia.</li>
	<li>Cortar dos alambres de plata desnuda de 12 cm de largo con un diámetro de 75 m que servirán como base para el registrador de grabación. Soldar los dos cables a la conexión a tierra en el EIB-16.</li>
	<li>Sostenga el EIB-16 por encima de un dispositivo de torneado motorizado y coloque el extremo de cinta adhesiva de un grupo de cuatro cables en el dispositivo de afinación motorizado. Aplique 130 rondas en el sentido de las agujas del reloj seguidas de 20 rotaciones en sentido contrario a las agujas del reloj. Aplique pegamento de cianoacrilato para cubrir el tetrodo.</li>
	<li>Espera a que se cure el pegamento. Corte el tetrodo cerca de la cinta adhesiva.</li>
	<li>Repita los pasos 3.9 y 3.10 con el segundo tetrode. NOTA: Esto produce la matriz de dos tetrodes terminado(Figura 1D).</li>
</ol>4. Montaje del implante
<ol><li>Al diablo con la microunidad hasta el fondo.</li>
	<li>Usando 1 x 3M Phillips tornillos de cabeza redonda, conecte el EIB-16 a la placa de PVC.</li>
	<li>Usando pinzas de extremo suave, tire de todos los tetrodes y cables a través del agujero en la parte delantera de la cubierta de la caja del registrador.</li>
	<li>Usando los tornillos de cabeza plana Phillips de 2 x 6M, conecte la placa de PVC a la cubierta de la caja del registrador. Mantenga el conector EIB-16 en la orientación correcta para que el registrador pueda montarse en el EIB-16. Asegúrese de que el EIB-16 esté fijado en su lugar para evitar artefactos de movimiento en la señal grabada.</li>
	<li>Selle los cables a la caja con epoxi. Aplicar lo menos posible porque el sellado primario se realizará por vulcanización de temperatura ambiente (RTV) más adelante.</li>
	<li>Fije la carcasa de la microunidad a la cubierta de la caja del registrador con tornillos de 2 mm.</li>
	<li>Enrosque los tetrodes y todos los cables a través del orificio en la parte posterior de la carcasa de la microunidad. Enrosque los tetrodes a través de los dos tubos de silicona en el micromotor. Enhebrar el cable de tungsteno de 50 m a través del tubo de poliimida en el micromotor.</li>
	<li>Pegue los tetrodes y los cables a sus tubos aplicando pegamento de cianoacrilato en el extremo superior de los tubos, para asegurar que el movimiento sea consistente con el micromotor. Atornilla roscar el micromotor hasta la parte superior.</li>
	<li>Aplique petróleo blando (ver Tabla de Materiales)en el tetrodo expuesto y los cables dentro de la carcasa de la microunidad para evitar el movimiento.</li>
	<li>Corte una ventana inferior de 12 mm x 14,5 mm Petri con una cuchilla de afeitar calentada. Fije la ventana a la parte delantera de la carcasa de micromotor con epoxi. Mantenga los cables de tierra fuera de la ventana.</li>
	<li>Aplique el recubrimiento RTV a los tetrodes y cables expuestos entre la cubierta de la caja del registrador y la carcasa de la microunidad.</li>
	<li>Después de curar la RTV, cierre la caja con un pequeño peso en el interior y sumerja en agua durante la noche para asegurarse de que no haya fugas de agua en la caja.</li>
	<li>Corte los teturos y el alambre de referencia a la longitud deseada utilizando tijeras afiladas.</li>
	<li>Fije la espuma de poliestireno extruida marcada (ver Tabla de materiales)a la caja. Ajuste su tamaño para que su flotabilidad se equilibre cuando se sumerme en un baño de agua.</li>
	<li>Sumerja las puntas de tetrode en solución de color negro platino y utilice una corriente directa (-0,2 oA) para recubrir los electrodos y ajustar la impedancia de los electrodos como desee. Utilice un probador de impedancia multielectrodo (consulte Tabla de materiales)para las mediciones de recubrimiento e impedancia. NOTA: En el palio de peces dorados, un valor de 40 kOhm es mejor. Dependiendo de la aplicación, la impedancia del electrodo se puede ajustar modificando el recubrimiento negro platino10,11.</li>
</ol>5. Preparación de la anestesia — 1% MS-222 Solución de stock
PRECAUCION: La preparación de la anestesia incluye el uso de MS-222 en polvo, un carcinógeno. Por lo tanto, los pasos 5.2 y 5.3 deben hacerse en una campana química usando guantes.
<ol><li>Añadir 100 ml de agua a un tubo que pueda contener más de 100 ml.</li>
	<li>En una campana química, coloque una placa de ponderación desechable en una báscula. Añadir 1 g de polvo MS-222 usando una espátula, luego añadir el polvo al tubo.</li>
	<li>Agitar bien el tubo. NOTA: En forma líquida, MS-222 se puede utilizar fuera de la campana química usando guantes, pero no requiere una máscara.</li>
	<li>Coloque una placa de ponderación desechable en una báscula. Añadir 2 g de bicarbonato de sodio usando una espátula, luego añadir el polvo al tubo. Agitar bien el tubo.</li>
</ol>6. Preparación de la calavera de pescado
NOTA: En esta etapa, el pez está listo para la cirugía de implantes. Antes de la cirugía, asegúrese de que todos los componentes y suministros han sido esterilizados por los procedimientos apropiados. Para este paso, se necesita un portapeces en forma de U fuera del agua. En este protocolo, se utiliza un soporte de aluminio que se adapta a un pez dorado largo de cabeza a cola de 15 cm. Este sistema mantiene a los peces fuera del agua mientras perfunde las branquias con agua oxigenada. Para obtener más información, véase Vinepinsky et al.8.
<ol><li>Coloque el pescado en un baño de agua 0.02% MS-222 durante 20 minutos hasta que el pez esté dormido.</li>
	<li>Con guantes estériles, saque el pescado del agua y colóquelo en el soporte. NOTA: El agua oxigenada que perfunde el pescado contiene MS-222 a una concentración de 0.02%, por lo que el pez permanece anestesiado durante la cirugía.</li>
	<li>Usando una espátula estéril, aplicar lidocaína 5% pasta en la piel por encima del lugar designado para la cirugía durante 10 minutos, luego quitar la lidocaína. NOTA: Consulta un atlas cerebral adecuado para dirigirte a la región cerebral específica.</li>
	<li>Usando un bisturí estéril de 15 cuchillas, retire la piel por encima del cráneo en la región del implante.</li>
	<li>Usando un taladro dental con brocas de 0,7 mm, taladre 4 agujeros en el cráneo. Inserte un tornillo de 1 mm (3 mm de largo) en cada orificio y aplique pegamento de cianoacrilato en los orificios justo antes de insertar el tornillo.</li>
	<li>Usando un burnisher dental, aplique cemento dental en los tornillos y en la periferia del cráneo expuesto.</li>
	<li>Usando el taladro dental, haga un agujero de 5 mm de diámetro en el cráneo por encima de la región cerebral de interés. Retire el tejido graso entre el cráneo y el cerebro y exponga el objetivo de la región cerebral usando pinzas finas y papel de tejido blando. Tenga cuidado de no dañar los vasos sanguíneos grandes debajo del cráneo. NOTA: Al final de esta etapa, el pez está preparado para implantar la sonda. Aquí solo se describen los pasos principales específicos de este protocolo. Varios procedimientos postoperatorios (como documentación detallada sobre la salud del animal y la esterilización de las herramientas y el área de la cirugía) no se presentan ni discuten porque son aplicables a todas las cirugías con peces o animales pequeños.</li>
</ol>7. Implantación de la sonda
NOTA: Para completar el paso final en el protocolo, se necesita un manipulador que pueda mantener el implante en su lugar mientras se inserta en el cerebro.
<ol><li>Utilice el manipulador para sujetar la cubierta de la caja registradora con los tetódes apuntando hacia el cerebro de los peces.</li>
	<li>Doblar el electrodo de referencia de tal forma que cuando los tetrodes se bajan en el cerebro, la referencia permanece fuera del cerebro.</li>
	<li>Corta los jardines de tal forma que encajen en el cráneo. Opcionalmente, conecte un cable de tierra a uno de los tornillos del cráneo.</li>
	<li>Baje el implante de tal forma que los electrodos se inserten en el cerebro mientras que la parte inferior de la carcasa de microunidad está cerca del cráneo.</li>
	<li>Comience a unir el implante al cráneo aplicando una pequeña cantidad de cemento dental entre la carcasa y el tornillo craneal más cercano.</li>
	<li>Después de que se cure la primera parte del cemento dental, aplique cemento dental y cierre el agujero por encima del cráneo y todo el cráneo expuesto. NOTA: Por lo general, se necesitan varias rondas de aplicaciones de cemento dental para cubrir todo el cráneo expuesto.</li>
	<li>Instale el registrador y la batería en la caja y selle la caja con todos los tornillos.</li>
	<li>Aplicar antibióticos y analgésicos locales según el tipo de pescado utilizado para los experimentos.</li>
	<li>Enjuague las branquias del pez con agua dulce hasta que el pez comience a despertarse. Retire el pescado del soporte y colóquelo de nuevo en su tanque de origen. NOTA: El pez se recupera completamente dentro de los 60 minutos después de la cirugía.</li>
	<li>Asegúrese de que el pez es capaz de nadar libremente con el implante(Figura 3, Vídeo Suplementario 1). Si es necesario, reajuste el tamaño de la espuma de poliestireno extruido por encima de la caja del registrador de modo que el pez pueda equilibrarse fácilmente.</li>
</ol>

<ol><li>Jacobson, M., Gaze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Types+of+visual+response+from+single+units+in+the+optic+tectum+and+optic+nerve+of+the+goldfish%5BTitle%5D)+AND+%22Quarterly+Journal+of+Experimental+Physiology+and+Cognate+Medical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Types of visual response from single units in the optic tectum and optic nerve of the goldfish.</a> Quarterly Journal of Experimental Physiology and Cognate Medical Sciences. 49 (2), 199-209 (1964).</li>
<li>Ben-Tov, M., Donchin, O., Ben-Shahar, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pop-out+in+visual+search+of+moving+targets+in+the+archer+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Pop-out in visual search of moving targets in the archer fish.</a> Nature Communications. 6, 6476(2015).</li>
<li>Zottoli, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+of+the+startle+reflex+and+Mauthner+cell+auditory+responses+in+unrestrained+goldfish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Correlation of the startle reflex and Mauthner cell auditory responses in unrestrained goldfish.</a> Journal of Experimental Biology. 66 (1), 243-254 (1977).</li>
<li>Canfield, J. G., Rose, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+Mauthner+neurons+during+prey+capture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Physiology+A%22%5BJournal%5D)">Activation of Mauthner neurons during prey capture.</a> Journal of Comparative Physiology A. 172 (5), 611-618 (1993).</li>
<li>Canfield, J. G., Mizumori, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+chronic+neural+recording+in+the+telencephalon+of+freely+behaving+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Methods for chronic neural recording in the telencephalon of freely behaving fish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 133 (1-2), 127-134 (2004).</li>
<li>Orger, M. B., de Polavieja, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+behavior%3A+opportunities+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Zebrafish behavior: opportunities and challenges.</a> Annual Review of Neuroscience. 40, 125-147 (2017).</li>
<li>Vanwalleghem, G. C., Ahrens, M. B., Scott, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrative+whole-brain+neuroscience+in+larval+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Integrative whole-brain neuroscience in larval zebrafish.</a> Current Opinion in Neurobiology. 50, 136-145 (2018).</li>
<li>Vinepinsky, E., Donchin, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+electrophysiology+of+the+brain+of+freely+swimming+goldfish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Wireless electrophysiology of the brain of freely swimming goldfish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 278, 76-86 (2017).</li>
<li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE+%28Journal+of+Visualized+Experiments%29%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> JoVE (Journal of Visualized Experiments). (61), e3568(2012).</li>
<li>Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creating+low-impedance+tetrodes+by+electroplating+with+additives%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors+and+Actuators+A%3A+Physical%22%5BJournal%5D)">Creating low-impedance tetrodes by electroplating with additives.</a> Sensors and Actuators A: Physical. 156 (2), 388-393 (2009).</li>
<li>Arcot Desai, S., Rolston, J. D., Guo, L., Potter, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+impedance+of+implantable+microwire+multi-electrode+arrays+by+ultrasonic+electroplating+of+durable+platinum+black%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroengineering%22%5BJournal%5D)">Improving impedance of implantable microwire multi-electrode arrays by ultrasonic electroplating of durable platinum black.</a> Frontiers in Neuroengineering. 3, 5(2010).</li>
<li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+methods+for+spike+sorting%3A+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Network%3A+Computation+in+Neural+Systems%22%5BJournal%5D)">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network: Computation in Neural Systems. 9 (4), R53-R78 (1998).</li>
<li>Teixeira, F. B., Freitas, P., Pessoa, L. M., Campos, R. L., Ricardo, M. Evaluation of IEEE 802.11 underwater networks operating at 700 MHz, 2.4 GHz and 5 GHz. Proceedings of the 10th International Conference on Underwater Networks & Systems. , Arlington, VA. (2015).</li>
<li>Sendra, S., Lloret, J., Rodrigues, J. J., Aguiar, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Underwater+wireless+communications+in+freshwater+at+2.4+GHz%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Communications+Letters%22%5BJournal%5D)">Underwater wireless communications in freshwater at 2.4 GHz.</a> IEEE Communications Letters. 17 (9), 1794-1797 (2013).</li>
<li>Lloret, J., Sendra, S., Ardid, M., Rodrigues, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Underwater+wireless+sensor+communications+in+the+2.4+GHz+ISM+frequency+band%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors%22%5BJournal%5D)">Underwater wireless sensor communications in the 2.4 GHz ISM frequency band.</a> Sensors. 12 (4), 4237-4264 (2012).</li>
<li>Hoogerwerf, A. C., Wise, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+three-dimensional+microelectrode+array+for+chronic+neural+recording%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">A three-dimensional microelectrode array for chronic neural recording.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 41 (12), 1136-1146 (1994).</li>
<li>Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+data+quality+in+neuronal+population+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Improving data quality in neuronal population recordings.</a> Nature Neuroscience. 19 (9), 1165(2016).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Este protocolo detalla los pasos involucrados en la implantación de una matriz de tetrodes en el telencéfalo de nadar libremente peces dorados. Esta técnica implementa un registrador neural que amplifica y registra las señales adquiridas de hasta 16 canales junto con una microunidad que puede ajustar la posición del tetrode en el cerebro. La microunidad permite ajustar la posición en el cerebro para optimizar la grabación.
Este protocolo se puede modificar fácilmente para la grabación desde ot...

Los peces son el grupo más grande y diverso de vertebrados, y al igual que otros vertebrados exhiben habilidades cognitivas complejas como navegar, socializar, dormir, cazar, etc. Sin embargo, los mecanismos neuronales que rigen el comportamiento de los peces permanecen en su mayor parte desconocidos.
En las últimas décadas, las grabaciones extracelulares de peces inmovilizados se han implementado principalmente para investigar diferentes aspectos de la base neuronal del comportamiento1,2. Aunque esta técnica es apropiada para algunos sistemas sensoriales, la investigación de todo el espectro de la base neuronal del comportamiento es difícil, si no imposible, en animales inmovilizados. Los primeros avances implicaron la grabación de las células Mauthner de peces nadadores atados3,4. Sin embargo, las células Mauthner son desproporcionadamente grandes y las amplitudes potenciales de acción registradas, que pueden ir tan alto como unos pocos mV, facilitan la grabación. Más tarde, Canfield y otros describieron una prueba de concepto cuando se utiliza un animal atado para registrar el telencéfalo de los peces5. Otra técnica reciente para registrar la actividad neuronal de los peces es la toma de imágenes de calcio (ver comentarios de Orger y de Polavieja6, y Vanwalleghem et al.7). Esta técnica fue desarrollada para su uso con larvas de pez cebra porque la piel y el cráneo son transparentes durante la etapa larval. Sin embargo, esta técnica no se puede utilizar para estudiar comportamientos complejos en etapas posteriores de desarrollo.
Aquí, presentamos una técnica novedosa para registrar la actividad neuronal extracelular desde el cerebro de los peces que nadan libremente. Esta es una versión modificada del protocolo descrito en Vinepinsky et al.8. La principal innovación es la adición de un microdrive que permite controlar la posición de los electrodos después de la cirugía. La técnica está diseñada para grabar desde el telencéfalo de peces dorados utilizando un conjunto de tetrodes que están conectados a un registrador de datos neuronales a través de un micromotor. Toda la configuración es inalámbrica y anclada al cráneo del pez. El peso específico del sistema se iguala al peso específico del agua mediante la adición de un pequeño flotador que permite a los peces nadar libremente.
La técnica se basa en el uso de un registrador de datos neuronales que amplifica, digitaliza y almacena la señal en un dispositivo de memoria integrado. El sistema de telemetría del registrador se utiliza para iniciar y detener las grabaciones, y para la sincronización con la cámara de vídeo. En este protocolo, se utiliza un registrador neural de 16 canales, integrado en una caja impermeable junto con el micromotor.
El conjunto de microunidades se fabrica a partir de dos componentes principales: el propio micromotor y la carcasa de microunidad(Figura 1A,B). La carcasa sostiene el micromotor y los tetrodes, y también actúa como el ancla entre el cráneo y la caja del registrador(Figura 1C). La caja registradora de PVC se fabrica mediante un proceso de máquina y se sella mediante una red tórica(Figura 1E-G,véase también Figura suplementaria 1, Figura suplementaria 2y Figura suplementaria 3 para un diagrama tridimensional [3D]). En un extremo, un pedazo de espuma de poliestireno se une a la caja del registrador para compensar el peso del implante y proporcionar al pez un implante neutro de flotabilidad. La construcción del micromotor descrito en el protocolo sigue el procedimiento presentado por Vandecasteele et al.9 con una modificación para conectar el micromotor a la carcasa(Figura 1A). Se presentan todos los pasos principales.
El procedimiento descrito en el protocolo para preparar el cráneo de pescado es similar al que se presenta en Vinepinsky et al.8 y se describe brevemente en el protocolo. Un día después de la cirugía, los peces normalmente se recuperan completamente de los efectos de la anestesia y están listos para los experimentos conductuales. Tenga en cuenta que la ubicación del tetrode se puede ajustar girando el tornillo de micromotor. El tornillo tiene un espaciado de 300 m por rotación completa y se recomienda un avance de 75 m hasta que se alcance la ubicación del cerebro objetivo. Se debe consultar un atlas cerebral adecuado para apuntar a la región cerebral específica de interés. Es aconsejable probar la impedancia del electrodo cada vez que el pez es anestesiado para el reemplazo de la batería o la tarjeta de memoria.

<table><tbody><tr>Brocas <td></td><td></td><td>redondas de 0,7 mm</td><td>Compatible con el taladro.</td></tr><tr><td>Bisturí de 15 cuchillas</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Placa PCB de 16 canales</td><td>Neurlynx</td><td>EIB-16</td><td></td></tr><tr><td>1x3M tornillos de cabeza plana</td><td></td><td></td> Phillips <td>Acero inoxidable. De cualquier tipo.</td></tr><tr><td>1x3M tornillos</td><td></td><td></td> Phillips de cabeza redonda <td>Acero inoxidable. De cualquier tipo.</td></tr><tr>Placa <td></td><td></td><td>de latón de 27 cm x 19 cm x 1 mm</td><td>Ver Figura 2</td></tr><tr><td>Tornillos</td><td></td><td></td> de cabeza plana Phillips 2x6M <td>Acero inoxidable. De cualquier tipo.</td></tr><tr><td>Recubrimiento 3140 RTV</td><td>Dow Crowning</td><td>2767996</td><td></td></tr><tr><td>75 &micro; m Alambre</td><td>de plata A-M Systems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tornillos de latón #00-90</td><td></td><td>947-1006</td><td></td></tr><tr><td>Placas de latón 7,5 mm x 2,5 mm x 0,6 mm</td><td></td><td></td><td>Se proporciona un dibujo en 3D. Ver suplemento 1</td></tr><tr><td>Alambre de tungsteno recubierto 25&micro; m</td><td>California Fine Wire Company</td><td>5000160</td><td>Dependiendo de la aplicación, los tetrodes se pueden fabricar a partir de cualquier tipo de alambre. Los alambres populares son alambres de nicroma que se pueden encontrar con diámetros más bajos (p. ej. Sistemas A-M, 762000)</td></tr><tr><td>Alambre de tungsteno recubierto 50 y micro; m</td><td>A-M Systems</td><td>795500</td><td>Se puede reemplazar con cualquier otro alambre con</td></tr><tr>pegamento <td></td><td></td><td></td><td>cianoacrílico</td></tr> de baja impedancia <tr><td>Bruñidor dental</td><td>ComDent UK</td><td></td><td>Cualquier pequeña herramienta estéril de acero inoxidable servirá.</td></tr><tr><td>Cemento dental - GCFujiPLUS</td><td>GC</td><td>431011</td><td>Probablemente otros cementos dentales funcionarían igual de bien, aunque nunca hemos probado ningún otro.</td></tr><tr><td>Taladro dental o taladro</td><td></td><td></td> de esmalte <td>de uñas Los taladros dentales son caros, un taladro de esmalte de uñas puede ser un reemplazo barato.</td></tr><tr><td>Broca #65</td><td></td><td>947-65</td><td></td></tr><tr>Epoxi <td></td><td></td><td>de curado rápido</td><td>Aquí se puede utilizar cualquier epoxi de curado de 5 minutos.</td></tr><tr><td>Caja de registro con junta tórica Se</td><td></td><td></td><td>proporciona un dibujo en 3D. Véanse los puntos 1 a 3 del suplemento. La caja debe ser fabricada a máquina (no utilice impresoras 3D). Utilice material transparente para poder ver los LED indicadores en el registrador.</td></tr><tr>Dispositivo <td></td><td></td><td>de giro motorizado</td><td>Hecho a medida como se describe en el sitio web de "open ephys". También se puede obtener de neurolynx ("Tetrode Spinner 2.0") o bulit por otros medios.</td></tr><tr><td>Mouselog-16 Registrador neuronal</td><td>Deuteron Technologies Ltd</td><td></td><td>Hay varios registradores neuronales disponibles en el mercado, entre ellos: SpikeGadget (UH32 32 canales) y Neurologger 2/2A/2B de Alexei Vyssotski. Cabe señalar que el peso no es un obstáculo importante, ya que se puede contrarrestar con espuma de poliestireno flotante</td></tr><tr><td>MS-222</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E10521</td><td>Ethtl 3-aminobenzoato metanosulfonato 98%</td></tr><tr><td>Nano-Z chapado White</td><td>Matter LLC</td><td></td><td>El nano-Z se puede comprar en varios proveedores. Se puede utilizar cualquier medidor de impedancia, por ejemplo, IMP-1 / 6662 / 2788, BAK Electronics.</td></tr><tr><td>Pines de PCB</td><td>Neurlynx</td><td>Neuralynx EIB Pines Tubo</td><td></td></tr><tr><td>de poliamida 250 y micro; m</td><td>A-M Systems</td><td>822000</td><td></td></tr><tr>Batería <td></td><td></td><td>recargable</td><td>3.7 Batería Lipo, 370 mAh. Tiene una capacidad de grabación de unas 6 horas. Se pueden utilizar baterías más pequeñas o más grandes para reducir el peso o prolongar el tiempo de grabación.</td></tr><tr><td>Tubo de silicona 0,64 mm</td><td>A-M Systems</td><td>806100</td><td></td></tr><tr><td>Acero inoxidable 1,5 mm</td><td>A-M Systems</td><td>846000</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonato de sodio</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>Grifo #00-90</td><td></td><td>947-1301</td><td></td></tr><tr><td>Vaselina</td><td></td><td></td><td>Aquí se puede utilizar cualquier tipo de protector cutáneo de petróleo suave.</td></tr></tbody></table>

grabación electrofisiológica inalámbrica de las neuronas por tetrodes móviles en la natación libre de peces

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

Los mecanismos neuronales que rigen el comportamiento de los peces siguen siendo en su mayoría desconocidos, aunque los peces constituyen la mayoría de todos los vertebrados. La capacidad de registrar la actividad cerebral de los peces que se mueven libremente avanzaría considerablemente la investigación sobre la base neuronal del comportamiento de los peces. Por otra parte, el control preciso de la ubicación de registro en el cerebro es fundamental para estudiar la actividad neuronal coordinada a través de las regiones en el cerebro de los peces. Aquí, presentamos una técnica que registra de forma inalámbrica desde el cerebro de nadar libremente peces mientras controla para la profundidad de la ubicación de grabación. El sistema se basa en un registrador neural asociado con un nuevo implante compatible con el agua que puede ajustar la ubicación de grabación mediante tetrodes controlados por microunidad. Las capacidades del sistema se ilustran a través de grabaciones del telencéfalo de peces dorados.

Durante una sesión de grabación, el pez dorado nadó libremente en un tanque de agua cuadrado mientras se registraba la actividad neuronal en su telencéfalo. El objetivo de estos experimentos era estudiar cómo la actividad neuronal de las células individuales determina el comportamiento del pez. Para ello, es necesario identificar la actividad de punción en los datos registrados. La actividad cerebral, mientras se registraba, fue digitalizada a 31.250 Hz y la paso alta filtrada a 300 Hz po...

Se presenta una novedosa técnica inalámbrica para registrar señales neuronales extracelulares del cerebro de la natación libre de peces dorados. El dispositivo de grabación se compone de dos tetrodes, un microdrive, un registrador de datos neuronales y una caja impermeable. Todas las piezas están hechas a medida, excepto el registrador de datos y su conector.

Grabación electrofisiológica inalámbrica de las neuronas por tetrodes móviles en la natación libre de peces

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Desarrollamos un método novedoso para registrar la señal neuronal extracelular del cerebro de los peces que nadan libremente. Esto abre la puerta al estudio de los mecanismos de la neurona al final del comportamiento de los peces del día. Este método es válido y a prueba de agua y por lo tanto permite la grabación mientras los peces nadan libremente en el tanque de agua.Además, la ubicación de grabación se puede controlar mediante la microenlocución incorporada. Tal Zoor-Novoplansky, nuestro técnico de laboratorio, me ayudará a demostrar este procedimiento. Para construir la carcasa, utilice una placa de latón con dimensiones de 19 milímetros por 29 milímetros por un milímetro.Con dos aberturas de 5,5 milímetros en los lados largos, perpendiculares al borde. Las hendiduras deben estar a 6,5 milímetros de distancia del lado estrecho. Usando alicates, dobla el área entre las hendiduras en los lados largos hacia adentro.A continuación, doble la parte inferior hacia adentro y la parte superior hacia afuera para obtener la carcasa. A continuación, utilice una broca de eneldo de tres milímetros para hacer agujeros en la carcasa de microunidad para los tornillos y soldar los lados de la carcasa. Utilice un archivo circular fino para crear una pequeña ranura semicircular en la parte inferior de la carcasa que tiene un radio de 1,5 milímetros.Usando una broca de un milímetro hacer un agujero en la parte posterior de la carcasa para los tetrodos. En primer lugar, utilice un cortador para romper una pieza de tres pines de una tira de cabezal de pasador macho de una sola fila. Usando alicates tire del pasador central.A continuación, utilice una herramienta de corte para cortar los pasadores restantes a 10 milímetros de longitud. Utilice una broca número 65 para perforar un agujero a través del orificio del pasador central y utilice un doble cero 99 grifo para perforar una rosca. Montar la micro unidad y las placas de latón.Inserte un tornillo a través de la primera placa de latón, a través de la rosca del cabezal del pasador y luego a través de la segunda placa de latón. Por último, coloque una tuerca en el tornillo y apriete suavemente el microconducción montado. Soldar los pasadores junto con las placas de latón y soldar la tuerca junto con la punta del tornillo.Después de esto, soldar la micro unidad en la carcasa del micro drive en cuatro puntos en los lados de las placas de latón de micro-unidad. Usando pegamento epoxi un tubo de acero inoxidable de seis milímetros de largo a la pequeña abertura semicircular en la parte inferior de la carcasa del microencontro. Pegue un tubo de acero inoxidable de tres milímetros de largo en la cabeza del pasador para que esté alineado con el tubo de seis milímetros de largo en la carcasa.Inserte los tubos de silicona y poliimida preparados en los dos tubos de acero inoxidable y utilice pegamento de cianoacrilato para pegarlos al tubo de robo inoxidable unido al cabezal del pasador. A continuación, atornillar la micro unidad hasta el final y cortar el exceso de tubo de la parte superior e inferior de los dos tubos de acero. A continuación, corte dos cables de plata desnudos con un diámetro de 75 micrómetros a una longitud de 12 centímetros y sueldelé tanto a la conexión a tierra en la placa de interfaz de electrodos como a todos los canales no utilizados.Empuje uno de los cables de tungsteno preparados en uno de los orificios de una placa de interfaz de electrodo de 16 canales. Coloque un pasador en el agujero y presiónelo con un par de alicates. Mida la resistencia entre el pasador y el lado no codificado del cable para comprobar la conectividad.Repita este proceso para todos los cables preparados, incluido un cable de 50 micrómetros para electrodo de referencia. A continuación, agrupe los cables de electrodos en dos grupos de cuatro cables cada uno y fírtelos usando cinta adhesiva al final de cada cable dejando el cable de referencia solo. Sujete la placa de interfaz del electrodo por encima de un dispositivo de torneado motorizado y coloque el extremo de la cinta de conducto de un grupo de cuatro cables en el dispositivo.Aplicar 130 rondas en el sentido de las agujas del reloj seguidas de 20 rotaciones en sentido contrario a las agujas del reloj. A continuación, aplique pegamento de cianoacrilato para cubrir el tetrodo. Después de que el pegamento se haya curado, corte el tetrode cerca de la cinta adhesiva.Repita este proceso de rotación, encolado y corte al otro tetrode. En primer lugar, conecte la carcasa de la microenlazada a la caja del registrador con dos tornillos de milímetros. Enrosque los tetrodos y el electrodo de referencia a través del orificio en la parte posterior de la carcasa del microconducción.Enhebrar los tetrodos a través de los dos tubos de silicona y enhebrar el cable de tungsteno de 50 micrómetros a través del tubo de poliimida. Atornille el micro inmersión hasta el final y aplique pegamento de cianoacrilato a la parte superior de los tubos para pegar los tetrodos y cables a sus tubos y asegurar que el movimiento sea consistente con el microenlacio. Atornillar la micro unidad hasta la parte superior.Aplique petróleo blando al tetrodo expuesto y a los cables dentro de la carcasa del microenlazo para evitar el movimiento. Coloque una ventana inferior de la placa de petri precortado en la parte delantera de la carcasa de la microenlace con epoxi mientras se asegura de mantener los cables de tierra fuera de la ventana. A continuación, aplique recubrimiento vulcanizante a temperatura ambiente a los tetrodos y cables expuestos entre la cubierta de la caja del registrador y la carcasa de la micromotora.Utilice tijeras afiladas para cortar los tetrodos y el alambre de referencia a la longitud deseada. Después de esto, adjunte la espuma de poliestireno marcada y exudada a la caja. Ajuste su tamaño para que su flotabilidad esté equilibrada cuando se sumerja en el baño de agua.Después de anestesiar el pescado, saque el pescado del agua y colóquelo en el soporte. Use una espátula estéril para aplicar una pasta de lidocaína del cinco por ciento en la piel por encima del sitio de la cirugía designada durante 10 minutos. Luego retire la lidocaína.Utilice un bisturí de hoja tipo 15 estéril para extraer la piel por encima del cráneo en la región designada para el implante. Luego utilice un taladro dental con brocas de 0.7 milímetros para perforar cuatro agujeros en el cráneo. Aplique pegamento de cianoacrilato a uno de los orificios e inserte inmediatamente un tornillo de un milímetro.Repita este proceso para los taladros restantes. Después de esto, utilice un quemedor dental para aplicar cemento dental en los tornillos y en la periferia del cráneo expuesto. Usando el taladro dental hacer un agujero que es de cinco milímetros de diámetro por encima de la región cerebral de interés.Usa pinzas finas y papel de tejido blando para eliminar el tejido graso entre el cráneo y el cerebro y exponer el objetivo de la región cerebral teniendo cuidado de no dañar los vasos sanguíneos grandes debajo del cráneo. En primer lugar, baje el implante de tal manera que los electrodos se inserten en el cerebro mientras que la parte inferior de la carcasa del micro drive está cerca del cráneo. Comience a fijar el implante al cráneo aplicando una pequeña cantidad de cemento dental entre la carcasa y el tornillo del cráneo más cercano.Después de que la primera parte del cemento dental se cura aplicar cemento dental de adición y cerrar el agujero por encima del cráneo y todo el cráneo expuesto. Después de lavar las branquias del pez con agua fresca para despertarlo, retire el pescado del soporte y colóquelo de nuevo en su tanque de origen. Asegúrese de que el pez es capaz de nadar libremente con el implante.El objetivo de estos experimentos es estudiar cómo la actividad neuronal de las células individuales codifica el comportamiento del pez. Para lograr esto se implanta una matriz de tetrodos en el telencéfalo de peces dorados de natación libre que permite registrar la actividad neuronal. La actividad cerebral mientras se registra se digitaliza en 31, 250 Hertz y paso alto filtrado a 300 Hertz por el registrador de datos.A continuación, sin conexión se aplica un filtro de paso de prohibición a las señales y los datos sin procesar preordenados se separan en el canal de cada tetrode y el canal de referencia. Los siguientes algoritmos comunes de clasificación de picos se utilizan para caracterizar la actividad de una sola celda. En primer lugar, cada canal se filtra manualmente por el umbral de amplitud de pico mínimo.También se filtran los picos que aparecieron en más de un tetrode o en el canal de referencia. A continuación, los picos detectados se agrupan manualmente y se filtran por forma, longitud, intervalo de interpuntes y análisis de componentes de principio. Es importante comprobar la integridad del implante antes de la cirugía.El tetrodo se puede comprobar utilizando un medidor de impedancia estándar y la caja debe ser revisada para detectar fugas bajo el agua. Este método se puede modificar para trabajar con muchos animales acuáticos, siempre y cuando sean lo suficientemente grandes como para sostener el sistema. Esto permite estudiar el mecanismo neural que subyacen a su comportamiento.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

En este protocolo, se muestra cómo fabricar y tetrodos condición para su uso con una amplia micro-drive, que fue diseñado para la crónica registros electrofisiológicos en las ratas. Además, se ilustran las etapas finales de construcción de micro-array de unidad, que incluye la instalación de cables de tierra y un cono de protección.

Micro-array de unidades de crónicos In vivo Grabación: Tetrodo Asamblea

Grabaciones extracelular de la actividad neuronal mediante sondas de silicio en la rata anestesiada se describen. Esta técnica permite obtener información a través de múltiples áreas cerebrales de más de 100 neuronas simultáneamente. Proporciona información con una resolución única célula sobre la dinámica de conjuntos neuronales en varios circuitos locales.

Grabación a gran escala conjuntos neuronales con sondas de silicona en la rata anestesiada

Un método simple para registrar los potenciales de campo extracelular en el cerebro anterior de las larvas de pez cebra se describe. El método proporciona una...

Prosencéfalo electrofisiológico de grabación en larvas de pez cebra

En este video, vamos a demostrar cómo registrar la actividad eléctrica de las neuronas individuales identificadas en una preparación de todo el cerebro, que preserva los circuitos neuronales complejas. Utilizamos los peces transgénicos en los que las neuronas de hormona liberadora de gonadotropina (GnRH) etiquetados genéticamente con una proteína fluorescente para la identificación en la preparación cerebro intacto.

Registro de la actividad eléctrica de las neuronas identificadas en el cerebro intacto de peces transgénicos

Se describe un conjunto de técnicas para el estudio de la conducta espontánea de nadar libremente peces débilmente eléctrica durante un período prolongado de tiempo, de forma sincrónica medir el tiempo de descarga de órgano eléctrico del animal, la posición del cuerpo y la postura tanto de forma precisa y fiable en un tanque del acuario especialmente diseñado dentro de un sensorial cámara de aislamiento.

Seguimiento del comportamiento a largo plazo de Libremente Natación débilmente eléctrico Fish

Este artículo describe cómo un pez cebra adulto se puede inmovilizar, intubado, y se utiliza para in vivo experimentos electrofisiológicos para permitir grabaciones y la manipulación de la actividad neuronal en un animal intacto.

Registro electrofisiológico en el cerebro del pez cebra adultos Intacto

El aprendizaje de nuevas asociaciones de estímulo-respuesta se acopla a una amplia gama de procesos neuronales que se reflejan en última instancia en el cambio de pico de salida de las neuronas individuales. Aquí se describe un protocolo de comportamiento que permite el registro continuo de la actividad de una sola neurona mientras que los animales adquieren, extinguen y readquirir una respuesta condicionada en una sola sesión experimental.

Grabación Potenciales de Acción Individual Neuronas &quot;de que se mueven libremente Palomas en sus Tres Etapas del Aprendizaje

Anteriormente desarrolló una técnica para la implantación de cables tetrodo en el complejo central de los cerebros de las cucarachas que nos permite monitorear la actividad en unidades individuales de cucarachas atados. A continuación les presentamos una versión modificada de esa técnica que nos permite también registrar la actividad cerebral en el movimiento libre de insectos.

Extracelular alambre Tetrodo grabación en el cerebro de Libremente caminar Insectos

Se introduce un inalámbrico, sistema bidireccional de nervios grabaciones de canales múltiples y la estimulación en comportarse libremente las ratas. El sistema es ligero y compacto, teniendo así un impacto mínimo en el repertorio conductual de la animal´s. Por otra parte, este sistema bidireccional proporciona una sofisticada herramienta para evaluar las relaciones causales entre patrones de activación cerebral y el comportamiento.

Un inalámbrico, interfaz bidireccional para la grabación en Vivo y estimulación de la actividad Neural en comportarse libremente las ratas

Este protocolo describe la construcción de una matriz híbrida de micromotores que permite la implantación de nueve tetrodios ajustables de forma independiente y una sonda de optosilicio ajustable en dos regiones cerebrales en ratones que se mueven libremente. También se ha demostrado un método para recuperar y reutilizar de forma segura la sonda de optosilicio para múltiples propósitos.

Sistema microdrive híbrido con sonda de optosilicio recuperable y tetroda para grabación de alta densidad de doble sitio en ratones en movimiento libre

Aquí, presentamos un sistema de implante de sonda liviano y rentable para electrofisiología crónica en roedores optimizado para la facilidad de uso, la recuperación de la sonda, la versatilidad experimental y la compatibilidad con el comportamiento.

El implante DREAM: un sistema de implantes ligero, modular y rentable para la electrofisiología crónica en ratones de cabeza fija y de comportamiento libre

Aprende a registrar señales neuronales extracelulares en peces nadando libremente usando tetrodos móviles inalámbricos. Este método permite estudiar los mecanismos neuronales del comportamiento natural en tiempo real.

Grabación electrofisiológica inalámbrica de las neuronas por tetrodes móviles en la natación libre de peces

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