Name: Uso de Bioink de hidrogel multicapa en bioimpresión tridimensional para distribución celular homogénea (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 29 s
Description: Aprende a usar bioink de hidrogel multicapa en bioimpresión 3D para lograr distribución celular homogénea. Este método evita la sedimentación celular y mejora la viabilidad en ingeniería de tejidos.

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Los autores reconocen las subvenciones de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (81771971, 81970442, 81703470 y 81570422), National Key I&D Program of China (2018YFC1005002), Comisión de Ciencia y Tecnología del Municipio de Shanghái (17JC1400200), Shanghai Municipal Science and Technology Major Project (Grant No. 2017SHZDZX01) y Shanghai Municipal Education Commission (Programa de Innovación 2017-01-0 7-00-07-E00027).

1. Preparación de SF-GelMA cargado de células
<ol><li>Esterilice todos los materiales utilizando unidades de filtro de jeringa de 0,22 m. Realice todos los pasos en un armario de seguridad biológica.</li>
	<li>Caliente 1x PBS a 50oC, y disuelva la gelatina en el 1x PBS calentado con agitación. La concentración final de gelatina en PBS debe ser del 10% (p/v).</li>
	<li>Añadir anhídrido metacrílico en la solución de gelatina (relación de peso del anhídrido metacrílico a gelatina de 0,6 a 1) lentamente con la agitación, y mezclar el complejo durante al menos 1 h (50 oC). Típicamente, preparar 200 ml de 10% solución de gelatina con 12 g de anhídrido metacrílico; el volumen depende de las necesidades del estudio.</li>
	<li>Transfiera la solución mixta que contiene gelatina y anhídrido metacrílico a un tubo estéril de 50 ml.</li>
	<li>Centrifugar la solución mixta a 3.500 x g. Por lo general, se tarda 3-5 minutos para obtener dos capas. Recoger la capa superior (GelMA) y desechar la capa inferior (anhídrido metacrílico no reaccionado).</li>
	<li>Diluir la solución de capa superior obtenida en el paso 1.5 con dos volúmenes de agua desionizada (40-50 oC).</li>
	<li>Dialyze la solución obtenida en el paso 1.6 con una membrana de diálisis de peso molecular de 12-14 kDa contra agua desionizada durante 5 x 7 días (40-50 oC). Cambie el agua dos veces al día.</li>
	<li>Recoja y congele la solución de GelMA a 80 oC durante la noche.</li>
	<li>Liofilizar la solución de GelMA durante 3 x 5 días en un secador de congelación con la temperatura ajustada a -45 oC y la presión ajustada a 0,2 mbar.</li>
	<li>Disolver el GelMA liofilizado (grado de sustitución de aproximadamente 75%) en 1x PBS que contiene 10% de FBS (suero bovino fetal, v/v), 25 mM HEPES (N-2-hidroxietitilpiperazina-N-ácido etano-sulfónico) y fotoiniciador (0,5%, p/v) para obtener la preparación de bioendorgido GelMA. NOTA: El grado de sustitución de GelMA se puede calcular mediante un ensayo de ninhidrina3.</li>
	<li>Mezclar la solución GelMA (10%, p/v) con diferentes volúmenes de solución SF inicial (5%, p/v) y diferentes volúmenes de 1x PBS para obtener bioenergitos SF-GelMA con diferentes concentraciones de SF. La proporción por 1 ml de solución de GelMA y SF en los diferentes bioenergitos se presenta en la Tabla 1. NOTA: Todos los bioenergitos deben contener una concentración final de 5% (p/v) GelMA, pero la concentración de SF varía: 0.5, 0.75, 1.0, 1.25 y 1.5% (p/v) en los diferentes bioenergiendos SF-GelMA. Utilice SF-M-Layered-GelMA para denominar el bioenlatado GelMA modificado con SF de una manera capa por capa. Utilice SF-X-GelMA para denominar a aquellos GelMA modificados con SF de manera homogénea (por ejemplo, GelMA con modificación de 1% SF fue llamado SF-1-GelMA).</li>
	<li>Sonicar todos los bioenergitos durante 10-20 min.</li>
	<li>Cultivar células NIH3T3 usando DMEM (medio águila modificado de Dulbecco) que contiene 10% de FBS y 1% de penicilina-estreptomicina en una incubadora (37oC con 5% DE CO2). Pasaje de las celdas a una proporción de 1:3 cuando la densidad alcanza el 80%.</li>
	<li>Centrifugar la suspensión de las células NIH3T3 a 1500 rpm durante 5 min. Retire el sobrenadante con succión y resuspenda el pellet celular con solución de bioenergía fresca en un tubo estéril de 15 ml. NOTA: La concentración de las células encapsuladas en el bioenlatado debe ser de 1 x 106 células/ml, y la concentración debe calcularse con un citómetro.</li>
	<li>Utilice 2 ml de diferentes bioenergitis SF-GelMA para suspender los gránulos celulares para obtener diversos bioenergitis cargados de células.</li>
</ol>2. Carga, recalentamiento y bioimpresión del SF-M-Layered-GelMA
<ol><li>Cargue 0,4 ml de SF-0.5-GelMA cargado de células en la capa inferior de la jeringa. NOTA: Utilice una jeringa de 2 ml como depósito de bioenlacús en este estudio. Cargue diferentes bioenergidos SF-GelMA en la jeringa de una manera capa por capa.</li>
	<li>Colocar la jeringa en un baño de agua helada (0 oC) durante 5 minutos para hacer que el bioenergía de la capa inferior se transforme en un estado de gel.</li>
	<li>Cargue 0,4 ml de bioenlace SF-0.75-GelMA cargado de células por encima de la capa inferior.</li>
	<li>Coloque la jeringa con las dos capas de bioenergidos en un baño de agua helada (0 oC) durante 5 minutos para hacer que las dos capas de bioenergitos se transformen en un estado de gel.</li>
	<li>Ciclo de los pasos de carga y refrigeración otras 3 veces con los 3 tipos restantes de bioenergientes (SF-1-GelMA, SF-1.25-GelMA, SF-1.5-GelMA) para obtener un sistema de bioenlatado multicapa con diferentes concentraciones de SF en las diferentes capas. El volumen utilizado para la carga de todos los bioenergidos debe ser de 0,4 ml.</li>
	<li>Recalentar el bioenergía multicapa colocando la jeringa en una incubadora (37oC) durante 30 minutos antes de la bioimpresión.</li>
	<li>Utilice una jeringa de 2 ml como depósito de bioenlacús con una boquilla de impresión de 27 G. Ajuste la velocidad de flujo a 50 ml/min, la velocidad de movimiento de la boquilla a 2 mm/s y la altura de la boquilla a 1 mm. Realice el procedimiento de bioimpresión a temperatura ambiente (aproximadamente 20 oC).<ol>
<li>Imprima la construcción de tejido de forma extrusión utilizando una bioimpresora a medida bajo los parámetros adaptados de nuestros estudios anteriores11,12.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilice luz ultravioleta (365 nm, 800 mW) durante 40 s para reticular la construcción del tejido bioimpreso.</li>
	<li>Cultivo de la construcción de tejido reticulado en DMEM (medio águila modificado de Dulbecco) que contiene 10% de FBS y 1% de penicilina-estreptomicina en una incubadora (37 oC con 5% de CO2). El medio se cambió cada 8 h durante los primeros 2 días y cada 2-3 días a partir de entonces.</li>
</ol>

<ol><li>Khademhosseini, A., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+decade+of+progress+in+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocol%22%5BJournal%5D)">A decade of progress in tissue engineering.</a> Nature Protocol. 11 (10), 1775-1781 (2016).</li>
<li>Heinrich, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+bioprinting%3A+from+benches+to+translational+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">3D bioprinting: from benches to translational applications.</a> Small. , 1805510(2019).</li>
<li>Daniela, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functionalization%2C+preparation+and+use+of+cell-laden+gelatin+methacryloyl-based+hydrogels+as+modular+tissue+culture+platforms%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Functionalization, preparation and use of cell-laden gelatin methacryloyl-based hydrogels as modular tissue culture platforms.</a> Nature Protocols. 11 (4), 727-746 (2016).</li>
<li>Pedde, R. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emerging+biofabrication+strategies+for+engineering+complex+tissue+constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Materials%22%5BJournal%5D)">Emerging biofabrication strategies for engineering complex tissue constructs.</a> Advanced Materials. 29 (19), (2017).</li>
<li>Holzl, K., Lin, S., Tytgat, L., Van Vlierberghe, S., Gu, L., Ovsianikov, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioink+properties+before%2C+during+and+after+3D+bioprinting%5BTitle%5D)+AND+%22Biofabrication%22%5BJournal%5D)">Bioink properties before, during and after 3D bioprinting.</a> Biofabrication. 8 (3), 032002(2016).</li>
<li>Guillotin, B., Guillemot, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+patterning+technologies+for+organotypic+tissue+fabrication%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Cell patterning technologies for organotypic tissue fabrication.</a> Trends in Biotechnology. 29 (4), 183-190 (2011).</li>
<li>Murphy, S. V., Atala, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+bioprinting+of+tissues+and+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">3D bioprinting of tissues and organs.</a> Nature Biotechnology. 32, 773-785 (2014).</li>
<li>Dubbin, K., Hori, Y., Lewis, K. K., Heilshorn, S. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dual-stage+crosslinking+of+a+gel-phase+bioink+improves+cell+viability+and+homogeneity+for+3D+bioprinting%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Healthcare+Materials%22%5BJournal%5D)">Dual-stage crosslinking of a gel-phase bioink improves cell viability and homogeneity for 3D bioprinting.</a> Advanced Healthcare Materials. 5 (19), 2488-2492 (2016).</li>
<li>Rutz, A. L., Hyland, K. E., Jakus, A. E., Burghardt, W. R., Shah, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+multimaterial+bioink+method+for+3D+printing+tunable%2C+cell-compatible+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Materials%22%5BJournal%5D)">A multimaterial bioink method for 3D printing tunable, cell-compatible hydrogels.</a> Advanced Materials. 27 (9), 1607-1614 (2015).</li>
<li>Chahal, D., Ahmadi, A., Cheung, K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+piezoelectric+cell+printing+accuracy+and+reliability+through+neutral+buoyancy+of+suspensions%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechnology+and+Bioengineering%22%5BJournal%5D)">Improving piezoelectric cell printing accuracy and reliability through neutral buoyancy of suspensions.</a> Biotechnology and Bioengineering. 109 (11), 2932-2940 (2012).</li>
<li>Chen, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogel+bioink+with+multilayered+interfaces+improves+dispersibility+of+encapsulated+cells+in+extrusion+bioprinting%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Applied+Materials+%26+Interfaces%22%5BJournal%5D)">Hydrogel bioink with multilayered interfaces improves dispersibility of encapsulated cells in extrusion bioprinting.</a> ACS Applied Materials & Interfaces. 11, 30585-30595 (2019).</li>
<li>Zhu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+general+strategy+for+extrusion+bioprinting+of+bio-macromolecular+bioinks+through+alginate-templated+dual-stage+crosslinking%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecular+Bioscience%22%5BJournal%5D)">A general strategy for extrusion bioprinting of bio-macromolecular bioinks through alginate-templated dual-stage crosslinking.</a> Macromolecular Bioscience. 18 (9), 1800127(2018).</li>
<li>Nauman, J. V., Campbell, P. G., Lanni, F., Anderson, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diffusion+of+insulin-like+growth+factor-I+and+ribonuclease+through+fibrin+gels%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Diffusion of insulin-like growth factor-I and ribonuclease through fibrin gels.</a> Biophysical Journal. 92 (12), 4444-4450 (2007).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La estabilidad del sistema multicapa es un punto clave para realizar este protocolo con éxito. Teóricamente calculamos la difusión de moléculas SF en la solución GelMA basada en el estudiode Nauman 13. Se encontró que la difusión de proteínas en solución estaba relacionada con su peso molecular. El peso molecular medio (MW) de la albúmina sérica bovina (BSA) es de 66,5 kDa, y su coeficiente de difusión es de 64-72 m2/s. El MW medio de fibrinógeno es de 339,7 kDa, y su coeficiente de dif...

La bioimpresión tridimensional (3D) ha sido un método prometedor para fabricar réplicas arquitectónicas y funcionales complejas de tejidos nativos en biofabricación y medicina regenerativa1,,2,,3. Las estrategias comunes de bioimpresión, incluyendo inyección de tinta, extrusión e impresión estereolitografía, tienen pros y contras desde diferentes perspectivas4. Entre estas técnicas, el procedimiento de extrusión se utiliza más comúnmente debido a su rentabilidad. Bioink desempeña un papel clave en la estabilidad del proceso de la bioimpresión de extrusión. El bioenlace celular ideal no sólo debe ser biocompatible, sino también adecuado para las propiedades mecánicas5. Los bioinks con baja viscosidad se presentan típicamente como un estado de forma líquida. Estos bioenergiendos se pueden depositar fácil y rápidamente y evitar daños en la membrana celular inducidos por alta tensión de cizallamiento durante la extrusión. Sin embargo, en casos complejos que requieren períodos de impresión a largo plazo, la baja viscosidad a menudo da lugar a la sedimentación inevitable de las células encapsuladas en el depósito de bioenlace, que generalmente es impulsada por la gravedad y conduce a una dispersión celular inhomogénea en el bioenlace6,7. En consecuencia, un bioenlace con dispersión celular inhomogénea obstaculiza la bioimpresión in vitro de una construcción de tejido funcional.
Varios estudios recientes centrados en bioenergicos han reportado la promoción de la dispersión homogénea de células encapsuladas. Para la bioimpresión de extrusión se utilizó un bioenergiente de alginato modificado basado en el reticulación8de doble etapa. Un polímero de alginato fue modificado con péptidos y proteínas en este estudio. Las células presentaban una distribución más homogénea en este alginato modificado que en el alginato comúnmente utilizado debido a los sitios de unión proporcionados por los péptidos y las proteínas. Alternativamente, bioinks mezclados se han utilizado para resolver la sedimentación de células en el bioenergía. En otroestudiose utilizó un bioenlace mezclado que contiene polietilenglicol (PEG) y gelatina o gelatina de metacriloilo (GelMA) con mayor robustez mecánica. Las células encapsuladas presentaban una distribución homogénea principalmente porque se mejoró la viscosidad del bioenergía mezclado. En general, hay varios factores que influyen en la dispersión de las células encapsuladas en el bioendo, como la viscosidad del bioenlociente, la gravedad de las células, la densidad de las células y la duración del período de trabajo. Entre estos factores, la gravedad de las células desempeña un papel crítico en la promoción de la sedimentación. La flotabilidad y fricción proporcionadas por el bioenergía viscosa se han investigado como las principales fuerzas contra la gravedad hasta la fecha10.
Aquí, desarrollamos una estrategia novedosa para promover la dispersión homogénea de las células encapsuladas en el bioenergía mediante la manipulación de múltiples interfaces líquidas en el depósito de bioenergía. Estas interfaces líquidas creadas por la modificación multicapa del bioenlaz no sólo pueden proporcionar retención interfacial, lo que retrasa la sedimentación de las células, sino que también mantienen una biocompatibilidad adecuada y un comportamiento reológico del bioenlatado. En la práctica, modificamos la solución GelMA acuosa (5%, p/v) con fibroína de seda (SF) de forma multicapa para producir longitudinalmente cuatro interfaces, proporcionando tensiones interfaciales en el bioenergía mezclado. Como resultado, la carga por gravedad en las células fue compensada por la tensión interfacial artificial, y se obtuvo una dispersión casi homogénea de las células encapsuladas en el bioenlaz debido a una menor sedimentación a través de las capas adyacentes de las células. Hasta la fecha no se ha notificado ningún protocolo similar para frenar la sedimentación de células encapsuladas manipulando la retención interfacial en bioenquisas líquidas. Aquí presentamos nuestro protocolo para demostrar una nueva forma de resolver la sedimentación celular en la bioimpresión.

<table><tbody><tr><td>2-hidroxi-4&prime;-(2-hidroxietoxi)-2-metilpropiofenona (PI2959)</td><td>TCI</td><td>M64BK-QD</td><td></td></tr><tr><td>4-(2-hidroxietil)-1-piperazineetanoácido sulfónico (HEPES)</td><td>Gibco</td><td>15630080</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco' Águila modificada' s medio (DMEM)</td><td>Gibco</td><td>10569044</td><td></td></tr><tr><td>suero fetal bovino (FBS)</td><td>Gibco</td><td>10091</td><td></td></tr><tr><td>Gelatina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>V900863MSDS</td><td></td></tr><tr><td>Anhídrido metacrílico (MA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>276685MSDS</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina&ndash; antibióticos estreptomicina</td><td>Gibco</td><td>15140163</td><td></td></tr><tr><td>solución salina tamponada con fosfato (PBS)</td><td>Gibco</td><td>10010049</td><td></td></tr><tr><td>Fibroína de seda</td><td>Advanced BioMatrix</td><td>5154</td><td></td></tr></tbody></table>

uso de bioink de hidrogel multicapa en bioimpresión tridimensional para distribución celular homogénea

Using Multilayered Hydrogel Bioink in Three-Dimensional Bioprinting for Homogeneous Cell Distribution

Durante el proceso de bioimpresión tridimensional basado en la extrusión, los bioenergientes similares a líquidos con baja viscosidad pueden proteger las células del daño de la membrana inducido por el estrés de cizallamiento y mejorar la supervivencia de las células encapsuladas. Sin embargo, la rápida sedimentación celular impulsada por gravedad en el depósito podría conducir a una distribución celular inhomogénea en estructuras bioimpresas y, por lo tanto, obstaculizar la aplicación de bioenergías similares a líquidos. Aquí, desarrollamos una novedosa estrategia modificada multicapa para bioinks similares a líquidos (por ejemplo, metacriloilo de gelatina con baja viscosidad) para evitar la sedimentación de células encapsuladas. Múltiples interfaces líquidas fueron manipuladas en el bioenergía multicapa para proporcionar retención interfacial. En consecuencia, la acción de sedimentación celular que atravesaba capas adyacentes en el sistema multicapa se retrasó en el depósito de bioenlatado. Se encontró que la retención interfacial era mucho mayor que el tirón sedimentario de las células, demostrando un papel crítico de la retención interfacial en la prevención de la sedimentación celular y la promoción de una dispersión más homogénea de células en el bioenlaz multicapa.

En la Figura 1se muestra un esquema de la preparación de bioenergitis cargados de células. Después de la preparación de los diferentes bioenergías, se realizaron la carga, el recalentamiento y la bioimpresión (Figura 2). Para evaluar la distribución de las células encapsuladas en el depósito de bioenlaces, se realizó un procedimiento de bioimpresión utilizando tres bioenergitis diferentes cargados de células en tres placas de 96 pozos (Figur...

Aquí, desarrollamos una novedosa estrategia modificada multicapa para bioenergitis similares a líquidos (gelatina con baja viscosidad) para evitar la sedimentación de células encapsuladas.

Uso de Bioink de hidrogel multicapa en bioimpresión tridimensional para distribución celular homogénea

During the extrusion-based three-dimensional bioprinting process, liquid-like bioinks with low viscosity can protect cells from membrane damage induced by ...

Utilizando nuestro protocolo, la multicapa de las diluciones de bioenlaces similares a líquidos no sólo promueve una dispersión homogénea de las células encapsuladas, sino que también mantiene un entorno de bioenlatado adecuado para células. Utilizamos la tensión interfacial para detener la sedimentación de las células encapsuladas dentro del depósito de bioenlaces, evitando la alta carga de tensión de cizallamiento a las células durante la impresión de extrusión. Usando esta tecnología, podemos generar construcciones de tejido 3D con una distribución celular homogénea, proporcionando un molde de tejido in vitro funcional para su uso en estudios de medicina de detección y regeneración de fármacos.Al preparar el bioenlaz, es importante prestar atención a la temperatura experimental y al procedimiento de carga de higrogel, ya que estos factores pueden afectar a la calidad de la tinta. Antes de comenzar la preparación, utilice unidades de filtro de jeringa de 0,22 micrómetros para esterilizar todos los materiales y disuelva la gelatina a una concentración final del 10% en PBS de 50 grados celsius en un gabinete de seguridad biológica. Añadir anhídrido metacrílico a la solución de gelatina a una proporción de 0,6 a una proporción de peso con agitación lenta durante al menos una hora a 50 grados centígrados.Al final de la incubación, transfiera la solución mixta a un tubo estéril de 50 mililitros y separe la solución en capas por centrifugación. Recoger la capa superior de GelMA, y diluir la solución recogida con dos volúmenes de 40 a 50 grados celsius desionizado. Dialyze la solución GelMA con una membrana de diálisis de peso molecular de 12 a 14 kilos de kilos de unión contra el agua desionizada durante cinco a siete días a 40 a 50 grados centígrados, cambiando el agua dos veces al día.Al final de la diálisis, congele la solución De GelMA a menos 80 grados Centígrados durante la noche. A continuación, liofilice la solución de GelMA durante tres a cinco días en un secador de congelación a menos 45 grados centígrados y 0,2 milibares de presión. A continuación, disolver el GelMA liofilizado en PBS complementado con 10%suero bovino fetal, 25 HEPES milimolar, y 0.5%fotoiniciador.Para obtener los bioenergidos GelMA de fibroína de seda, mezcle la solución GelMA con diferentes volúmenes de solución inicial de fibroína de seda y diferentes volúmenes de PBS como se sugiere en la tabla. Una vez preparados todos los bioenergidos, sonicar la solución durante 10 a 20 minutos. Mientras las tintas se sonican, recoja las células de un cultivo celular NIH/3T3 confluente del 80%en un tubo cónico de 15 mililitros por solución de bioenergiente, y pelete las células por centrifugación.A continuación, aspirar cuidadosamente los sobrenadantes y resuspender las células en cada tubo con dos mililitros de bioenlazo a una vez 10 a las seis células por mililitro de concentración de solución de bioenlazo. Para cargar el bioenergía para imprimir, añada 400 microlitros de fibroína de seda cargada de células 0,5 GelMA a la capa inferior de una jeringa de dos mililitros. Coloque la jeringa en un baño de agua helada de cero grados celsius durante cinco minutos para transformar el bioenergiente de capa inferior en un estado de gel antes de cargar 400 microlitros de fibroína de seda cargada de células 0,75 GelMA bioink sobre la capa de fibroína de seda 0.5 GelMA.A continuación, devuelva la jeringa al baño de hielo durante cinco minutos, continuando añadiendo cada concentración adicional de bioenergiendo cargado de células a la jeringa de la misma manera. Cuando se haya logrado un sistema de bioenlace multicapa con diferentes concentraciones de fibroína de seda dentro de las diferentes capas, recalentar el bioenlace en una incubadora de 37 grados Celsius durante 30 minutos. Al final de la incubación, cargue una boquilla de impresión de calibre 27 en la jeringa y ajuste la velocidad de flujo a 50 microlitros por minuto, la velocidad de movimiento de la boquilla a dos mililitros por segundo y la altura de la boquilla a un milímetro.A continuación, imprima la construcción de tejido de una manera de extrusión utilizando una bioimpresora hecha a medida a temperatura ambiente, y reenrosque la construcción de tejido bioimpreso con 365 nanómetros de luz ultravioleta durante 40 segundos a 800 milivatios. A continuación, cultivo de la construcción de tejido reticulado en DMEM complementado con 10%suero bovino fetal y 1%penicilina-estreptomicina en una incubadora de cultivo celular, cambiando el medio cada ocho horas durante los dos primeros días y cada dos a tres días a partir de entonces. En este análisis representativo, a medida que avanzaba el procedimiento de bioimpresión, la densidad de células en los pozos objetivo disminuyó en todos los grupos.En el grupo GelMA de fibroína cero de seda, aproximadamente el 70% de las células se depositaron en la capa inferior. En el fibroin de seda un grupo GelMA, aproximadamente el 40% de las células fueron depositadas en la capa inferior, y aproximadamente el 5% de las células fueron depositadas en la capa superior. En el grupo GelMA multicapa de fibroína de seda, la deposición de células encapsuladas era más homogénea que la de los grupos de control.La parte más crítica de este protocolo es la carga de las multicapas de bioenlaces SF-GelMA. Este protocolo se puede aplicar a otros análisis de bioimpresión de extrusión que utilicen bioenergientes similares a líquidos.

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Este artículo describe cómo bioimprimir hidrogeles fotoajustables en 3D para estudiar el endurecimiento de la matriz extracelular y la activación de fibroblastos.

Bioimpresión 3D de hidrogeles fotoajustables para estudiar la activación de fibroblastos

Este estudio presenta un nuevo baño de suspensión de submicrogel de κ-carragenina, que muestra notables propiedades de transición reversibles de atasco-desatasco. Estos atributos contribuyen a la construcción de tejidos y órganos biomiméticos en bioimpresión 3D integrada. La impresión exitosa de tejidos similares al corazón y al esófago con alta resolución y crecimiento celular demuestra aplicaciones de bioimpresión e ingeniería de tejidos de alta calidad.

Bioimpresión integrada de estructuras similares a tejidos utilizando medio sub-microgel de κ-carragenina

Aprende a usar bioink de hidrogel multicapa en bioimpresión 3D para lograr distribución celular homogénea. Este método evita la sedimentación celular y mejora la viabilidad en ingeniería de tejidos.

Uso de Bioink de hidrogel multicapa en bioimpresión tridimensional para distribución celular homogénea

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