Name: Medición del edema cerebral post-accidente cerebrovascular, zona infarta y descomposición de la barrera hematoencefálica en un solo conjunto de muestras cerebrales de roedores (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-10-23T13:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 32 s
Description: Aprenda a medir edema cerebral, zona infarta y permeabilidad de la barrera hematoencefálica en muestras únicas de cerebro de roedores mediante oclusión de la arteria cerebral media modificada. Este método optimiza recursos éticos y económicos en investigación de ictus isquémico.

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Agradecemos a Maryna Kuscheriava, Maksym Kryvonosov, Daryna Yakumenko y Evgenia Goncharyk del Departamento de Fisiología, Facultad de Biología, Ecología y Medicina, Oles Honchar, Universidad Dnipro, Dnipro, Ucrania por su apoyo y contribuciones útiles a nuestros debates. Los datos obtenidos forman parte de la tesis doctoral de Ruslan Kuts.

Los siguientes procedimientos se llevaron a cabo de acuerdo con las recomendaciones de la Declaración de Helsinki y Tokio y las Directrices para el uso de animales experimentales de la Comunidad Europea. Los experimentos también fueron aprobados por el Comité de Cuidado animal de la Universidad Ben-Gurion del Negev.
1. Preparación de ratas para el procedimiento experimental
<ol><li>Seleccione ratas macho sprague-dawley adultas sin patología excesiva, cada una con un peso de entre 300 y 350 g.</li>
	<li>Mantenga todas las ratas a temperatura ambiente a 22 °C, con 12 horas de ciclos claros y oscuros antes del experimento.</li>
	<li>Asegúrese de que los alimentos y el agua estén disponibles ad libitum.</li>
	<li>Realice todos los procedimientos entre las 6:00 a.m. y las 2:00 p.m.</li>
</ol>2. Preparación de ratas para cirugía
<ol><li>Anestesiar las ratas durante 30 min con isoflurano (4% para inducción y 2% para mantenimiento) y 24% oxígeno (1,5 L/min).<ol>
<li>Pruebe el nivel de anestesia en las ratas asegurándose de que no tengan un reflejo de abstinencia del pedal.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inserte el catéter del calibre 24 en la vena de la cola. NOTA: El calentamiento de la cola para vasodilatación no se realiza.<ol>
<li>Coloque las ratas sobre la mesa en posición supina. Utilice cinta médica para colocar las cuatro extremidades de las ratas.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque la sonda para medir la temperatura en el recto de la rata antes de la cirugía.</li>
	<li>Durante el procedimiento, mantenga una placa de calentamiento para soportar una temperatura corporal del núcleo de 37 °C.</li>
	<li>Agregue ungüento en ambos ojos de la rata para protegerse.</li>
	<li>Afeitar el área quirúrgica y desinfectar con tres aplicaciones de 10% povidone-yodo seguido de 70% alcohol isopropílico.</li>
</ol>3. Oclusión de la arteria cerebral media derecha
NOTA: MCAO se realiza mediante una técnica modificada, como se describió anteriormente16,22,23, con el uso de instrumentos descritos por McGarry et al.24 y Uluç et al.25.
<ol><li>Disecciona la piel y la fascia superficial en la línea media ventral del cuello con pinzas quirúrgicas y tijeras con cuchillas curvas.</li>
	<li>Identificar el triángulo muscular, formado por el ICA, la arteria carótida externa (ECA) y la arteria carótida común (CCA).</li>
	<li>Separe cuidadosamente el CCA y el ICA correctos del nervio vago con microaplicaps para la cirugía vascular.</li>
	<li>Exponga el CCA y el ICA correctos. Bloquee el flujo sanguíneo que proviene de la CCA al ICA utilizando micro-clips o torniquetes especiales para cirugía vascular. Haga una incisión (aproximadamente 1 mm) en el ICA usando microscisores para cirugía vascular.</li>
	<li>Inserte un catéter monofilamento (nylon 4-0) directamente a través del ICA, aproximadamente 18,5-19 mm desde el punto de bifurcación de la CCA derecha en el círculo de Willis hasta alcanzar una resistencia leve, para ocultar el MCA26.</li>
	<li>Ligar alrededor del ICA por encima de la bifurcación de CCA.</li>
	<li>Para el grupo de control operado por sham, realice una inserción de hilo de nylon en lugar de los pasos 3.5 y 3.616,22.</li>
	<li>Administrar 5 ml de cloruro de sodio al 0,9% mediante inyección intraperitoneal.</li>
	<li>Cierre la herida por sutura y lleve a la rata a un área de recuperación. NOTA: Unos minutos después del final de la anestesia, la rata se despertará y se moverá independientemente alrededor de la jaula.</li>
	<li>A las 23 h después de MCAO, inyectar 2% Evans azul en solución salina (4 mL/kg)23,26 en la vena trasera para ambos grupos operados a través de una cánula27. NOTA: Esto se utiliza como un trazador de permeabilidad cerebro-sangre. Dejar circular durante 60 minutos.</li>
</ol>4. Determinación de la zona infarta
<ol><li>Medir IZ a las 24 h después de MCAO como se describió anteriormente9,15,18,19,26. NOTA: Las ratas que perdieron más del 20% de su peso o desarrollaron convulsiones o hemiplejia están excluidas del experimento.</li>
	<li>Eutanasia a la rata reemplazando la mezcla de gas inspirada por un 20% de oxígeno y un 80% de dióxido de carbono hasta que la rata deje de respirar espontáneamente.</li>
	<li>Abra el pecho con una incisión lateral de 5-6 cm a través de la pared abdominal debajo de la caja torácica con tijeras y fórceps quirúrgicos.</li>
	<li>Realice una incisión diafragmática a lo largo de toda la longitud de la caja torácica con tijeras y fórceps quirúrgicos.</li>
	<li>Desplazar cuidadosamente los pulmones, cortar a través de la caja torácica hasta la clavícula en los lados derecho e izquierdo28.</li>
	<li>Perfuso con 200 ml de solución salina normal a través del ventrículo izquierdo del corazón.</li>
	<li>Pinchazo o incienso el atrio derecho del corazón con tijeras.</li>
	<li>Realiza la decapitación usando una guillotina y recoge tejido cerebral.</li>
	<li>Usando tijeras de iris, corta desde el antenombre hasta el borde distal de la superficie posterior del cráneo en ambos lados.</li>
	<li>Separa las bombillas olfativas, las conexiones nerviosas a lo largo de la superficie ventral y la superficie dorsal del cráneo del cerebro.</li>
	<li>Extraiga el cerebro de la cabeza.</li>
	<li>Produzca 6 rebanadas cerebrales creando secciones horizontales de 2 mm de espesor con una hoja de afeitar de .009", sin recubrimiento y de un solo borde.</li>
	<li>Incubar durante 30 min a 37 °C en 0.05% TTC.</li>
	<li>Coloque el tejido cerebral en las diapositivas del microscopio y realice la exploración óptica de estas 6 rebanadas cerebrales con una resolución de 1600x1600 dpi (ver Suplemento 1 por ejemplo).</li>
	<li>Añada un filtro azul con un editor de fotos (por ejemplo, Adobe Photoshop CS2) utilizando la función Mezclador de canales(Imagen &gt; Ajustes &gt; Mezclador de canales)y guarde la imagen como formato de archivo JPEG. NOTA: Después de aplicar el filtro azul, la imagen aparecerá en escala de grises.</li>
	<li>Abra la imagen guardada en ImageJ 1.37v29,30. NOTA: Este programa informático utiliza una función de umbral para aislar y calcular los píxeles que son en blanco o negro (consulte la figura 1).</li>
	<li>Para cada uno de los 6 sectores cerebrales de la imagen, seleccione y guarde cada hemisferio (ipsilateral lesionado derecho e contralateral izquierdo sin lesiones) como un archivo de imagen independiente utilizando la herramienta "selección de polígonos" del menú principal.</li>
	<li>Establezca el límite para determinar IZ mediante una función de umbral automático en el menú principal del software ImageJ seleccionando Imagen &gt; Ajustar &gt; Umbraly mida el número de píxeles en cada hemisferio de un solo conjunto cerebral. NOTA: Las macros se pueden utilizar para este paso en el software ImageJ (consulte suplemento 2 para el código). El corte es un parámetro crítico para determinar qué píxeles convertir al blanco y qué convertir al negro dependiendo del tono de gris (consulte Suplemento 3 y Suplemento 4 como ejemplos). A continuación, ImageJ compara píxeles blancos y negros para determinar IZ. Basándonos en el protocolo de tinción y la configuración del escáner, usamos un valor de corte constante de 0,220.</li>
	<li>Realizar la medición de la corrección de IZ para la hinchazón del tejido utilizando las relaciones de los hemisferios cerebrales ipsilaterales y contralaterales (RICH) método13,23 (ver ejemplo en suplemento 5). <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/61309/61309equ01.jpg"> NOTA: El tamaño infarto se evalúa como un porcentaje del hemisferio contralateral.</li>
</ol>5. Determinación del edema cerebral31
NOTA: Utilice ImageJ 1.37v para la medición de BE32,33.
<ol><li>Mida BE 24 h después de MCAO. Para el cálculo de BE, utilice los datos del volumen del hemisferio izquierdo y derecho (en unidades).</li>
	<li>Realice el escaneo óptico con una resolución de 1600x1600 ppp (consulte suplemento 1, por ejemplo).</li>
	<li>Seleccione los hemisferios cerebrales y establezca el corte para determinar BE con ImageJ 1.37v, como se describió anteriormente en las secciones 4.17-4.19.</li>
	<li>Exprese el área BE como porcentaje de las áreas estándar del hemisferio contralateral no afectado, calculada por el método RICH utilizando la siguiente ecuación (véase el ejemplo en Suplemento 5)23,34. <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/61309/61309equ02v2.jpg"> NOTA: La extensión de BE se evalúa como un porcentaje del hemisferio contralateral.</li>
</ol>6. Determinación de la interrupción del BBB
<ol><li>Mida la interrupción de BBB 24 h después de MCAO.</li>
	<li>Divida los hemisferios derecho e izquierdo en seis rebanadas y coloque cada uno en un tubo de microcentrífuga.</li>
	<li>Homogeneizar cada rebanada del tejido cerebral en ácido tricloroacético, basado en el cálculo de 1 g de tejido cerebral en 4 ml de ácido tricloroacético al 50%.</li>
	<li>Centrífuga a 10.000 x g durante 20 min.</li>
	<li>Diluir líquido sobrenadante 1:3 con 96% etanol.</li>
	<li>Realice espectrofotometría de luminiscencia utilizando software de espectrofotometría, instalando la placa y realizando una lectura de muestra utilizando los siguientes parámetros: Longitud de onda de excitación de intensidad de fluorescencia de 620 nm (ancho de banda 10 nm) y una longitud de onda de emisión de 680 nm (ancho de banda 10 nm)23,35 ; Mod superior; Número Carne 25; Manual 100; Agitar 1 s, 1 mm. NOTA: Utilice una longitud de onda de excitación de 620 nm (ancho de banda 10 nm) y una longitud de onda de emisión de 680 nm (ancho de banda 10 nm). 23,35
</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El objetivo principal del presente protocolo era demostrar mediciones consistentes de tres parámetros principales de lesión isquémica: IZ, BE y BBB permeabilidad. Estudios previos en este campo han demostrado la posibilidad de realizar uno o dos de estos parámetros juntos en la misma muestra. Además de la reducción de costes que ofrece este método de tres partes, también proporciona un modelo bioético más deseable que limita el número de animales que deben ser operados y posteriormente eutanasiados. Al igual que en todas...

Una de las causas más comunes de morbilidad y mortalidad en todo el mundo es el accidente cerebrovascular. A nivel mundial, el accidente cerebrovascular isquémico representa el 68% de todos los casos de accidente cerebrovascular, mientras que en los Estados Unidos el accidente cerebrovascular isquémico representa el 87% de los casos de accidente cerebrovascular1,2. Se estima que la carga económica del ictus alcanza los 34.000 millones de dólares en los Estados Unidos2.000 millones de dólares y los 45.000 millones de euros en la Unión Europea3. Los modelos animales de ictus son necesarios para estudiar su fisiopatología, desarrollar nuevos métodos de evaluación y proponer nuevas opciones terapéuticas4.
El accidente cerebrovascular isquémico ocurre con oclusión de una arteria cerebral importante, generalmente la arteria cerebral media o una de sus ramas5. Así, los modelos de accidente cerebrovascular isquémico han implicado históricamente oclusión arterial cerebral media (MCAO)6,7,8,9,10,11,12. Después de MCAO, las lesiones neurológicas se evalúan con mayor frecuencia midiendo la zona infarta (IZ) utilizando un método de tinción de cloruro de 2,3,5 tripfeniltrazolium (TTC)13,edema cerebral (BE) usando14, 15,16,y la permeabilidad de la barrera hemisférica de la barrera hemisférica de la sangre (BBB) mediante una técnica de espectrometría utilizando las manchas azules evans17,18,19.
El método tradicional MCAO utiliza conjuntos separados de cerebros para cada una de las tres mediciones cerebrales. Para un gran tamaño de muestra, esto resulta en un número significativo de animales eutanasiados, con consideraciones éticas y financieras añadidas. Un método alternativo para aliviar estos costos implicaría mediciones de los tres parámetros en un solo conjunto de cerebros de roedores post-MCAO.
Se han realizado intentos anteriores para medir combinaciones de parámetros en la misma muestra cerebral. Se han descrito métodos de tinción inmunofluorescentes simultáneas20, así como otros análisis moleculares y bioquímicos21 después de la tinción de TTC en la misma muestra cerebral. Hemos calculado previamente los volúmenes del hemisferio cerebral para evaluar el edema cerebral y hemos realizado manchas de TTC para calcular la zona infarta en el mismo cerebro establecido15.
En el protocolo actual, presentamos una técnica de MCAO modificada que mide la lesión cerebral isquémica a través de la determinación de la permeabilidad iz, BE y BBB en el mismo conjunto de cerebros de roedores. Iz se mide mediante tinción TTC, BE se determina calculando el volumen hemisférico, y la permeabilidad BBB se obtiene mediante métodos de espectrometría19. En este protocolo, utilizamos un modelo MCAO modificado, basado en la inserción directa y fijación del catéter monofilamento en la arteria carótida interna (ICA) y el bloqueo adicional del flujo sanguíneo a la arteria cerebral media (MCA)22. Este método modificado muestra una disminución de la tasa de mortalidad y morbilidad en comparación con el método tradicional MCAO16,22.
Este nuevo enfoque proporciona un modelo financieramente sólido y ético para medir lesiones neurológicas después de MCAO. Esta evaluación de los principales parámetros de la lesión cerebral isquémica ayudará a investigar exhaustivamente su fisiopatología.

<table><tbody><tr><td>Jeringa de 2 mL</td><td>Braun</td><td>4606027V</td><td></td></tr><tr><td>Clorhexidina al 2% en solución de alcohol al 70%</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>500 cc</td><td>Proporciona antisepsia general de la piel en el campo operatorio</td></tr><tr><td>Aguja de 27 G con jeringa</td><td>Braun</td><td>305620</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Suturas de seda</td><td>Henry Schein</td><td>1007842</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Sutura de nylon</td><td>4-00</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cerebro & Matrices de tejidos</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>15013</td><td></td></tr><tr><td>Cánula Venflon 22 G</td><td>KD-FIX</td><td></td><td></td></tr> 183603985447 <tr><td>centrífuga Sigma 2-16P</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Sigma 2-16P</td><td></td></tr><tr><td>Balanzas analíticas compactas</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>HR-AZ/HR-A</td><td></td></tr><tr><td>Balanza digital</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Rs 4.000</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de</td> <td>disecciónSigma-Aldrich</td><td>Z265969</td><td></td></tr><tr><td>pipeta Eppendorf</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z683884</td><td></td></tr><tr><td>tubo Eppendorf</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>EP0030119460</td><td></td></tr><tr><td>Detector de fluorescencia</td><td>Tecan, M&auml; nnedorf Suiza</td><td>Modelo: Lector multimodo Infinite 200 PRO</td><td>Opcional.</td></tr><tr><td>Detector de fluorescencia</td><td>Molecular Devices LLC</td><td>VWR cat. # 10822 512 SpectraMax Paradigm Multi Mode Microplate Reader Base Instrument</td><td>Opcional.</td></tr><tr><td>Esponjas de gasa</td><td>Fisher</td><td>22-362-178</td><td></td></tr><tr><td>Calentador con termómetro</td><td>Heatingpad-1</td><td>Modelo: HEATINGPAD-1/2</td><td></td></tr><tr><td>Microclips hemostáticos</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Horizon-XL</td><td>Mennen Medical Ltd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Manguito de infusión</td><td>ABN</td><td>IC-500</td><td></td></tr><tr><td>Micro pinzas</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microtijeras</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Multiset</td><td>Teva Medical</td><td>998702</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio Olympus BX 40</td><td>Pinza de operación Olympus</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de operación</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Escáner óptico</td><td>Canon</td><td>Cano Scan 4200F</td><td>Resolución Placas de Petri de 3200 x 6400 ppp</td></tr><tr><td></td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5606</td><td></td></tr><tr><td>Purina Chow</td><td>Purina</td><td>5001</td> La <td>comida de laboratorio para roedores que se administra a ratas, ratones y hámsteres es una nutrición de ciclo de vida que se ha utilizado en la investigación biomédica durante más de 5 décadas. Proporcionado a las ratas ad libitum en este experimento.</td></tr><tr><td>Jaulas para ratas</td><td>Techniplast</td><td>2000P</td><td>Alojamiento convencional para roedores. Se utilizaron jaulas para alojar a las ratas durante todo el experimento</td></tr><tr><td>Hojas de bisturí #11</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S2771</td><td></td></tr><tr><td>Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Adobe Photoshop CS2 for Windows</td><td>Adobe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ImageJ 1.37v</td><td>NIH</td><td></td><td>El código fuente está disponible de forma gratuita. El autor, Wayne Rasband (wayne@codon.nih.gov), trabaja en la Subdivisión de Servicios de Investigación del Instituto Nacional de Salud Mental, Bethesda, Maryland, EE.UU.</td></tr><tr><td>SPSS Statistics 22</td><td>IBM</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Office 365 ProPlus</td><td></td> <td>Microsoft-Microsoft</td> <td>Office Excel</td></tr><tr><td>Windows 10</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Reagents</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cloruro de 2,3,5-trifeniltetrazolio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>298-96-4</td><td></td></tr><tr><td>50% ácido tricloroacético</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>76-03-9</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 96 %</td><td>Rómico</td><td></td><td>Líquido inflamable</td></tr><tr><td>Azul de Evans 2%</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>314-13-6</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano, USP 100%</td><td>Piramamal Critical Care, Inc</td><td>NDC 66794-017</td><td></td></tr></tbody></table>

medición del edema cerebral post-accidente cerebrovascular, zona infarta y descomposición de la barrera hematoencefálica en un solo conjunto de muestras cerebrales de roedores

Measuring Post-Stroke Cerebral Edema, Infarct Zone and Blood-Brain Barrier Breakdown in a Single Set of Rodent Brain Samples

Una de las causas más comunes de morbilidad y mortalidad en todo el mundo es el accidente cerebrovascular isquémico. Históricamente, un modelo animal utilizado para estimular el accidente cerebrovascular isquémico implica oclusión arterial cerebral media (MCAO). La zona infarta, el edema cerebral y la descomposición de la barrera hematoencefálica (BBB) se miden como parámetros que reflejan el alcance de la lesión cerebral después del MCAO. Una limitación significativa a este método es que estas mediciones se obtienen normalmente en diferentes muestras de cerebro de rata, lo que conduce a cargas éticas y financieras debido al gran número de ratas que necesitan ser eutanasiadas para un tamaño de muestra adecuado. Aquí presentamos un método para evaluar con precisión las lesiones cerebrales después de MCAO midiendo la zona infarta, el edema cerebral y la permeabilidad bbb en el mismo conjunto de cerebros de ratas. Esta novedosa técnica proporciona una manera más eficiente de evaluar la fisiopatología del accidente cerebrovascular.

Medición de zona infarto
Una prueba t de muestra independiente indicó que 19 ratas que se sometieron a MCAO permanente demostraron un aumento significativo en el volumen de infartos cerebrales en comparación con las 16 ratas operadas por sham (MCAO=7.49% ± 3.57 contra. Sham = 0,31% ± 1,9, t(28,49) = 7,56, p &lt; 0,01 (véase la Figura 2A)). Los datos se expresan como un porcentaje medio del hemisferio contralateral ± SD.
<p cl...

Este protocolo describe una novedosa técnica de medir los tres parámetros más importantes de la lesión cerebral isquémica en el mismo conjunto de muestras cerebrales de roedores. El uso de una sola muestra cerebral es altamente ventajoso en términos de costos éticos y económicos.

Medición del edema cerebral post-accidente cerebrovascular, zona infarta y descomposición de la barrera hematoencefálica en un solo conjunto de muestras cerebrales de roedores

One of the most common causes of morbidity and mortality worldwide is ischemic stroke. Historically, an animal model used to stimulate ischemic stroke ...

En el presente protocolo, presentamos una técnica modificada de oclusión de la arteria cerebral media que mide la lesión cerebral isquémica para determinar una zona de infarto, edema cerebral y permeabilidad a la BHE en el mismo conjunto de cerebros de roedores. En términos de costos éticos y económicos, la principal ventaja de esta técnica es que solo se requiere una muestra de cerebro para las tres mediciones. Esta evaluación de los principales parámetros del daño cerebral isquémico ayudará a investigar de forma exhaustiva la fisiopatología del accidente cerebrovascular isquémico.Para comenzar, retire el cerebro de rata y corte secciones horizontales de 2 milímetros de grosor con una hoja de afeitar de un solo filo de acero inoxidable sin recubrimiento de 0.009 pulgadas. Coloque las secciones en 0.005% TTC e incube durante 30 minutos a 37 grados Celsius, luego coloque el tejido cerebral en los portaobjetos del microscopio y realice un escaneo óptico de las seis rebanadas de cerebro con una resolución de 1600 x 1600 DPI. Use un editor de fotos para agregar un filtro azul a las imágenes.Después de abrir el software, vaya a imagen, ajustes y mezclador de canales. Seleccione azul como canal de salida y marque monocromo, luego haga clic en Aceptar. Guarde la imagen en el formato de archivo JPEG.Utilice la herramienta de selección de polígonos de la versión 1.37 de ImageJ para seleccionar cada hemisferio de cada uno de los seis cortes de cerebro y guardarlo como un archivo de imagen independiente. Para calcular el volumen del infarto y el edema cerebral, utilice una macro para convertir los píxeles de la imagen a blanco o negro, en función de un umbral. A continuación, cierre todos los archivos y utilice una segunda macro para comparar el número de píxeles blancos y negros para determinar el volumen del infarto y el edema cerebral.Copie los datos sin procesar en una hoja de cálculo. Al calcular el volumen del infarto, corrija la hinchazón del tejido utilizando las proporciones de los hemisferios cerebrales ipsilateral y contralateral. Expresar las áreas de edema cerebral como un porcentaje de las áreas estándar del hemisferio contralateral no afectado.Determinar la ruptura de la barrera hematoencefálica 24 horas después de la oclusión. Divida los hemisferios derecho e izquierdo en seis rodajas y coloque cada rebanada en un tubo de microcentrífuga. Homogeneizar cada corte de tejido cerebral en ácido tricloroacético, utilizando 4 mililitros de ácido tricloroacético al 50% por gramo de tejido cerebral.Centrifugar las muestras a 10.000 veces G durante 20 minutos, luego transferir el sobrenadante a un tubo nuevo y diluirlo 1:3 con etanol al 96%. Realice espectrofotometría de luminiscencia con un lector de placas. Una prueba t de muestra independiente indicó que 19 ratas que se sometieron a una oclusión permanente de la arteria cerebral media, o MCAO, demostraron un aumento significativo en el volumen del infarto cerebral en comparación con las 16 ratas operadas simuladamente.Las ratas que se sometieron a MCAO permanente también demostraron un aumento significativo en la extensión del edema cerebral y la ruptura de la barrera hematoencefálica después de 24 horas, en comparación con los animales operados simuladamente. Al intentar este procedimiento, es importante asegurarse de que la concentración química cumpla con el protocolo. Este protocolo permite evaluar los tres parámetros del daño isquémico en una muestra del cerebro.

measuring-post-stroke-cerebral-edema-infarct-zone-blood-brain-barrier

Research

Investigación

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Neuroscience

Neurociencia

Este video muestra la evaluación de la zona de infarto y el edema cerebral en cortes de cerebro de ratas sometidas a oclusión de la arteria cerebral media. Las áreas infartadas se identifican mediante tinción redox, mientras que un filtro azul y una función de umbral en el software de análisis de imágenes cuantifican la zona de infarto y el edema en el hemisferio afectado.

Medición de la zona de infarto y el edema cerebral en el cerebro de una rata después de la oclusión de la arteria cerebral media

Fuente: Zeynalov, E. et. al., La infusión intravenosa continua es la ruta de tratamiento de elección para el bloqueador del receptor de arginina-vasopresina conivaptán en ratones para estudiar el edema cerebral evocado por un accidente cerebrovascular. J. Vis. Exp. (2016)Este video demuestra la administración intravenosa de un antagonista del receptor de arginina-vasopresina (AVP) en un modelo de ratón. La oclusión transitoria de la arteria cerebral media induce edema cerebral. Se administra un...

Administración intravenosa de bloqueadores de receptores para reducir el edema cerebral en un modelo de ratón

Monitorización de la perfusión cerebral se ha demostrado para mejorar la precisión en modelos de ictus isquémicos. Las dificultades técnicas a menudo limitan el uso de esta herramienta esencial para la investigación cerebrovascular. En este vídeo, un sistema optimizado se muestra para obtener una monitorización hemodinámica única o multi-sitio durante la oclusión intraluminal de la arteria cerebral en ratas.

Sistema optimizado para la monitorización de la perfusión cerebral en el modelo de rata de Carrera intraluminal oclusión arteria cerebral media

Cerebro células mieloides caracterización después del accidente cerebrovascular se puede realizar por estereología utilizando el método del fraccionador óptico, o por un análisis de citometría de flujo de cerebro leucocitos suspensiones. Ambas son técnicas útiles para realizar una distinción fenotípica precisa de los principales subconjuntos de células mieloides que se encuentran en el cerebro isquémico.

Estereológico y Citometría de Flujo Caracterización de leucocitos subpoblaciones en Modelos de transitorios o isquemia cerebral permanente

Este protocolo describe el precondicionamiento hipóxico repetitivo, o exposiciones breves a la hipoxia sistémica que reducen los volúmenes de infarto y la interrupción de la barrera hematoencefálica después de una oclusión transitoria de la arteria cerebral media en ratones. También detalla la cuantificación dual del volumen del infarto y la alteración de la barrera hematoencefálica después de un accidente cerebrovascular para evaluar la eficacia de la protección neurovascular.

Cuantificación de Protección neurovascular Siguiendo repetitivo hipóxico Precondicionamiento y transitoria cerebral media oclusión de la arteria en ratones

Describimos un modelo de ratón de accidente cerebrovascular inducido por la oclusión de la arteria cerebral media utilizando una sutura recubierta de silicona. El protocolo se puede aplicar para inducir una oclusión permanente o una isquemia temporal, seguida de reperfusión.

La inducción de ictus isquémico y la isquemia-reperfusión en ratones con la técnica de oclusión de la arteria Medio y Visualización de un infarto Área

El objetivo general de este procedimiento es proporcionar una técnica muy reproducible para evaluación en vivo de la interrupción de la barrera blood - brain en modelos de rata de accidente cerebrovascular isquémico.

Una evaluación In Vivo de la interrupción de la Barrera Blood - Brain en un modelo de rata de ictus isquémico

Aquí presentamos un protocolo para inducir la depresión post-accidente cerebrovascular en ratas, ocluendo la arteria cerebral media a través de la arteria carótida interna. Usamos la prueba de natación forzada de Porsolt y la prueba de preferencia de sacarosa para confirmar y evaluar Estados de ánimo depresivos inducidos.

Una técnica de oclusión de la arteria cerebral media para inducir la depresión post-accidente cerebrovascular en ratas

El propósito de este estudio es establecer y validar un modelo animal para la investigación en las etapas de recuperación y secuenciación de la isquemia cerebral mediante la prueba de infarto cerebral y la función sensorimotor después de la oclusión/reperfusión de la arteria cerebral media (MCAO/R) después de 1-90 días en ratas.

Un modelo preclínico para evaluar la recuperación cerebral después de un accidente cerebrovascular agudo en ratas

El protocolo presentado aquí muestra una técnica para crear un modelo de roedor de lesión cerebral. El método descrito aquí utiliza irradiación láser y apunta a la corteza motora.

Lesión cerebral inducida por láser en la corteza motora de ratas

Aprenda a medir edema cerebral, zona infarta y permeabilidad de la barrera hematoencefálica en muestras únicas de cerebro de roedores mediante oclusión de la arteria cerebral media modificada. Este método optimiza recursos éticos y económicos en investigación de ictus isquémico.

Medición del edema cerebral post-accidente cerebrovascular, zona infarta y descomposición de la barrera hematoencefálica en un solo conjunto de muestras cerebrales de roedores (Video) | JoVE Journal

Medición del edema cerebral post-accidente cerebrovascular, zona infarta y descomposición de la barrera hematoencefálica en un solo conjunto de muestras cerebrales de roedores

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