Name: Bloqueo del flujo linfático mediante la sutura de los vasos linfáticos aferentes en ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 59 s
Description: Aprende a bloquear el flujo linfático mediante sutura de vasos linfáticos aferentes en ratones. Este método minimiza el daño a células endoteliales y permite controlar el tiempo de bloqueo para estudiar homeostasis e inmunidad.

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Los autores agradecen a Ava Zardynezhad por la corrección del manuscrito. Este trabajo cuenta con el apoyo del Instituto Canadiense de Investigación Sanitaria (CIHR, PJT-156035) y la Fundación Canadiense para la Innovación para SL (32930), y por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China para Yujia Linjia (81901576).

Todo el trabajo animal debe ser aprobado por el comité institucional y gubernamental de ética y manejo de animales.  Esta es una cirugía de no supervivencia.
1. Preparación de materiales
<ol><li>Preparar 100 ml de etanol al 70% mezclando 70 ml de etanol 100% con 30 ml de agua estéril. Autoclave todas las herramientas quirúrgicas antes de la cirugía y mantener las herramientas en 70% etanol antes y durante la cirugía para mantener la esterilización.</li>
	<li>Prepare un aparato de inyección.<ol>
<li>Corte de 30 cm de tubo de polietileno (0,28 mm de diámetro). Conecte la punta de una aguja de 30 G x 1/2 (aguja A) a un extremo del tubo de polietileno. Desaloje cuidadosamente otra aguja de 30 G x 1/2 (aguja B) y conecte el lado roto al otro extremo del tubo de polietileno.</li>
		<li>Coloque la aguja A en una jeringa de tuberculina de 1 ml. NOTA: Para este tubo de polietileno, 1,6 cm de líquido en el tubo corresponde a 1 l20.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparar una mezcla de 10:1 ketamina/xiazina (10 mg/ml de ketamina y 1 mg/ml de xilazina) en solución salina (cloruro de sodio bacteriostático 0,9% [p/v]). Prepare la solución recién antes de su uso.</li>
</ol>2. Preparación del animal para la cirugía
NOTA: Utilice ratones de 6 a 10 semanas. Se pueden utilizar ratones hembra y macho. En este estudio, se utilizaron ratones hembra de 6 a 10 semanas de edad, C57BL/6. Este método se puede adaptar para otras cepas de ratones.
<ol><li>Anestesiar el ratón inyectando 250 l de la mezcla de ketamina/xylazina intraperitonealmente. Espere hasta que el ratón esté completamente dormido. Asegúrese de que el ratón no reacciona a un pellizco del dedo del dedo para detectar la anestesia completa.</li>
	<li>Afeitar el pelaje alrededor de las piernas con cortapelos.</li>
	<li>Aplicar la crema depilatoria alrededor de la pierna y esperar 5 min. Limpie el pelaje residual y la crema depilatoria usando un tejido húmedo y limpie la pierna con agua estéril. Rocíe 70% de etanol alrededor de la pierna para esterilizar el área de operación. El etanol está restringido al sitio de la incisión.</li>
</ol>3. Sutura quirúrgica de vasos linfáticos aferentes
NOTA: La pierna derecha se sutura, y la pierna izquierda se utiliza como el control falso. El protocolo de sutura linfática (pasos 3.1-3.8) toma 20-30 min.
<ol><li>Mantenga el ratón en una posición propensa y fíjelo con cinta quirúrgica para exponer el área de operación en la pierna derecha.</li>
	<li>Inyecte por vía intradérgica 5 ml de 1% de tinte azul Evans o 9 cm del líquido del tubo del aparato de inyección en la almohadilla. Masajea suavemente el reposapiés para ayudar a Evans a entrar en el azul de los vasos linfáticos. NOTA: La jeringa de insulina no es fácil de controlar para la inyección de pequeño volumen. El volumen se puede controlar con mayor precisión utilizando el aparato de inyección. Los vasos linfáticos se visualizan con tinte azul debajo de la piel. Con un entrenamiento extenso, ambos vasos linfáticos aferentes se pueden ver a simple vista como vasos transparentes en el tejido adiposo, paralelos a la arteria safenosa. Con un entrenamiento extenso, es posible suturar los vasos sin inyectar tinte Evans Blue en los casos en que hay preocupaciones de posibles alteraciones del tinte.</li>
	<li>Bajo un microscopio diseccionado, elija un sitio de incisión a 5 mm del borde inferior de la fosa popliteal. Haga una pequeña incisión (5 mm) en la piel con tijeras. Usando fórceps de operación fina, estire la incisión y exponga los vasos linfáticos recolectan (Figura 1A). NOTA: Si es necesario, se puede extraer un pequeño fragmento de piel para exponer los vasos linfáticos.</li>
	<li>Identificar ambos vasos linfáticos aferentes que conducen a los pLN bajo el microscopio diseccionante (Figura 1B). NOTA: Hay dos vasos linfáticos aferentes desde la almohadilla hasta el pLN. Ambos necesitan ser suturados para bloquear completamente el flujo linfático.</li>
	<li>Con un soporte para agujas, inserte con precaución la aguja de sutura (0,7 métrica o menor) entre el vaso linfático aferente y la arteria Safenous y tire de la aguja suavemente alrededor del vaso linfático aferente. Tire suavemente de la cuerda de sutura y deje unos 2 cm de la cuerda de sutura detrás. Utilice el soporte de la aguja para ayudar a atar la cuerda firmemente para suturar un vaso linfático con un nudo del cirujano (Figura 1C). NOTA: El tejido debajo de la incisión puede secarse con una exposición prolongada al aire. Hacer la incisión lo más pequeña posible y realizar la sutura rápidamente (es decir, dentro de 5 min) evitará que el tejido se seque. Mantener la humedad del tejido mediante la aplicación de un pequeño volumen de solución salina con un hisopo de algodón.</li>
	<li>Masajee suavemente la almohadilla para asegurarse de que ningún tinte Evans Blue pase el sitio de la sutura y luego corte el exceso de cuerda con tijeras.</li>
	<li>Realice los mismos pasos de sutura (es decir, los pasos 3.5 y 3.6) en el otro vaso linfático aferente (Figura 1D). Cierre la incisión cutánea con la misma sutura que se utilizó para suturar los vasos en el paso 3.5 (Figura 1E).</li>
	<li>Para el control falso, inyectar indérgicamente 5 l de 1% de colorante azul Evans en el teclado izquierdo y masajear el reposapiés para visualizar los vasos linfáticos. Abra la piel con una escisión y luego cierre la herida sin suturar el vaso (Figura 1F).</li>
	<li>Opcionalmente, monitoree los ratones operados durante 2 x 4 h. El lado de la sutura de la pierna debe mostrar edema con Evans Blue extendido al muslo, mientras que la pierna de control mostrará un tinte azul Evans restringido en el reposapiés. Si los ratones despiertan, se inyectará una mezcla adicional de ketamina/xiazina para mantenerse anestesia hasta la eutanasia.</li>
</ol>4. Seguimiento del flujo linfático
<ol><li>Inmediatamente después de la cirugía, inyectar indesablemente 10 ml de isotiocianato de fluoresceína al 2% (FITC) en el reposapiés tanto del control como de la pierna suturida linfática.</li>
	<li>Eutanasiar a los ratones con 400 l de mezcla de ketamina/xilazina y realizar la luxación cervical cuando los ratones están completamente anestesiados.</li>
	<li>Recoger los pNS de la fosa popliteal y retirar cuidadosamente el tejido adiposo perinodal alrededor de los pLN bajo el microscopio de disección a las 2, 6 y 12 h después de la inyección de FITC.</li>
	<li>Incrustar los pLN con el área medular del seno mirando hacia el lado del criomold en el compuesto de temperatura de corte óptima (OCT) (Figura 1G,H).</li>
	<li>Preparar secciones congeladas de 20 m con un criotomo.</li>
	<li>Imagen de las criocciones bajo un microscopio confocal para determinar la distribución de FITC.</li>
</ol>

<ol><li>Pflicke, H., Sixt, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preformed+portals+facilitate+dendritic+cell+entry+into+afferent+lymphatic+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Preformed portals facilitate dendritic cell entry into afferent lymphatic vessels.</a> The Journal of Experimental Medicine. 206, 2925-2935 (2009).</li>
<li>Schmid-Schonbein, G. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microlymphatics+and+lymph+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Microlymphatics and lymph flow.</a> Physiological Reviews. 70, 987-1028 (1990).</li>
<li>Skalak, T. C., Schmid-Schonbein, G. W., Zweifach, B. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+morphological+evidence+for+a+mechanism+of+lymph+formation+in+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Microvascular+Research%22%5BJournal%5D)">New morphological evidence for a mechanism of lymph formation in skeletal muscle.</a> Microvascular Research. 28, 95-112 (1984).</li>
<li>Johnston, M. G., Hay, J. B., Movat, H. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetics+of+prostaglandin+production+in+various+inflammatory+lesions%2C+measured+in+draining+lymph%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Kinetics of prostaglandin production in various inflammatory lesions, measured in draining lymph.</a> The American Journal of Pathology. 95, 225-238 (1979).</li>
<li>Eisenhoffer, J., Yuan, Z. Y., Johnston, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+that+the+L-arginine+pathway+plays+a+role+in+the+regulation+of+pumping+activity+in+bovine+mesenteric+lymphatic+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Microvascular+Research%22%5BJournal%5D)">Evidence that the L-arginine pathway plays a role in the regulation of pumping activity in bovine mesenteric lymphatic vessels.</a> Microvascular Research. 50, 249-259 (1995).</li>
<li>Gasheva, O. Y., Zawieja, D. C., Gashev, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contraction-initiated+NO-dependent+lymphatic+relaxation%3A+a+self-regulatory+mechanism+in+rat+thoracic+duct%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Contraction-initiated NO-dependent lymphatic relaxation: a self-regulatory mechanism in rat thoracic duct.</a> Journal of Physiology. 575, 821-832 (2006).</li>
<li>Breslin, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascular+endothelial+growth+factor-C+stimulates+the+lymphatic+pump+by+a+VEGF+receptor-3-dependent+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Vascular endothelial growth factor-C stimulates the lymphatic pump by a VEGF receptor-3-dependent mechanism.</a> American Journal of Physiology- Heart and Circulatory Physiology. 293, 709-718 (2007).</li>
<li>Randolph, G. J., Angeli, V., Swartz, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic-cell+trafficking+to+lymph+nodes+through+lymphatic+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews.+Immunology%22%5BJournal%5D)">Dendritic-cell trafficking to lymph nodes through lymphatic vessels.</a> Nature Reviews. Immunology. 5, 617-628 (2005).</li>
<li>Mempel, T. R., Henrickson, S. E., Von Andrian, U. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((T-cell+priming+by+dendritic+cells+in+lymph+nodes+occurs+in+three+distinct+phases%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">T-cell priming by dendritic cells in lymph nodes occurs in three distinct phases.</a> Nature. 427, 154-159 (2004).</li>
<li>Gerner, M. Y., Casey, K. A., Kastenmuller, W., Germain, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+cell+and+antigen+dispersal+landscapes+regulate+T+cell+immunity%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Dendritic cell and antigen dispersal landscapes regulate T cell immunity.</a> The Journal of Experimental Medicine. 214, 3105-3122 (2017).</li>
<li>Kastenmuller, W., Torabi-Parizi, P., Subramanian, N., Lammermann, T., Germain, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+spatially-organized+multicellular+innate+immune+response+in+lymph+nodes+limits+systemic+pathogen+spread%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A spatially-organized multicellular innate immune response in lymph nodes limits systemic pathogen spread.</a> Cell. 150, 1235-1248 (2012).</li>
<li>Gerner, M. Y., Torabi-Parizi, P., Germain, R. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategically+localized+dendritic+cells+promote+rapid+T+cell+responses+to+lymph-borne+particulate+antigens%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Strategically localized dendritic cells promote rapid T cell responses to lymph-borne particulate antigens.</a> Immunity. 42, 172-185 (2015).</li>
<li>Moussion, C., Girard, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dendritic+cells+control+lymphocyte+entry+to+lymph+nodes+through+high+endothelial+venules%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Dendritic cells control lymphocyte entry to lymph nodes through high endothelial venules.</a> Nature. 479, 542-546 (2011).</li>
<li>Gretz, J. E., Norbury, C. C., Anderson, A. O., Proudfoot, A. E., Shaw, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymph-borne+chemokines+and+other+low+molecular+weight+molecules+reach+high+endothelial+venules+via+specialized+conduits+while+a+functional+barrier+limits+access+to+the+lymphocyte+microenvironments+in+lymph+node+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Lymph-borne chemokines and other low molecular weight molecules reach high endothelial venules via specialized conduits while a functional barrier limits access to the lymphocyte microenvironments in lymph node cortex.</a> The Journal of Experimental Medicine. 192, 1425-1440 (2000).</li>
<li>Mebius, R. E., Breve, J., Duijvestijn, A. M., Kraal, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+function+of+high+endothelial+venules+in+mouse+lymph+nodes+stimulated+by+oxazolone%5BTitle%5D)+AND+%22Immunology%22%5BJournal%5D)">The function of high endothelial venules in mouse lymph nodes stimulated by oxazolone.</a> Immunology. 71, 423-427 (1990).</li>
<li>Mebius, R. E., Streeter, P. R., Breve, J., Duijvestijn, A. M., Kraal, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+afferent+lymphatic+vessel+interruption+on+vascular+addressin+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">The influence of afferent lymphatic vessel interruption on vascular addressin expression.</a> Journal of Cell Biology. 115, 85-95 (1991).</li>
<li>Mebius, R. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+of+GlyCAM-1%2C+an+endothelial+ligand+for+L-selectin%2C+is+affected+by+afferent+lymphatic+flow%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Expression of GlyCAM-1, an endothelial ligand for L-selectin, is affected by afferent lymphatic flow.</a> Journal of Immunology. 151, 6769-6776 (1993).</li>
<li>Drayton, D. L., Liao, S., Mounzer, R. H., Ruddle, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphoid+organ+development%3A+from+ontogeny+to+neogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Immunology%22%5BJournal%5D)">Lymphoid organ development: from ontogeny to neogenesis.</a> Nature Immunology. 7, 344-353 (2006).</li>
<li>Tomei, A. A., Siegert, S., Britschgi, M. R., Luther, S. A., Swartz, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluid+flow+regulates+stromal+cell+organization+and+CCL21+expression+in+a+tissue-engineered+lymph+node+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Fluid flow regulates stromal cell organization and CCL21 expression in a tissue-engineered lymph node microenvironment.</a> Journal of Immunology. 183, 4273-4283 (2009).</li>
<li>Liao, S., Jones, D., Cheng, G., Padera, T. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+for+the+quantitative+measurement+of+collecting+lymphatic+vessel+contraction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Methods%22%5BJournal%5D)">Method for the quantitative measurement of collecting lymphatic vessel contraction in mice.</a> Journal of Biological Methods. 1, 6(2014).</li>
<li>Lin, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perinodal+Adipose+Tissue+Participates+in+Immune+Protection+through+a+Lymphatic+Vessel-Independent+Route%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Perinodal Adipose Tissue Participates in Immune Protection through a Lymphatic Vessel-Independent Route.</a> Journal of Immunology. 201, 296-305 (2018).</li>
<li>Gardenier, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diphtheria+toxin-mediated+ablation+of+lymphatic+endothelial+cells+results+in+progressive+lymphedema%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation+Insight%22%5BJournal%5D)">Diphtheria toxin-mediated ablation of lymphatic endothelial cells results in progressive lymphedema.</a> Journal of Clinical Investigation Insight. 1, 84095(2016).</li>
</ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

El bloqueo del flujo linfático tendrá amplias aplicaciones en la manipulación del suministro de antígenos al LN en condiciones saludables y enfermas. Es posible utilizar este método para controlar el momento de la administración de antígenos con el fin de estudiar cómo el flujo linfático continuo regula la respuesta inmune en el drenaje de LNs. Este método de interrupción del flujo linfático también se puede utilizar para estudiar cómo afecta la linfa a la compartimentación celular, la activación celular, la migración ce...

La organización espacial del sistema linfático proporciona soporte estructural y funcional para eliminar eficientemente el líquido extracelular y transportar antígenos y células que presentan antígenos (APC) a los LN drenantes. Los vasos linfáticos iniciales (también llamados capilares linfáticos) son altamente permeables debido a sus uniones intercelulares discontinuas, que facilitan la recolección efectiva de líquidos, células y otros materiales de los espacios extracelulares circundantes1. Los vasos linfáticos iniciales se funden en vasos linfáticos recolectan, que tienen uniones intercelulares estrechas, una membrana sótano continua y cobertura muscular linfática. La recolección de los vasos linfáticos son responsables de transportar la linfa recogida a los LN drenantes y eventualmente devolver la linfa a la circulación2,3. Los vasos linfáticos recolectantes que introducen la linfa en el LN drenante son los vasos linfáticos aferentes4,5,6,7. La obstrucción de los vasos linfáticos aferentes puede bloquear el flujo linfático hacia los LN, que es una técnica útil al estudiar la función del flujo linfático.
Estudios anteriores han demostrado que el flujo linfático juega un papel importante en el transporte de antígenos y APC, así como el mantenimiento de la homeostasis LN. Se entiende bien que los APC derivados del tejido, típicamente activados células dendríticas migratorias (DC), viajan a través de los vasos linfáticos aferentes a la LN para activar las células T8. La idea de que los antígenos de forma libre, como microbios o antígenos solubles, fluyen pasivamente con linfa a la LN para activar los APC residentes en LN ha ido ganando aceptación en la última década9,10,11,12. Los antígenos de forma libre que viajan con la linfa tardan minutos después de la infección para viajar al LN, y la activación de la célula residente en LN puede ocurrir dentro de los 20 minutos después de la estimulación. Esto es mucho más rápido que la activación de controladores de dominio de migración, que tarda más de 8 h en entrar en el LN9de drenaje. Además de transportar antígenos para iniciar la protección inmunitaria, la linfa también lleva citoquinas y DC a la LN para mantener su microambiente, y para apoyar la homeostasis de células inmunitarias13,14. Anteriormente, el bloqueo del flujo linfático suturando los vasos linfáticos aferentes demostró que la linfa es necesaria para mantener el fenotipo HEV necesario para apoyar la célula T homeostática y la localización de células B a la LN15,16,17. CCL21 es una quimiocina crítica que dirige el posicionamiento de células DC y T en el LN8,18. El bloqueo del flujo linfático interrumpe la expresión CCL21 en el LN y puede interrumpir el posicionamiento y/o la interacción de los células DC y T en el LN19. Por lo tanto, el bloqueo del flujo linfático puede abrogar directa o indirectamente el acceso de antígeno/CC al LN drenante interrumpiendo el microambiente LN que regula las respuestas inmunitarias en el LN. Para investigar mejor la función del flujo linfático, se presenta un protocolo experimental (Figura 1) para bloquear el flujo linfático en ratones suturando los vasos linfáticos aferentes desde la almohadilla hasta el pLN. Este método puede ser una técnica importante para futuros estudios sobre la función linfática en condiciones saludables y enfermas.

<table><tbody><tr><td><fuerte>0.9% cloruro de sodio salino</fuerte></td><td>Baxter</td><td>JB1323</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>100% etanol</fuerte></td><td>Greenfield Global</td><td></td><td>University of Calgary servicios de distribución UN1170.</td></tr><tr><td>Crema depilatoria</td><td>Nair</td><td></td><td>Nair Sensitive Formula Hair Removal Cr&egrave; me con Aceite de Almendras Dulces y Aceite para Bebés, 200 ml. O producto similar.</td></tr><tr><td>Evans Blue dye</td><td>Sigma Life Science</td><td>E2129-10G</td><td>Para 1 ml de tinte azul Evans, agregue 0,1 g de azul Evans a 10 ml de PBS. La solución Evens Blue se filtrará a través de filtros de 0,22 mm y se mantendrá estéril en alícuotas de 1 ml.</td></tr><tr><td><fuerte>Isómero I de isotiocianato de fluoresceína I (FITC)</fuerte></td><td>Sigma Life Science</td><td>F7250-1G</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Pinzas Dumont #3</fuerte></td><td>WPI</td><td>500337</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Pinzas Dumont #5</fuerte></td><td>WPI</td><td>500233</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Aparato de inyección</fuerte></td><td></td><td></td><td>Conecte un extremo de la tubería de polietileno a 30G y veces; y frac12; aguja. Coloque una jeringa TB de 1 ml en la aguja. Desaloje el eje de la aguja de otros 30G y veces; y frac12; aguja. Inserte el extremo romo de la 30G y veces; y frac12; eje de la aguja en el otro extremo del tubo. El diámetro interior de este tubo es de 0,28 mm. Por lo tanto, 1,6 cm de líquido en el tubo es 1 &mu;l.</td></tr><tr><td><fuerte>Jeringa de insulina</fuerte></td><td>Becton Dickinson and Company (BD)</td><td>329461</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Pinza IRIS recta</fuerte></td><td>WPI</td><td>15914</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Tijeras IRIS</fuerte></td><td>WPI</td><td>14218-G</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Ketamina</fuerte></td><td>Narketan</td><td>DIN 02374994</td><td>Los proveedores de ketamina y xilacina suelen estar bajo regulación institucional y gubernamental.</td></tr><tr><td>Needles (26Gx3/8)</td><td>Becton Dickinson and Company (BD)</td><td>305110</td><td></td></tr><tr><td>Needles (30Gx1/2)</td><td>Becton Dickinson and Company (BD)</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Paton Needle Holder</td><td>ROBOZ</td><td>RS6403</td><td>recta, sin bloqueo; Tubo</td></tr> de <tr><Polietileno > dent<adofuerte <td>y amortiguado con fosfato (PBS)</fuerte></td><td>Sigma Life Science</td><td>P4417-100TABfuerte</td><td></td></tr><tr><td>>Tubo de polietileno</fuerte></td><td>Becton Dickinson and Company (BD)</td><td>427401</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Cinta quirúrgica (1,25 cm x 9,1 m)</fuerte></td><td>Transpore</td><td>1527-0</td><td></td></tr><tr><td><fuerte> (2,5 cm x 9,1 m)</fuerte></td><td>Transpore</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Sutura</fuerte></td><td>Davis y Geck CYANAMID Canadá</td><td>11/04</td><td>0.7 monofilamento métrico polipropileno</td></tr><tr><td><fuerte>Jeringa (1ml)</fuerte></td><td>Becton Dickinson and Company (BD)</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>tijeras VANNAS</fuerte></td><td>World Precision Instruments (WPI)</td><td>14122-G</td><td></td></tr><tr><td><fuerte>xilacina</fuerte></td><td>Rompun</td><td>DIN02169606</td><td>Los proveedores de ketamina y xilacina suelen estar bajo regulación institucional y gubernamental.</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Equipo</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Microscopio de disección</fuerte></td><td>Olympus</td><td></td><td>Olympus S261 (522-STS OH141791) con fuente de luz: Olympus Highlight 3100</td></tr><tr><td>Confocal Microscope</td><td>Leica</td><td></td><td>SP8</td></tr></tbody></table>

bloqueo del flujo linfático mediante la sutura de los vasos linfáticos aferentes en ratones

Blocking Lymph Flow by Suturing Afferent Lymphatic Vessels in Mice

Los vasos linfáticos son fundamentales para mantener el equilibrio de líquidos tisulares y optimizar la protección inmune mediante el transporte de antígenos, citoquinas y células a los ganglios linfáticos de drenaje (LN). La interrupción del flujo linfático es un método importante al estudiar la función de los vasos linfáticos. Los vasos linfáticos aferentes desde la almohadilla murina hasta los ganglios linfáticos popliteales (pNN) están bien definidos como las únicas rutas para el drenaje linfático en los pNN. Suturar estos vasos linfáticos aferentes puede prevenir selectivamente el flujo linfático a los pNN. Este método permite la interferencia en el flujo linfático con un daño mínimo a las células endoteliales linfáticas en el pLN drenante, los vasos linfáticos aferentes, así como otros vasos linfáticos alrededor de la zona. Este método se ha utilizado para estudiar cómo afecta la linfa los altos veules endoteliales (HEV) y la expresión de quimiocina en el LN, y cómo la linfa fluye a través del tejido adiposo que rodea el LN en ausencia de vasos linfáticos funcionales. Con el creciente reconocimiento de la importancia de la función linfática, este método tendrá aplicaciones más amplias para desentrañar aún más la función de los vasos linfáticos en la regulación del microambiente LN y las respuestas inmunitarias.

La sutura de vasos linfáticos se ha utilizado en estudios anteriores15,16,17,19, donde sirvió como una herramienta importante para estudiar la función del flujo linfático antes de que se entendiera mejor la biología molecular de los vasos linfáticos. El bloqueo del flujo linfático interrumpe la homeostasis LN, lo que lleva a que los HEVs pierdan la expresión génica crítica necesaria para la loc...

Se presenta un protocolo para bloquear el flujo linfático mediante la sutura quirúrgica de los vasos linfáticos aferentes.

Bloqueo del flujo linfático mediante la sutura de los vasos linfáticos aferentes en ratones

Lymphatic vessels are critical in maintaining tissue fluid balance and optimizing immune protection by transporting antigens, cytokines, and cells to ...

Este método interrumpe el flujo linfático con un daño mínimo a las células endoteliales linfáticas, y con un control preciso de la sincronización del bloqueo, se puede utilizar para estudiar cómo el flujo linfático afecta a la homeostasis y las respuestas inmunitarias en el ganglio linfático. Ayudar a demostrar el procedimiento será Jingna Xue, una estudiante graduada de mi laboratorio. Para preparar un aparato de inyección, corte aproximadamente 30 centímetros de tubo de polietileno.Conecte la punta de la aguja A a un extremo del tubo. Desaloje con cuidado otra aguja y conecte el lado roto al otro extremo del tubo de polietileno. A continuación, conecte la aguja A a una jeringa de tuberculina de un mililitro.Inmediatamente antes de su uso, preparar una mezcla de ketamina-xiazina 10:1 en solución salina. Después de anestesiar el ratón inyectando 250 microlitros de la mezcla de ketamina/xiazina intraperitonealmente, asegurar la anestesia completa con un pellizco de los dedos del dedo. Afeitar el pelaje alrededor de las piernas con cortapelos, luego aplicar crema depilatoria alrededor de la pierna.Después de cinco minutos, limpie el pelaje residual y la crema depilatoria usando un tejido húmedo, luego limpie la pierna con agua estéril. Rocíe 70% de etanol alrededor de la pierna para esterilizar el área de operación. Coloque el ratón en una posición propensa y utilice cinta quirúrgica para exponer el área de operación en la pierna derecha.Inyecte intradérgicamente cinco microlitros de 1%Evans de tinte azul, o nueve centímetros del fluido del tubo del aparato de inyección en la almohadilla del pie derecho del ratón. Masajee suavemente el reposapiés para ayudar a que el líquido entre en los vasos linfáticos. Bajo un microscopio diseccionado, localice un sitio de incisión a cinco milímetros del borde inferior de la fosa popliteal.Usando un par de tijeras, haga una pequeña incisión de aproximadamente cinco milímetros de longitud. Luego usa fórceps de operación fina para estirar la incisión y exponer los vasos linfáticos recolectan. Identificar los dos vasos linfáticos aferentes que conducen a los ganglios linfáticos popliteales.Con un soporte para agujas, inserte con precaución la aguja de sutura entre los vasos linfáticos aferentes y la arteria safenosa. Tire suavemente de la aguja alrededor de los vasos linfáticos aferentes. Tire con cuidado de la cuerda de sutura, dejando alrededor de dos centímetros de la cuerda de sutura detrás.Utilice el soporte de la aguja para ayudar a atar el nudo de un cirujano. Masajee suavemente la almohadilla para los pies para asegurarse de que ningún tinte azul Evans pase el sitio de la sutura, luego corte la cuerda sobrante con tijeras. Suturar los otros vasos linfáticos aferentes, luego cerrar la incisión de la piel con la misma sutura que se utilizó para los vasos linfáticos.Para el control falso, inyectar indestro veces cinco microlitros de 1%Evans tinte azul en la almohadilla del pie izquierdo, y masajear la almohadilla de pie. Abra la piel con una incisión y luego cierre la herida sin suturar el vaso. Al monitorear el ratón después de la cirugía, la pierna derecha debe mostrar edema, con tinte azul Evans extendiéndose al muslo, mientras que la pierna de control mostrará el tinte azul Evans restringido a la almohadilla del pie.Inmediatamente después de la cirugía, inyectar indestro como intradérgicamente 10 microlitros de 2%FITC tanto en la almohadilla derecha como en la izquierda. Dos, seis y 12 horas después de la inyección de FITC, recoger los ganglios linfáticos popliteales de la fosa de ratones eutanizados. Retire cuidadosamente el tejido adiposo perinodal alrededor de los pLN.Incruste los pLN en un compuesto de temperatura de corte óptimo con el área medular del seno orientada al lado del molde criogénico. Usa un criotomo para preparar secciones congeladas de 20 micras. Para determinar la distribución fitC en los pNN, imagine las criosecciones bajo un microscopio confocal.Las imágenes confocales capturadas dos, seis y 12 horas después de la inyección de FITC muestran una acumulación de FITC sustancialmente reducida en los ganglios linfáticos popliteales después de suturar los vasos linfáticos aferentes. El FITC residual en los pNN se acumuló preferentemente en los senos paranasales de los ganglios linfáticos. Las imágenes confocales del tejido adiposo perinodal muestran cuando los vasos linfáticos están bloqueados por sutura, FITC entra en el tejido cuando el ganglio linfático senos paranases, pero no se distribuye eficazmente a través de los ganglios linfáticos.Al intentar este método, es importante recordar que insertar la aguja de sutura entre el vaso sanguíneo y el vaso linfático es fundamental. El fracaso de este paso puede romper los vasos. Después de realizar este método, es posible inmunizar a los ratones con infección u otra estimulación inmune para estudiar cómo el flujo linfático regula la protección inmune.La función del flujo linfático no se entiende bien. Este método se puede utilizar para estudiar las migraciones celulares en el ganglio linfático en ausencia de flujo linfático.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

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Murino linfáticos superficiales Cirugía de los ganglios

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Aprende a bloquear el flujo linfático mediante sutura de vasos linfáticos aferentes en ratones. Este método minimiza el daño a células endoteliales y permite controlar el tiempo de bloqueo para estudiar homeostasis e inmunidad.

Bloqueo del flujo linfático mediante la sutura de los vasos linfáticos aferentes en ratones

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