Name: Caracterización de proteínas celulares con oxidación fotoquímica rápida en las células de proteínas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-03-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 3 s
Description: Aprende a caracterizar proteínas celulares mediante oxidación fotoquímica rápida in-cell (IC-FPOP) y espectrometría de masas. Esta técnica permite estudiar interacciones proteicas y cambios estructurales en entornos nativos.

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Este trabajo fue apoyado por el Premio NSF CAREER (MCB1701692) para LMJ.

1. Configurar el sistema de flujo IC-FPOP
<ol><li>Para comenzar el montaje del sistema de flujo, corte la sílice fusionada usando una piedra de escote a medida. El sistema de flujo IC-FPOP requiere cuatro sílice fusionada de 12 cm y una de 17 cm con un diámetro interior (ID) de 450 m y diámetro exterior (OD) de 670 m, dos de 24 cm y uno de 40 cm con un ID de 75 m y un OD de 360 m , y finalmente dos 57 cm con un ID de 150 m y una DoT de 360 m. NOTA: Al cortar el tubo de sílice, raspe suavemente el recubrimiento de poliimida y doble para obtener el corte más limpio. Compruebe que se trata de un corte recto (esto es necesario para garantizar que no se formen bloqueos o fugas).</li>
	<li>Configure 15 conexiones con manguitos nano-apretados (0.0155" ID X 1/16" OD para tubos de sílice OD de 360 m y 0.027" ID X 1/16" OD para el tubo de sílice OD de 670 m) con tuerca súper sin brida PEEK 1/4-28 de fondo plano para 1/16" OD y hirule super flangeless w/ SST Tefzel (ETFE), 1/4-28 fondo plano, para 1/16" OD. Construir conexiones según el protocolo del fabricante(Figura 1).</li>
	<li>Coloque 6 imanes cilíndricos pequeños en una jeringa de 500 ml. Llene esta jeringa junto con otra jeringa de 500 ml y dos jeringas de 5 ml con tampón y retire el aire. Posición en la bomba de jeringa como se muestra en la Figura 2A. NOTA: Las jeringas de 5 ml son más grandes que las jeringas de 500 ml, por lo que se necesita un espaciador para apretar todas las jeringas simultáneamente en su lugar(Figura 2B).</li>
	<li>Apriete el tapón de la bomba de la jeringa para que la jeringa de la célula tenga aproximadamente 50 ml cuando el motor se detenga. Esto dejará espacio para los agitadores magnéticos. (Figura 2C-D). ADVERTENCIA: Si la bomba de la jeringa ejerce presión sobre los imanes, atascarán la jeringa y provocarán que la jeringa se rompa.</li>
	<li>Con un adaptador Luer, conecte una válvula manual a cada jeringa. Montar el tubo de sílice como se muestra en la Figura 3. NOTA: Enrosque la línea con las celdas + H2O2 hasta el otro lado. A continuación, insértelo en el tubo de sílice id de 450 m. Los amortiguadores de vaina de la jeringa de 5 ml fluirán a una velocidad más rápida que las células y H2O2. Con los amortiguadores de vaina en ambos lados, las células se enfocarán hidrodinámicamente en una sola línea para la irradiación.</li>
	<li>Sistema de flujo de posición junto al láser. Usando un encendedor, queme el recubrimiento de sílice en el tubo id de 450 m para hacer una ventana para la irradiación láser.</li>
	<li>Coloque un agitador magnético por encima de la jeringa celular que contiene los seis imanes.</li>
	<li>Ajuste la bomba de la jeringa a 492,4 l/min para un caudal final de 1.083,3 l/min. Tampón de flujo a través del sistema tres veces para vaciar el sistema y comprobar si hay fugas.</li>
	<li>Enfoca el láser excimer en el tubo de sílice con una lente convexa. Una vez enfocado, pruebe la ventana de irradiación colocando un pequeño pedazo de papel detrás del tubo de sílice y encienda el láser. Mida la región quemada por la irradiación. Calcule la frecuencia láser necesaria utilizando la ventana de irradiación y el caudal para obtener una fracción de exclusión de cero. NOTA: La energía láser recomendada para un experimento IC-FPOP es de 120 mJ. Para obtener una fracción de exclusión de 0 con una ventana de irradiación de 2,58 mm y un caudal de 1083,3 l/min, la frecuencia debe ser 44. A continuación se muestran las ecuaciones necesarias para calcular la frecuencia del láser si se conoce la ventana de irradiación, el caudal y la fracción de exclusión. <img src="/files/ftp_upload/60911/60911eq1.jpg"> donde w es el volumen en nL, x es el ancho de punto láser en mm, y es el ID de tubo de sílice en ám, v es el volumen total en L, b es la fracción de exclusión, a es el caudal en l/min, y f es la frecuencia en Hz.</li>
</ol>2. Haga temple y H2O2
<ol><li>Hacer temple que contenga 100 mM N-tert-Butyl-alfa-fenilnitrone (PBN) y 100 mM N,N'-dimetiltiourea (DMTU). Aliquot 11 ml de temple para cada muestra en un tubo cónico de 50 ml.</li>
	<li>Diluir H2O2 a 200 mM. Cada muestra requiere 500 ml de H2O2. NOTA: El temple se puede hacer el día anterior y almacenarse a 4 oC durante la noche, protegido de la luz. H2O2 debe refrescarse el día de la experimentación.</li>
</ol>3. Recoger celdas
<ol><li>Cultivar células en un matraz T175 a aproximadamente 70-90% de confluencia.</li>
	<li>Retire el soporte y enjuague con tampón. NOTA: Los búferes típicos a utilizar son la solución salina con fosfato (DPBS) de grado de cultivo celular de Dulbecco o la solución salina equilibrada (HBSS) de Hank.</li>
	<li>Separe las células usando trippsin-EDTA o con un rascador.</li>
	<li>Una vez desasociada resuspend en 10 mL de buffer y cuenta las celdas.</li>
	<li>Gire hacia abajo, quite el buffer y la trippsin-EDTA, y resuspende para hacer 2 x 106 células/mL.</li>
	<li>Aliquot 500 l de las células por muestra. NOTA: Para cada condición, haga un mínimo de 3 muestras láser y 3 sin controles láser.</li>
</ol>4. Realización de IC-FPOP
<ol><li>Llene las dos jeringas de 5 ml con tampón, la jeringa de 500 ml que contiene los imanes con las células y la jeringa final de 500 ml con H2O2. Encienda el agitador magnético.</li>
	<li>Espiga en 220 l de dimetil sulfóxido (DMSO) a una alícuota de temple, mezcle suavemente y coloque detrás del sistema de flujo para recoger muestras irradiadas. La adición de DMSO inhibirá la sulfóxido de metionina endógena reductasa.</li>
	<li>Encienda el láser, espere 7 s, y luego encienda el sistema de flujo.</li>
	<li>Una vez que la muestra termine de fluir, apague el láser y mezcle suavemente el temple con la muestra recogida. Coloque esto a un lado durante los pasos 4.5 y 4.6.</li>
	<li>Llene las cuatro jeringas con el búfer en el que se suspenden las células y fluya a través del sistema de flujo.</li>
	<li>Después de que el sistema termine de enjuagar, repita los pasos 4.1 y 4.2. Inicie el flujo sin irradiación. Este es el no control láser para tener en cuenta la oxidación de fondo en las células.</li>
	<li>Mientras se ejecuta la siguiente muestra, gire hacia abajo la muestra anterior a 450-800 x g durante 5 min, retire el disolvente y vuelva a suspender en 100 l de un tampón de lisis celular como tampón de ensayo de radioinmunoprecipitación (RIPA).</li>
	<li>Transfiera la muestra a un tubo de microcentrífuga y congele el flash en nitrógeno líquido.</li>
	<li>Cuando todas las muestras hayan terminado de funcionar, desmonte el sistema de flujo para su limpieza. Deseche el tubo de sílice usado y limpie todas las demás conexiones sonicando durante 1 h en agua al 50%: 50% de metanol. Limpie las jeringas según las instrucciones del fabricante.</li>
</ol>5. Digest
<ol><li>Digerir todo el lisado celular. Comience descongelando las muestras y caliente a 95oC durante 10 min.</li>
	<li>Después de calentar, enfríe el lisado sobre hielo durante 15 minutos.</li>
	<li>Añadir 25 unidades de nucleasa para digerir EL ADN y el ARN e incubar en la habitación templada durante 15 min.</li>
	<li>Esgire muestras utilizando una centrífuga de mesa a 16.000 x g durante 10 min a 4 oC.</li>
	<li>Recoja el sobrenadante y transfiéralo a un tubo de microcentrífuga limpio.</li>
	<li>Compruebe la concentración de proteínas utilizando un kit de ensayo de proteínas.</li>
	<li>Transfiera 20-100 g de muestra a un tubo de microcentrífuga limpio y lleve a 100 ol.</li>
	<li>Reduzca las muestras con ditiloitotol de 20 mM (TDT) a 50 oC durante 45 min.</li>
	<li>Enfríe las muestras a temperatura ambiente durante 15 min.</li>
	<li>Alquilato con yodoacetamida de 20 mM (IAA) a temperatura ambiente durante 20 min protegido de la luz.</li>
	<li>Añadir acetona pre-enfriada en una proteína de proporción 1:4: acetona. Mezclar las muestras y colocar las muestras en -20 oC durante la noche.</li>
	<li>A la mañana siguiente, espíe muestras a 16.000 x g durante 10 min a 4oC.</li>
	<li>Retire el sobrenadante y agregue 50 s de acetona pre-enfriada al 90%. Mezclar las muestras y girar hacia abajo a 16.000 x g durante 5 min a 4 oC.</li>
	<li>Retire la acetona y deje que las muestras se sequen dejando las tapas de la microcentrífuga abiertas con una toallita libre de pelusas que cubra la parte superior. Después de que las muestras se hayan secado, resuspenda el pellet de proteína con 10 mM Tris buffer pH 8.</li>
	<li>Resuspenda 20 g de tripsina en 40 ml de 10 mM Tris buffer pH 8. Añadir 2 g de tripsina (masa: relación de masa de 1 trypsin: 50 muestra). Incubar muestras a 37oC durante la noche.</li>
	<li>A la mañana siguiente comprobar la concentración de péptidos utilizando un ensayo de péptido. Después de eliminar la muestra para el ensayo de péptidos, atemple la digestión de la trippsina añadiendo ácido fórmico a las muestras (la concentración final es del 5% de ácido fórmico).</li>
	<li>Una vez determinada la concentración final del péptido, transfiera 10 g de cada muestra a un tubo de microcentrífuga limpio. Esto garantiza que se analice la misma cantidad de cada muestra. Seque la muestra con una centrífuga al vacío. Una vez secado resuspend con 20 l de espectrometría de masas grado 0.1% ácido fórmico. Transfiera muestras a viales de muestreador automático.</li>
</ol>6. Cromatografía líquida-Espectrometría de masas tándem
<ol><li>Para localizar las modificaciones FPOP, analice el caso de celda digerida mediante el análisis LC-MS/MS.</li>
	<li>Utilizar fases móviles de ácido fórmico al 0,1% en agua (A) y 0,1% de ácido fórmico en acetonitrilo (B).</li>
	<li>Cargue una columna de captura de 0,5 g de muestra en una columna de captura de 180 m x 20 mm C18 (5 m y 100 o) y la muestra de lavado con 99% (A) y 1% (B) durante 15 min.</li>
	<li>Utilizando una columna analítica de 75 m x 30 cm C18 (5 m y 125 o), ejecute el método de separación analítica con un caudal de 0,300 l/min a partir del 3% (B) durante un minuto y, a continuación, rampa al 10% (B) de 1-2 min. Siguiente rampa a 45% (B) de 2-100 min luego 100% (B) de 100-110 min. Limpie la columna sosteniendo al 100% (B) de 110-115 min. Reacondicione la columna reduciendo a 3% (B) de 115-116 min y mantenga a 3% (B) de 116-130 min.</li>
	<li>Establezca el método de adquisición de MS para que tenga una resolución de 60.000 con un rango de exploración m/z de 375-1500. Establezca el objetivo de control de ganancia automático (AGC) en 5,0 x 105 con un tiempo de inyección máximo de 50 ms.</li>
	<li>Durante la adquisición de EM, seleccione los iones precursores con estados de carga 2-6 para el aislamiento a través de la adquisición dependiente de datos (DDA) con una ventana de aislamiento de 1,2 m/z y un tiempo de ciclo de 4 s. Seleccione los péptidos con un umbral de intensidad de 5,0 x 104 para la activación de HCD con una energía normalizada establecida en 32%. Excluir los péptidos después de la adquisición de MS/MS para 60 s. Establezca la resolución MS/MS en 15.000 con una meta AGC de 5,0 x 104 y un tiempo máximo de inyección de 35 ms.</li>
</ol>7. Procesamiento de datos
<ol><li>Busque los archivos RAW en un software de análisis de proteínas disponible contra una base de datos de proteínas relevante y la enzima de resumen relevante. Aquí, utilice la base de datos Swiss-Prot Homo Sapiens y la trippsina.</li>
	<li>Establezca la masa precursora para buscar entre 350 y 5.000 Da y una tolerancia de masa de 10 ppm. Puede haber como máximo 1 sitio de escote perdido con una longitud de péptido entre 6 y 144 residuos. Estas limitaciones facilitan la búsqueda de bases de datos.</li>
	<li>Establezca la tolerancia de masa máxima de los iones de fragmento según 0,02 Da con el carbamidometil (+57.021) como modificación estática y todas las modificaciones FPOP de 17 aminoácidos como modificación dinámica(la Figura 4 es un ejemplo del flujo de trabajo de análisis de proteínas utilizado para detectar modificaciones FPOP). NOTA: Las modificaciones de FPOP en la serina y la trionina no se incluyen en la búsqueda debido a su menor reactividad con radicales hidroxilo.</li>
	<li>Busque con una base de datos de señuelos con una tasa de descubrimiento falsa del 1% y el 5%.</li>
	<li>Una vez que los archivos han terminado de buscar, calcule la extensión de la modificación de FPOP. Abra Proteome Discoverer 2.2, secuencia de exportación, ubicaciones de modificación, adhesión de proteínas, archivo de espectro, abundancia de precursores e información de tiempo de retención. Calcular la extensión de la modificación a partir de la ecuación 4: <img src="/files/ftp_upload/60911/60911eq2.jpg"> El área EIC modificada es el área cromatográfica de un péptido específico con una modificación de radical hidroxilo. El área EIC es el área cromatográfica total de las áreas modificadas y no modificadas de ese péptido específico. El grado de oxidación se calcula en las muestras con y sin irradiación. La muestra que omite la irradiación (control) explica cualquier oxidación de fondo que podría haber estado presente en las células antes y después de la exposición a H2O2. Los controles se restan de las muestras de irradiación para ayudar a aislar las modificaciones específicas de FPOP.</li>
</ol>

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</ol>

Lisa Jones es una inventora en el montaje de flujo para la patente de celdas (número de publicación: 20180079998).

Se han desarrollado varias técnicas basadas en espectrometría de masas para estudiar la estructura de proteínas y los complejos de proteínas-ligand de una manera a lo ancho del proteome en células enteras o lisados celulares. Estas técnicas incluyen, entre otras, la estabilidad de las proteínas a partir de la tasa de oxidación (SPROX), el perfilado de proteome térmico (TPP), la reticulación química (XL-MS) y la huella de proteínas radicales hidroxilo (HRPF). Cada técnica tiene limitaciones y ventajas únicas en comparación entre sí, que han sido ampliamente revisadas12. Cada uno de estos métodos se han utilizado para la biología estructural amplia proteome para dilucidar la estructura de proteínas y, en última instancia, funcionar dentro del entorno celular complejo. IC-FPOP es una técnica DE HRPF que utiliza radicales hidroxilo para modificar oxidativamente las cadenas laterales expuestas a disolventes de aminoácidos, sondeando la estructura proteica y las interacciones proteína-ligand dentro de las células viables13. IC-FPOP es una mejora a la HRPF inicial en células vivas que utilizaron la química de Fenton para generar radicales en la escala de tiempo de minutos14. En este estudio, los cambios estructurales en una proteína de membrana integral en respuesta a la reducción del pH o la fuerza iónica del tampón se caracterizaron con éxito con una buena cobertura de oxidación a través de la proteína. En comparación con la química de Fenton, IC-FPOP es mucho más rápido, modificando las proteínas en la escala temporal de microsegundos, lo que permite estudiar la conformación de proteínas nativas.
Una prueba clave para IC-FPOP es confirmar la viabilidad de las células después de la exposición a H2O2. Usando una línea de mezcla de 40 cm, las células se incuban en H2O2 durante aproximadamente 3 s antes de la irradiación. Este tiempo se puede ajustar cambiando la longitud de este tubo de sílice. Cabe destacar que aunque el uso de trypan azul para probar la viabilidad celular muestra la integridad de las células se sostienen después de la incubación de H2O2, las células podrían estar bajo vías de señalización que afectan al estrés que interactúan con H2O2. Afortunadamente, el corto tiempo de incubación es más rápido que la síntesis de proteínas proporcionando confianza las proteínas presentes no son inducidas por H2O2.
El siguiente paso importante es confirmar el montaje adecuado del sistema de flujo. Una vez montado, asegúrese de que no haya fugas después de vaciar el sistema con el búfer deseado. Si hay fugas, asegúrese de que el tubo de sílice se haya cortado correctamente y esté al ras contra la férula para hacer un sello adecuado una vez apretado. Todas las piezas están apretadas a mano, por lo que no se necesarian herramientas. Durante cada experimento IC-FPOP, asegúrese de que los agitadores magnéticos de la jeringa celular permanezcan en movimiento. Esta pequeña agitación limita el número de células que se asientan en la parte inferior de la jeringa, pero no es lo suficientemente dura como para cortar las células. Después de una carrera, quedan aproximadamente 50 ml de células en la jeringa. Asegúrese siempre de diluir esto con un paso de encuadernparamiento para limitar el número de células que se transportan al siguiente experimento. Se recomienda utilizar una jeringa de células nuevas si se están comparando varios tratamientos celulares. También es importante seleccionar un búfer adecuado para las celdas que se están probando. Algunos tampones acalmtan el radical hidroxilo, lo que lleva a menos modificaciones en las proteínas. Xu y otros han demostrado que algunos buffers comúnmente utilizados disminuyen la vida útil del radical hidroxilo11. DPBS y HBSS son búferes comunes utilizados para experimentos IC-FPOP.
Siguiendo IC-FPOP, optimice el protocolo de digestión en función de los parámetros necesarios. Dado que el FPOP produce modificaciones covalentes irreversibles, hay un amplio tiempo disponible para una digestión y limpieza a fondo sin perder la cobertura de etiquetado. Pruebe y normalice siempre la concentración de proteínas para que las concentraciones uniformes de péptidos se carguen para la espectrometría de masas en tándem. Por último, tenga en cuenta que no se puede realizar una inmunoprecipitación junto con IC-FPOP. Si una modificación FPOP se dirige a la región de interacción, se reducirá la afinidad del anticuerpo. Para ayudar a aumentar la identificación de las modificaciones FPOP, los pasos de separación cromatográfica 2D han demostrado triplicar el número de péptidos oxidados detectados15.
Un desafío de cualquier experimento FPOP es el complicado nivel de análisis de datos debido a los posibles productos de oxidación que pueden surgir. Esto es cierto tanto en la célula como in vitro, pero se incrementa drásticamente con la complejidad añadida de analizar los lysates celulares. Con una mayor optimización de IC-FPOP surgen más proteínas con mayores coberturas de modificación, lo que hace que el análisis sea más arduo. La cantidad de cizallamiento de datos generados a partir de un único experimento IC-FPOP limita el uso de la validación manual, lo que hace que los investigadores dependan más del software. Debido a esto, Rinas y otros desarrollaron una estrategia de cuantificación para HRPF utilizando Proteome Discoverer (PD)16. Este método utiliza un flujo de trabajo de nodo de búsqueda múltiple en PD combinado con una plataforma cuantitativa en una hoja de cálculo. Se están realizando nuevas mejoras en la plataforma IC-FPOP para aumentar el número de péptidos identificados con modificaciones de FPOP, junto con una mayor reproducibilidad y precisión de cuantificación.

La huella de proteína sión de radicales hidroxilo (HRPF) es un método que sondas la accesibilidad solvente de una proteína a través de modificaciones covalentes producidas a partir de radicales hidroxilo. Cuando la estructura proteica o las interacciones proteicas cambian, alterará la exposición a disolventes de aminoácidos, alterando así el grado de modificación de los residuos. Con HRPF, las interacciones proteicas1,2,3 y los cambios de conformación proteica4,5,6 han sido interrogados con éxito in vitro. Existen varios métodos que generan radicales hidroxilo para experimentos de HRPF, uno de ellos es una rápida oxidación fotoquímica de proteínas (FPOP). FPOP fue desarrollado por Hambly y Gross en 2005 y utiliza un láser excimer de 248 nm para producir radicales hidroxilo a través de la fotólisis del peróxido de hidrógeno (H2O2)7.
Recientemente, Espino y otros ampliaron el uso de FPOP para sondear la estructura proteica en células vivas, un método llamado FPOP en células (IC-FPOP)8. A diferencia de los estudios in vitro, el estudio de las proteínas en las células explica el hacinamiento molecular junto con varias interacciones proteicas que potencialmente podrían influir en la estructura. Además, presenta la ventaja de proporcionar una instantánea del proteome completo que potencialmente proporciona información estructural de numerosos sistemas a la vez para realizar una biología estructural amplia del proteome. Además, esta técnica es ideal para proteínas que son difíciles de estudiar in vitro, como las proteínas de membrana.
Los estudios iniciales de IC-FPOP sondearon con éxito 105 proteínas que varían en abundancia de proteínas y localización celular. Para mejorar el método IC-FPOP, Rinas y otros desarrollaron un sistema de microflujo para el flujo de una sola célula9. La mejora del sistema de flujo original limita la agregación de celdas y aumenta el H2O2 disponible disponible para la irradiación. En el sistema de flujo inicial, las células que se aglutinan en el tubo de sílice dieron lugar a obstrucciones e irradiación desigual. La incorporación de dos corrientes de un tampón de vaina enfoca hidrodinámicamente las células, lo que les permite fluir individualmente más allá del láser. La incorporación de una jeringa separada para el H2O2 permite un tiempo de exposición más controlado y optimizable que permite concentraciones más altas de H2O2 sin efectos adversos. Además, limitar el tiempo de incubación limita la descomposición de H2O2 por catalasa endógena. Al incorporar este nuevo sistema de flujo, el número detectado de proteínas con una modificación FPOP aumentó 13 veces, ampliando así las capacidades de este método para sondear una multitud de proteínas en células vivas. En este protocolo se describe un experimento general IC-FPOP centrado en el montaje del sistema de flujo IC-FPOP.

<table><tbody><tr><td>Tubos de centrífuga cónicos de 15 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-959-53A</td><td>cualquier marca es suficiente</td></tr><tr><td>Jeringa hermética al gas de 5 mL, bloqueo Luer extraíble</td><td>SGE Analytical Science</td><td>008760</td><td></td></tr><tr><td>Tubos de centrífuga cónicos de 50 mL</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-432-22</td><td>cualquier marca es suficiente</td></tr><tr><td>500 y micro; L SGE Jeringas herméticas al gas: Modelos Luer-Lok fijos</td><td>Fisher Scientific</td><td>SG-00723</td><td></td></tr><tr><td>Acetona, grado HPLC</td><td>Fisher Scientific</td><td>A929-4</td><td>4 L cantidad no es necesaria</td></tr><tr><td>Acetonitrilo con 0.1% de ácido fórmico (v/v), grado LC/MS Fisher Scientific</td><td></td><td>LS120-500</td><td></td></tr><tr><td>ACQUITY UPLC M-Class Symmetry C18 Columna de trampa, 100 &Aring;, 5 &micro; m, 180 y micro; m x 20 mm, 2G, V/M, 1/pkg</td><td>Aguas</td><td>186007496</td><td></td></tr><tr><td>Sistema UPLC Clase M</td> Papel de aluminio <td>Lámina</td> de aluminio <td>ACQUITY UPLC M-Class System</td><td></td></tr><tr><td>de Waters</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-213-100</td><td>cualquier marca es suficiente</td></tr><tr><td>Aqua 5 & m C18 125 y Aring; material de embalaje</td><td>Phenomenex</td><td>04A-4299</td><td></td></tr><tr><td>Centrífuga</td><td>Eppendorf</td><td>022625501</td><td></td></tr><tr><td>Limpiaparabrisas para tareas delicadas</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-666A</td><td></td></tr><tr><td>Dithiothreiotol (DTT)</td><td>AmericanBio</td><td>AB00490-00005</td><td></td></tr><tr><td>DMSO, Anhidro</td><td>Invitrogen</td><td>D12345</td><td></td></tr><tr><td>EX350 láser excímero</td><td>GAM Laser</td><td>EX350 láser</td><td></td>excimer</tr><tr><td>FEP Tubo 1/16" OD x 0.020" ID</td><td>IDEX Health & Ciencia</td><td>1548L</td><td></td></tr><tr><td>Ácido fórmico, grado LC/MS</td><td>Fisher Scientific</td><td>A117-50</td><td></td></tr><tr><td>HV3-2 VÁLVULA</td><td>Hamilton</td><td>86728</td><td></td></tr><tr><td>Peróxido de hidrógeno</td><td>Fisher Scientific</td><td>H325-100</td><td>cualquier peróxido de hidrógeno al 30% es suficiente</td></tr><tr><td>Yodoacetamida (IAA)</td><td>ACROS Organics</td><td>122270050</td><td></td></tr><tr><td>Legato 210 bomba de jeringa</td><td>KD Scientific</td><td>788212</td><td>Cualquier bomba de jeringa que pueda contener jeringas de 4, 5 mL, extraer y expulsar líquido, y tener una forma de rabilizar el motor debe funcionar</td></tr><tr><td>Adaptador Luer Hembra Luer a 1/4-28 Polipropileno Macho</td><td>IDEX Health & Science</td><td>P-618L</td><td></td></tr><tr><td>Metanol, LC/MS Grado</td><td>Fisher Scientific</td><td>A454SK-4</td><td>4 L cantidad no es necesaria</td></tr><tr><td>Microcentrífuga</td><td>Thermo Scientific</td><td>75002436</td><td></td></tr><tr><td>N,N'-Dimetiltiourea (DMTU)</td><td>ACROS Organics</td><td>116891000</td><td></td></tr><tr><td>NanoTight Sleeve Green 1/16" ID x .0155" ID x 1.6"</td> <td>IDEX Health & Science</td><td>F-242X</td><td></td></tr><tr><td>NanoTight Funda Amarilla 1/16" OD x 0.027" ID x 1.6"</td><td>IDEX Salud & Ciencia</td><td>F-246</td><td></td></tr><tr><td>N-terc-butil-&alfa;-fenilnitrona (PBN)</td><td>ACROS Organics</td><td>177350250</td><td></td></tr><tr><td>Orbitrap Fusion Lumos Espectrómetro de masas Tribrid</td><td>Thermo Scientific</td><td>Orbitrap Fusion Lumos Espectrómetro de masas tríbrido</td> otros <td>instrumentos de alta resolución (por ejemplo, Q exactive Orbitrap o Orbitrap Fusion)</td></tr><tr><td>Medidor de energía piroeléctrica PE50-C</td><td>Ophir Optronics</td><td>7Z02936</td><td></td></tr><tr><td>Ensayo de péptidos colorimétricos cuantitativos Pierce</td><td>Thermo Scientific</td><td>23275</td><td></td></tr><tr><td>Kit de ensayo de proteínas BCA Pierce Rapid Gold</td><td>Thermo Scientific</td><td>A53225</td><td></td></tr><tr><td>Pierce Tripsina proteasa, grado MS Thermo Scientific</td><td></td><td>90058</td><td></td></tr><tr><td>Pierce Nucleasa universal para lisis celular</td><td>Fisher Scientific</td><td>88702</td><td></td></tr><tr><td>Piedra de corte Polymicro, 1 "x 1" x 1/32 "</td><td>Molex</td><td>1068680064</td><td>cualquier cortador de tubos capilares es suficiente</td></tr><tr><td>Tubo capilar de sílice fundida flexible Polymicro, diámetro interior 150 y micro; m, diámetro exterior 360 y micro; m, TSP150350</td><td>Polymicro Technologies</td><td>1068150024</td><td></td></tr><tr><td>Tubo capilar de sílice fundida flexible Polymicro, diámetro interior 450 y micro; m, diámetro exterior 670 y micro; m, TSP450670</td><td>Polymicro Technologies</td><td>1068150025</td><td></td></tr><tr><td>Tubo capilar de sílice fundida flexible Polymicro, diámetro interior 75 y micro; m, diámetro exterior 360 y micro; m, TSP075375</td><td>Polymicro Technologies</td><td>1068150019</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato de potasio monobásico</td><td>Fisher Scientific</td><td>P382-500</td><td></td></tr><tr><td>Proteome Discover 2.2 (software de proteómica ascendente)</td><td>Thermo Scientific</td><td>OPTON-30799</td><td></td></tr><tr><td>Agitador de tambor magnético rotativo</td><td>V& P Científico, Inc.</td><td>VP 710D3</td><td></td></tr><tr><td>Agitador de tambor magnético rotativo, kit de accesorios para usar con bombas de jeringa</td><td>V& P Científico, Inc.</td><td>VP 710D3-4</td><td></td></tr><tr><td>Férula Super Flangeless con anillo SST, Tefzel&trade; (ETFE), 1/4-28 de fondo plano, para 1/16" de diámetro exterior</td><td>IDEX Health & Science</td><td>P-259X</td><td></td></tr><tr><td>Super Flaningess Tuerca PEEK 1/4-28 Fondo Plano, para 1/16" y 1/32" de diámetro exterior</td><td>IDEX Health & Science</td><td>P-255X</td><td></td></tr><tr><td>Super Tumble Stir Discs, 3,35 mm de diámetro, 0,61 mm de grosor</td><td>V& P Científico, Inc.</td><td>VP 722F</td><td></td></tr><tr><td>Thermo Scientific Pierce RIPA Buffer</td><td>Fisher Scientific</td><td>PI89900</td><td></td></tr><tr><td>Tris Base</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP152-500</td><td></td></tr><tr><td>Cruces de baja presión de Upchurch Scientific: PEEK</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-700-182</td><td></td></tr><tr><td>Camisetas de baja presión de Upchurch Scientific: PEEK</td><td>Fisher Scientific</td><td>05-700-178</td><td></td></tr><tr><td>Lentes esféricas plano-convexas de sílice fundida UV</td><td>THORLABS</td><td>LA4052</td><td></td></tr><tr><td>V& P Scientific IncSocio de Diversidad de Proveedores TUMBL STIR DISC PARYLENE 1000</td><td>V& P Científico, Inc.</td><td>VP724F</td><td></td></tr><tr><td>VHP MicroTight Unión para 360 y micro; m OD</td><td>IDEX Salud & Ciencia</td><td>UH-436</td><td></td></tr><tr><td>Agua con 0.1% de ácido fórmico (v/v), grado LC/MS</td><td>Fisher Scientific</td><td>LS118-500</td><td></td></tr><tr><td>agua, grado LC/MS</td><td>Fisher Scientific</td><td>W6-4</td><td></td></tr></tbody></table>

caracterización de proteínas celulares con oxidación fotoquímica rápida en las células de proteínas

Characterizing Cellular Proteins with In-cell Fast Photochemical Oxidation of Proteins

La rápida oxidación fotoquímica de proteínas (FPOP) es un método de huella de proteína sorteradical utilizado para caracterizar la estructura e interacciones proteicas. FPOP utiliza un láser excimer de 248 nm para fotolizar el peróxido de hidrógeno produciendo radicales hidroxilo. Estos radicales oxidativamente modifican las cadenas laterales expuestas solventes de 19 de los 20 aminoácidos. Recientemente, este método se ha utilizado en células vivas (IC-FPOP) para estudiar las interacciones proteicas en su entorno nativo. El estudio de proteínas en las células explica el hacinamiento intermolecular y varias interacciones proteicas que se interrumpen para los estudios in vitro. Se diseñó un sistema de flujo de celda única personalizado para reducir la agregación de celdas y la obstrucción durante IC-FPOP. Este sistema de flujo enfoca las células más allá del láser excimer individualmente, asegurando así una irradiación consistente. Al comparar el grado de oxidación producido a partir de FPOP con la accesibilidad solvente de la proteína calculada a partir de una estructura cristalina, IC-FPOP puede sondear con precisión las cadenas laterales de proteínas accesibles al disolvente.

IC-FPOP es un método de huella para interrogar las interacciones proteicas en células vivas. En el sistema de flujo IC-FPOP, el tiempo de exposición H2O2 se limita a aproximadamente 3 s, lo que garantiza concentraciones más altas de H2O2 sin consecuencias perjudiciales para las células. El sistema de flujo también incorpora dos corrientes de tampón de vaina, que enfoca hidrodinámicamente las células al centro del tubo produciendo un solo flujo de células para ser irradiadas uniformemente(Figura 5)9. Las imágenes de fluorescencia de imágenes apiladas YZ ortogonales(Figura 5A)muestran una separación clara del tampón de vaina (que contiene un fluoróforo FITC) de la solución celular (que contiene un fluoróforo TMRM). Para enfatizar esta separación, la Figura 5B y la Figura 5C muestran mapas de calor promedio tridimensionales de la solución de búfer de vaina o la solución celular, lo que ilustra una mezcla mínima de las dos soluciones.
El uso del sistema de flujo de una sola célula aumenta el número de proteínas modificadas oxidativamente en 13 veces(Figura 6A)9. En este método, las proteínas en muchos de los compartimentos celulares están etiquetadas con proteínas de membrana, proteínas citoplasmáticas y proteínas dentro del núcleo siendo el más frecuente8,9. Para garantizar que las proteínas se modificaran dentro de las células intactas, se realizaron imágenes fluorescentes de las células tratadas con CellROX tras el tratamiento y la irradiación de H2O2 (Figura 6B)8. La estabilidad de las células a lo largo del proceso de etiquetado confirma aún más la eficacia de IC-FPOP para sondear proteínas en su entorno celular nativo. Mediante el uso de espectrometría de masas tándem, estas modificaciones se pueden localizar a aminoácidos específicos en una proteína. La Figura 7 representa una modificación que tiene lugar durante IC-FPOP junto con su cromatograma iónico extraído. El desplazamiento observado en el cromatograma iónico extraído se traduce en el cambio en la hidrofobicidad causado por la metionina oxidada en el péptido modificado.
Para comprobar si la sonda de modificaciones FPOP de la sonda de accesibilidad solvente dentro de las células, en la célula se comparó la actina etiquetada en las células con un estudio de huella in vitro y varias estructuras cristalinas de actina (Figura 8)8. La actina etiquetada en la célula está representada en la Figura 8A muestra extensiones comparables de oxidación del estudio in vitro realizado por Guan et al.10 (Figura 8B),la actina final tiene una accesibilidad solvente similar para estudios tanto en la célula como en los in vitro. Para confirmar aún más que IC-FPOP estaba sondeando la accesibilidad solvente de la actina, el alcance de las modificaciones de FPOP se comparó con la accesibilidad solvente de los residuos etiquetados calculados a partir de dos estructuras cristalinas de actina(Figura 8C). Esta correlación demuestra que IC-FPOP sondea la accesibilidad solvente del pozo de proteína monomérica.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60911/60911fig1.jpg"> Figura 1: Cómo construir correctamente los férulos. (A) Coloque las férulas, el tubo de sílice y el manguito antes de apretar. (B) Apriete todos los componentes juntos. (C) El producto final producirá una férula que se ha apretado en el manguito. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60911/60911fig1large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60911/60911fig2.jpg"> Figura 2: Configuración del sistema de flujo IC-FPOP. (A) Imagen de un sistema de flujo IC-FPOP completamente montado situado junto al láser. (B) Ejemplo de un espaciador necesario para aumentar el diámetro exterior de las jeringas de 500 ml para apretar con éxito todas las jeringas juntas. (C) Imágenes representativas que muestren el espacio necesario para los agitadores magnéticos. (D) Los taponadores son necesarios para detener la bomba de la jeringa sin romper las jeringas. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60911/60911fig2large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60911/60911fig3.jpg"> Figura 3: Esquema del sistema de flujo desarrollado para IC-FPOP. Las líneas azules representan tubos de sílice con un ID de 450 m y 670 m de DoL, las líneas rojas tienen un ID de 150 m y un OD de 360 m, y las líneas naranjas tienen un ID de 75 m y un OD de 360 m. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60911/60911fig3large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60911/60911fig4.jpg"> Figura 4: Software de análisis de proteínas utilizado para detectar modificaciones FPOP. Un flujo de trabajo típico con las modificaciones correspondientes buscadas en cada nodo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60911/60911fig4large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60911/60911fig5.jpg"> Figura 5: El sistema de flujo de una sola célula enfoca hidrodinámicamente las células en una sola corriente. (A) Pila yZ ortogonal que ilustra el enfoque 3D del analito celular (rojo, fluoróforo TMRM) rodeado por el búfer de vaina (verde, fluoróforo FITC). Mapa de calor de intensidad media tridimensional del búfer de vaina (B) y analito celular (C). Las intensidades más bajas son azules y las más altas son rojas (B-C). Esta figura ha sido modificada de Rinas et al.9<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60911/60911fig5large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60911/60911fig6.jpg"> Figura 6: La utilización del sistema de flujo IC-FPOP aumenta drásticamente las proteínas modificadas por FPOP en las células de ingesta. (A) Comparación de proteínas oxidadas identificadas con y sin el sistema de flujo. El sistema de flujo identificó 1391 proteínas modificadas FPOP, mientras que sólo 105 proteínas fueron identificadas sin sistema de flujo con una superposición de 58 proteínas modificadas. Esta cifra ha sido modificada de Rinas et al.9 (B) Imágenes de fluorescencia de células tratadas con CellROX después de IC-FPOP muestran que las células siguen intactas después del etiquetado oxidativo. Las células fueron fotografiadas usando un microscopio multifota Olympus Fluoview FV1000 MPE a 665 nm. La imagen que se muestra es un solo sector. Esta figura ha sido modificada de Espino et al.8<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60911/60911fig6large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60911/60911fig7.jpg"> Figura 7: Ejemplos de espectros MS/MS en tándem que tienen lugar durante IC-FPOP. Espectros de iones de producto (MS/MS) de un péptido(A) no modificado y una oxidación(B)detectada en el residuo M8 encontrado en ese péptido. Un EIC representativo del péptido no modificado (C) y (D) péptido modificado. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60911/60911fig7large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60911/60911fig8.jpg"> Figura 8: IC-FPOP es eficaz para sondear la accesibilidad a disolventes de proteínas. (A) Extensión de modificación de los 9 péptidos modificados oxidativamente de actina. Los valores se muestran como promedios más y menos desviación estándar (n a 3). (B) Modificación de péptidos de actina oxidados in vitro por radiolisis sincrotrón de Guan et al.10 (C) Correlación de residuos Modificaciones FPOP con SASA en los estados estrechos (triángulos, línea de tendencia discontinua) y abierto (círculos, línea de tendencia sólida) de actina. Esta figura ha sido modificada de Espino et al.8<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60911/60911fig8large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Aquí, caracterizamos la estructura de proteínas y los sitios de interacción en células vivas utilizando una técnica de huella proteica llamada oxidación fotoquímica rápida en las células de proteínas (IC-FPOP).

Caracterización de proteínas celulares con oxidación fotoquímica rápida en las células de proteínas

Fast photochemical oxidation of proteins (FPOP) is a hydroxyl radical protein footprinting method used to characterize protein structure and interactions. ...

FPOP en células junto con la espectrometría de masas es una nueva y poderosa técnica utilizada para estudiar las interacciones de proteínas proteicas y los cambios estructurales de proteínas en las células vivas. Con FPOP en células, no es necesario aislar proteínas de interés, sino que puede estudiarlas en sus entornos nativos. Esto es particularmente útil para las proteínas de membrana.Con este método, puede estudiar los cambios en las interacciones de la estructura y las proteínas en una variedad de enfermedades, incluyendo el cáncer y trastornos genéticos, para que pueda entenderlos y caracterizarlos mejor. Para comenzar el montaje del sistema de flujo, utilice una piedra de escote para cortar el tubo de sílice fusionado a los tamaños adecuados. A continuación, coloque seis pequeños imanes cilíndricos en una jeringa de 500 microlitros y llene la jeringa, una segunda jeringa de 500 microlitros y dos jeringas de cinco mililitros con tampón de vaina.Después de extraer el aire, coloque las jeringas en la bomba de la jeringa y apriete el tapón de la bomba de la jeringa para que la jeringa de la célula tenga aproximadamente 50 microlitros que quedan cuando el motor se detenga. Usando un adaptador de señuelo, conecte una válvula manual a cada jeringa y ensamble el tubo de sílice como se ilustra, asegurándose de enhebrar la célula más la línea de sílice de peróxido de hidrógeno a través de la cruz e insertarla directamente en la línea de sílice 450 ID. Cuando todo el tubo se haya conectado, coloque el sistema de flujo junto a un láser y utilice un encendedor para quemar el recubrimiento de sílice en el tubo de 450 micrómetros de diámetro interior para hacer una ventana para la irradiación láser.Coloque un agitador magnético por encima de la jeringa celular que contiene los seis imanes y coloque la bomba de la jeringa en 492,4 microlitros por minuto para un caudal final de 1083,3 microlitros por minuto. Búfer de flujo a través del sistema tres veces para vaciar el sistema, comprobando cada conexión en busca de fugas. Utilice una lente convexa para enfocar el láser excimer en el tubo de sílice.Para probar la ventana de irradiación, coloque un pequeño trozo de papel detrás del tubo de sílice y encienda el láser. A continuación, mida la región quemada de la irradiación y utilice la ventana de irradiación y el caudal para calcular la frecuencia láser necesaria para obtener una fracción de exclusión de cero. Para recoger las células para el procedimiento, lave las células de un cultivo de matraz T175 de 70 a 90% confluente con una solución de sal adecuada para el cultivo celular.Resuspender las células en 10 mililitros de tampón para contar y recoger las células por centrifugación. Es fundamental contar las celdas para asegurarse de que son suficientes para el análisis descendente, pero no demasiadas para hacer que se agreguen y obstruyan el sistema de flujo. Luego resuspender las células a un dos veces 10 a las sextas células por mililitro de concentración de tampón de vaina y aliquot las células en un volumen de 500 microlitros por muestra.Para FPOP en la célula, llene las dos jeringas de cinco mililitros con tampón de vaina fresca, la jeringa de 500 microlitros que contiene los imanes con una alícuota de células y la jeringa final de 500 microlitros con peróxido de hidrógeno recién preparado de 200 mililitros. Encienda el agitador magnético y piga en 220 microlitros de dimetil sulfóxido a una alícuota de Quench. Después de una mezcla suave, coloque el Quench detrás del sistema de flujo para recoger las muestras irradiadas y encender el láser.Después de siete segundos, encienda el sistema de flujo. Una vez que la muestra termine de fluir, apague el láser y mezcle suavemente el Quench con la muestra recogida. A continuación, llene las cuatro jeringas con tampón fresco y enjuague el búfer a través del sistema de flujo.Después de que el sistema termine de enjuagar, repita el procedimiento con una nueva alícuota de células y soluciones sin irradiación como el control sin láser para tener en cuenta la oxidación de fondo dentro de las células. Mientras se ejecuta la siguiente muestra, centrifugar la primera muestra y resuspender el pellet en 100 microlitros de un búfer de lyis celular apropiado. A continuación, transfiera la muestra a un tubo de microcentrífuga para la congelación de flash en nitrógeno líquido.Cuando todas las muestras hayan terminado de funcionar, desmonte el sistema de flujo y deseche el tubo de sílice usado. Luego, limpie todas las demás conexiones por sonicación durante una hora en una solución de 50%agua 50%metanol. Después de aislar y digerir las proteínas del lisato celular de acuerdo con los protocolos estándar, analice el lisato celular digerido de acuerdo con los protocolos LCMS en tándem estándar para localizar la modificación FPOP en todo el protio.A continuación, cargue los datos en un programa de software de análisis de proteínas adecuado y analice los datos con una base de datos de proteínas relevante y la enzima digesta relevante. Una vez que los archivos hayan terminado de buscar, calcule la extensión de la oxidación de FPOP en la proteína de interés. Las imágenes de fluorescencia de imágenes apiladas ortogonales YZ muestran una separación clara del búfer de vaina de la solución celular a medida que fluye más allá de la ventana de irradiación láser.Se pueden generar mapas de calor promedio tridimensionales del búfer de vaina o la solución de celda para ilustrar la mezcla mínima de las dos soluciones. El uso del sistema de flujo de una sola célula aumenta el número de proteínas modificadas oxidativamente en 13 veces. Para confirmar la modificación de las proteínas de interés dentro de las células intactas, se pueden realizar imágenes de fluorescencia después del tratamiento e irradiación de peróxido de hidrógeno.Usando espectrometría de masas en tándem, estas modificaciones se pueden localizar aún más a aminoácidos específicos en una proteína. El cambio observado en este cromatograma iónico extraído se traduce en el cambio en la hidrofobicidad causado por la metionina oxidada en el péptido modificado. La comparación de actina etiquetada en célula por huella in vitro revela niveles similares de oxidación, lo que indica que la actina tiene una accesibilidad de disolvente similar para estudios tanto en células como in vitro.Además, la comparación de la extensión de la rápida oxidación fotoquímica de las modificaciones de la proteína de interés a la accesibilidad del disolvente, los residuos etiquetados calculados a partir de dos estructuras cristalinas de actina demuestra que la oxidación fotoquímica rápida en las células de la proteína de interés sondea eficientemente la accesibilidad del disolvente de la proteína monomérica. Hay varios pasos adicionales que uno puede tomar para aumentar la detección de las modificaciones abundantes más bajas de FPOP, incluyendo cromatografía 2D, fraccionamiento subcelular y técnicas de multiplexación proteómica. Con el uso de FPOP en células, ahora podemos realizar biología proteomiostructural para conectar mejor las estructuras proteicas con la función celular.Debido a la longitud de onda de 248 nanómetros requerida para FPOP, asegúrese de usar siempre gafas protectoras UV y ropa adecuada para evitar la exposición involuntaria a la radiación reflejada o dispersa.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biochemistry

Bioquímica

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Transferencia de Protones y Proteína Conformación Dinámica de proteínas fotosensibles por Time resuelto-Step-scan transformada de Fourier espectroscopia de infrarrojo

Este protocolo describe un método para determinar proteína vida media en las células adherentes vivas sola, con pulso de etiquetado e imagen Time-lapse de fluorescencia complemento etiqueta de proteínas de fusión.

Sola célula cuantificación de las tasas de degradación de proteína por microscopia de fluorescencia Time-lapse en cultivo de células adherentes

Describimos cómo técnicas de micro - y Fotomanipulación como FRAP y fotoactivación permiten la determinación de los parámetros de motilidad y la dinámica espacio-temporal de las proteínas a migración de las células. Lecturas experimentales incluyen la dinámica subcelular y facturación de los reguladores de la motilidad o subyacente del citoesqueleto de actina.

Técnicas de micromanipulación que permite el análisis de las dinámicas morfogenéticas y facturación de los reguladores citoesqueléticos

Este protocolo describe un enfoque basado en la espectroscopia de la fluorescencia fluctuación para investigar las interacciones entre las proteínas median las interacciones célula-célula, es decir, proteínas localizadas en las ensambladuras de la célula, directamente en las células vivas. Ofrecemos directrices detalladas sobre la calibración del instrumento, adquisición de datos y análisis, incluyendo las correcciones a las fuentes de posible artefacto.

Un análisis de espectroscopia de fluorescencia fluctuación de interacciones de proteínas en los contactos célula-célula

La oxidación fotoquímica rápida in vivo de proteínas (IV-FPOP) es una técnica de huella de proteína sinterión radical hidroxilo que permite mapear la estructura proteica en su entorno nativo. Este protocolo describe el montaje y la configuración del sistema de flujo microfluídico IV-FPOP.

En Vivo Hydroxyl Radical Protein Footprinting para el Estudio de Interacciones Proteicas en Caenorhabditis elegans

Este protocolo describe la evaluación del estado redox subcelular específico del compartimento dentro de la célula. Una sonda fluorescente sensible al redox permite un análisis ratiométrico conveniente en las células intactas.

Evaluación de la oxidación celular utilizando una proteína fluorescente verde sensible al redox específica del compartimento subcelular

La oxidación fotoquímica rápida de proteínas es una técnica emergente para la caracterización estructural de proteínas. Diferentes aditivos solventes y ligandos tienen variadas propiedades de barrido hidroxilo radical. Para comparar la estructura proteica en diferentes condiciones, se requiere una compensación en tiempo real de los radicales hidroxilo generados en la reacción para normalizar las condiciones de reacción.

Habilitación de la compensación en tiempo real en oxidaciones fotoquímicas rápidas de proteínas para la determinación de los cambios en la topografía proteica

Este protocolo presenta un método para utilizar dosimetría radical en línea y una fuente de luz plasmática para realizar la huella de proteínas de oxidación flash. Este método reemplaza el peligroso láser UV para simplificar y mejorar la reproducibilidad de la oxidación fotoquímica rápida de los estudios de proteínas.

Huella De Proteína De Radicales Hidroxilo Libre De Láser Para Realizar Análisis Estructurales De Orden Superior De Proteínas

Una nueva plataforma estática se utiliza para caracterizar la estructura proteica y los sitios de interacción en el entorno celular nativo utilizando una técnica de huella proteica llamada oxidación fotoquímica rápida en células de proteínas (IC-FPOP).

Incubadora de plataformas con etapa XY móvil: una nueva plataforma para implementar la oxidación fotoquímica rápida en células de proteínas

Aprende a caracterizar proteínas celulares mediante oxidación fotoquímica rápida in-cell (IC-FPOP) y espectrometría de masas. Esta técnica permite estudiar interacciones proteicas y cambios estructurales en entornos nativos.

Caracterización de proteínas celulares con oxidación fotoquímica rápida en las células de proteínas

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