Name: Un modelo basado en cápsulas para la infestación por etapas inmaduras de garrapatas duras en ratones de laboratorio (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Aprenda a utilizar un sistema de cápsulas para alimentar ninfas de garrapatas duras en ratones de laboratorio. Este método permite monitorear Ixodes ricinus y reutilizar los animales en estudios de biología de garrapatas.

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Reconocemos la asistencia técnica de Alain Bernier Instituto Nacional francés de Investigación Agrícola (INRAE), y Océane Le Bidel (ANSES). El estudio fue apoyado por el DIM One Health - Région éle-de-France (Acrónimo del proyecto: NeuroPaTick). Los ratones fueron comprados por ANSES. El Dr. Jeffrey L. Blair es reconocido por revisar la versión anterior del manuscrito.

Tenga en cuenta que este protocolo solo se puede aplicar cuando se cumplen todas las medidas de bienestar y seguridad en el laboratorio. Este protocolo recibió permiso para utilizar ratones para la alimentación de garrapatas por el Comité de ética para experimentos animalesComEth Anses/ENVA/UPEC, Números de permiso E 94 046 08. Para el punto final, los animales fueron expuestos aCO2 durante 9 min en dos fases de 4 y 5 min cada una.
1. Preparación de la cápsula
<ol><li>Pegue espuma de EVA de 2 mm de espesor y la espuma adhesiva doble pegajosa juntas(Figura 1A).</li>
	<li>Usando un punzón de cuero de 20 mm de diámetro, corte un círculo de las piezas de espuma pegadas. A continuación, utilizando un punzón de agujero de 12 mm de diámetro, corte el interior para crear el círculo de espuma doble (Figura 1B). NOTA: El espesor del bastidor de la cápsula debe ser superior a 3 mm de tamaño para garantizar una superficie suficiente para el proceso de encolado a la piel del huésped (ver más abajo).</li>
	<li>Pelar la tira protectora de papel de la espuma adhesiva doble pegajosa (Figura 1C) y fijar un plástico circular transparente de 20 mm de diámetro (Figura 1D). NOTA: Si alimenta larvas, no retire la tira protectora de papel de la espuma adhesiva y pase directamente al paso 2 del protocolo. Pegue el anillo de espuma doble, incluida la tira protectora de papel al ratón.</li>
	<li>Haga una ranura de 1 cm en el plástico transparente(Figura 1E).</li>
	<li>Cree al menos 10 agujeros pequeños con un pasador entomológico (Figura 1F) para permitir la evaporación excesiva de la humedad durante el experimento. NOTA: La cápsula (Figura 1G) tiene una altura total de 4 mm (2 mm de espuma EVA junto con espuma adhesiva de 2 mm) y se puede utilizar para alimentar ninfas y larvas de todas las especies de garrapatas duras. El tamaño de la cápsula (Figura 1H) de 20 mm de diámetro exterior es adecuado para la mayoría de las tensiones del ratón, pero se puede modificar si es necesario.</li>
</ol>2. Preparación de los ratones antes de la infestación por garrapatas
NOTA: En este estudio, se mantuvieron ratones experimentales hembra de 10 a 12 semanas de edad (strain C57BL/6 y BALB/cByJ) en jaulas estándar con alimentos y agua ofrecidos ad libitum (racks ventilados de línea verde a -20 Pa) en la Agencia Francesa de Alimentación, Salud y Seguridad Ambiental y Ocupacional (ANSES) acreditadas para animales en Maisons-Alfort, Francia. Los animales fueron monitoreados dos veces al día por técnicos experimentados para detectar cualquier reacción cutánea anormal, problemas de salud o complicaciones.
<ol><li>Anesthetizar el ratón con isoflurano en la cámara de inducción. Una vez anestesiado, coloque el ratón en la almohadilla de manipulación y adjúntelo a un cono nasal para el suministro continuo de isoflurano (Figura 2A). Controle la frecuencia respiratoria y reduzca el nivel de isoflurano para asegurarse de que sea inferior a 80 respiraciones por minuto. NOTA: Antes de la manipulación, etiquete el ratón individual tatuando o identificando radiofrecuencia si es necesario. Se recomienda mantener los ratones individuales en jaulas separadas para evitar daños en la cápsula por morder.</li>
	<li>Afeitar la parte anterior del ratón desde detrás de los omóplatos hasta el área justo detrás de las orejas (Figura 2A). NOTA: El área afeitada debe ser mayor que la superficie de la cápsula.</li>
	<li>Aplicar pegamento de látex no irritante a todo el sitio de espuma de EVA de la cápsula preparada y esperar 1 min(Figura 2B).</li>
	<li>Pegue la cápsula al ratón hacia atrás por una ligera presión constante de 3 minutos con los dedos (Figura 2C), especialmente en el lado izquierdo y derecho de la cápsula. Levante ligeramente la cápsula para comprobar visualmente su fijación a la piel. Si se encuentran regiones no unidas, aplique más pegamento con una espátula y presione otros 3 minutos.</li>
</ol>3. Infestación de garrapatas
<ol><li>Para la infestación de ninfas, introduzca las ninfas individuales en la cápsula a través del corte realizado en el paso 1.4 (Figura 2D). NOTA: Para las especies de garrapatas Ixodes se recomienda un máximo de 20 ninfas por una cápsula.</li>
	<li>Apriete ligeramente la cápsula de dos lados para permitir que el plástico transparente se doble para facilitar la introducción de ninfas individuales utilizando fórceps de disección fina(Figura 2D). Empuje las ninfas individuales a través del corte dentro de la cápsula. Una vez dentro, gire los fórceps en 90o y tire de los fórceps para depositar las garrapatas dentro de la cápsula.</li>
	<li>Para la infestación por larvas, retire el trozo de papel de la cápsula adjunta(Figura 2E). Coloque la jeringa, que contiene larvas (Figura 2F), directamente dentro de la cápsula y deposite las garrapatas empujando el émbolo de la jeringa. Gire suavemente el émbolo hacia la piel para eliminar las larvas restantes unidas. NOTA: Coloque las larvas en una jeringa de 1 ml con extremo cortado enchufado por trozo de algodón antes del experimento.</li>
	<li>Una vez depositadas las larvas sobre la piel, cierre la cápsula fijando el plástico transparente(Figura 2G).</li>
	<li>Aplique la banda protectora de plástico alrededor de la cápsula(Figura 2H). NOTA: La banda protectora de plástico mejoró en gran medida la durabilidad de la cápsula durante toda la duración del experimento (Figura 2I,J). Es posible conectar dos cápsulas a un ratón individual(Figura 2K). En este caso, se requiere un mínimo de 3 mm de espacio entre las cápsulas y la zona de afeitado debe aumentarse adecuadamente.</li>
	<li>Devuelva a los ratones a la jaula.</li>
</ol>4. Colección de garrapatas
<ol><li>Anesthetice el ratón como en el paso 2.1 anterior.</li>
	<li>Haga un corte en forma de cruz (Figura 3A) al plástico con un bisturí. NOTA: Este corte en forma de cruz permite una fácil recolección de garrapatas engordadas o desprendimiento de las garrapatas de alimentación si es necesario.</li>
	<li>Si es necesario, vuelva a cerrar la cápsula pegando un parche de plástico adhesivo al plástico transparente (20 mm de diámetro, Figura 3B). NOTA: Si se desea la recogida de ticks en varios puntos de tiempo, se puede utilizar el mismo parche de plástico pegajoso. Si el protocolo lo requiere, también se puede eutanasiar el ratón, quitar la cápsula y recoger/separar los ticks (Figura 3C).</li>
</ol>5. Recuperación de los ratones
<ol><li>Mantenga a los ratones en jaula durante una semana más.</li>
	<li>Deje que la cápsula se desprenda naturalmente. NOTA: En este caso, las cápsulas tardan unos 8-9 días en caerse. Cuando se retira la cápsula, es importante comprobar si hay reacciones anormales en la piel de los ratones. En caso de irritación aplicar una loción emoliente, aunque normalmente no se requiere tratamiento. Si el protocolo ético lo permite, los ratones recuperados (Figura 3D) se pueden reutilizar para otra infestación de garrapatas o experimentos diferentes.</li>
</ol>

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<li>Zhijun, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+life+cycle+and+biological+characteristics+of+Dermacentor+silvarum+Olenev+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+field+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">The life cycle and biological characteristics of Dermacentor silvarum Olenev (Acari: Ixodidae) under field conditions.</a> Veterinary Parasitology. 168 (3-4), 323-328 (2010).</li>
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<li>Široký, P., Erhart, J., Petrželková, K. J., Kamler, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+tortoise+tick+Hyalomma+aegyptium+under+laboratory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of tortoise tick Hyalomma aegyptium under laboratory conditions.</a> Experimental and Applied Acarology. 54, 277-284 (2011).</li>
<li>Chen, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+of+Haemaphysalis+doenitzi+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+laboratory+conditions+and+its+phylogeny+based+on+mitochondrial+16S+rDNA%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle of Haemaphysalis doenitzi (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions and its phylogeny based on mitochondrial 16S rDNA.</a> Experimental and Applied Acarology. 56, 143-150 (2012).</li>
<li>Jin, S. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+Cycle+of+Dermacentor+everestianus+Hirst%2C+1926+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+Laboratory+Conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Korean+Journal+of+Parasitology%22%5BJournal%5D)">Life Cycle of Dermacentor everestianus Hirst, 1926 (Acari: Ixodidae) under Laboratory Conditions.</a> Korean Journal of Parasitology. 55 (2), 193-196 (2017).</li>
<li>Labruna, M. B., Fugisaki, E. Y., Pinter, A., Duarte, J. M., Szabó, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+cycle+and+host+specificity+of+Amblyomma+triste+%28Acari%3A+Ixodidae%29+under+laboratory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Applied+Acarology%22%5BJournal%5D)">Life cycle and host specificity of Amblyomma triste (Acari: Ixodidae) under laboratory conditions.</a> Experimental and Applied Acarology. 30 (4), 305-316 (2003).</li>
<li>Breuner, N. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Failure+of+the+Asian+longhorned+tick%2C+Haemaphysalis+longicornis%2C+to+serve+as+an+experimental+vector+of+the+Lyme+disease+spirochete%2C+Borrelia+burgdorferi+sensu+stricto%5BTitle%5D)+AND+%22Ticks+Tick+Borne+Diseases%22%5BJournal%5D)">Failure of the Asian longhorned tick, Haemaphysalis longicornis, to serve as an experimental vector of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi sensu stricto.</a> Ticks Tick Borne Diseases. 11 (1), 101311(2020).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

El paso más crítico en el protocolo es el encolado firme de la cápsula a la piel del ratón. Por lo tanto, el pegamento de látex debe aplicarse homogéneamente a toda la superficie de espuma de EVA de la cápsula y se debe aplicar presión constante durante 3 minutos, especialmente en el lado izquierdo y derecho de la cápsula. También recomendamos la colocación de la cápsula tan lejos hacia adelante en la parte posterior como sea posible para evitar su eliminación por el ratón utilizando sus patas traseras. En nuestros exper...

Las garrapatas son vectores importantes de varios patógenos y representan un grave riesgo para la salud animal y humana1. La creación de un sistema de alimentación eficaz es crucial al estudiar su biología, interacciones garrapata-huésped-patógeno, o el establecimiento de medidas de control eficaces. Actualmente, varios sistemas de alimentación artificial, que evitan el uso de animales vivos están disponibles para las garrapatas2,3,4 y estos deben ser utilizados siempre que las condiciones experimentales lo permitan. Sin embargo, en diversos entornos experimentales estos sistemas no imitan adecuadamente las características fisiológicas específicas y el uso de animales vivos es necesario para lograr resultados relevantes.
Los ratones de laboratorio se utilizan comúnmente para el estudio de muchos sistemas biológicos y se utilizan rutinariamente como huéspedes para la alimentación de garrapatas5,6,7,8,9. Los dos métodos más comunes de alimentación de garrapatas inmaduras en ratones incluyen infestaciones libres y el uso de cámaras de confinamiento unidas al ratón. Las infestaciones libres se utilizan principalmente para las etapas larvales y las garrapatas engordadas pueden caer a un área donde se pueden recuperar. Las cámaras de confinamiento generalmente se componen de tapas de acrílico o polipropileno que se pegan a la espalda del ratón. La primera técnica es un sistema natural eficaz para la alimentación de garrapatas, pero no permite un seguimiento estrecho durante el experimento porque las garrapatas individuales se dispersan en diferentes partes del cuerpo huésped. Además, las garrapatas engordadas que caen a un área de recuperación pueden contaminarse con heces y orina10,11,12,13,14 que pueden afectar gravemente a la aptitud de la garrapata o pueden ser dañadas o consumidas por el ratón si no hay separación entre el animal y la zona de recuperación15. Los sistemas basados en la cámara permiten el confinamiento de garrapatas a un área definida, sin embargo, el proceso de encolado es laborioso y las tapas son a menudo débilmente adherentes al pegamento y por lo tanto a menudo se separan durante el experimento16,17,18,19. Las tapas también son rígidas, incómodas y conducen a reacciones cutáneas, que impiden la reutilización de los ratones y requieren su eutanasia después del experimento.
En nuestro estudio anterior, desarrollamos con éxito un sistema eficaz utilizando cámaras hechas de espuma de acetato de etileno-vinilo (EVA) para alimentar garrapatas en conejos de laboratorio20. Aquí, adaptamos este sistema a un modelo de ratón y proponemos un método simple y limpio para alimentar etapas inmaduras de garrapata dura en cápsulas cerradas hechas de espuma de EVA. Específicamente, nuestro sistema utiliza cápsulas elásticas de espuma eva pegadas a los ratones afeitados con secado rápido (3 min), pegamento de látex no irritante. Esta técnica permite la fijación firme y duradera de cápsulas al ratón experimental, así como la infestación/colección efectiva de garrapatas durante todo el curso del experimento. La cápsula plana está hecha de materiales flexibles y no impide la manipulación del ratón para la recolección de sangre u otros fines. El sistema es adecuado principalmente para las etapas de la garrapata ninfa, pero con una ligera modificación se puede utilizar para alimentar larvas también. El método puede ser completado por una sola persona experimentada y no se requiere una amplia formación.

<table><tbody><tr><td>Espuma EVA de 2 mm de grosor, (baja densidad)</td><td>Tienda de cosplay</td><td>EVA-45kg (950/450/2 mm)</td><td>También se puede pedir a través de Amazon (n.º de referencia B07BLMJDXD)</td></tr><tr><td>Tubo termorretráctil Manguito de envoltura de alambre eléctrico 31 mm/1,22 pulgadas</td><td>Amazon</td><td>B0848S3S6T</td><td>Diferentes diámetros de tubo termorretráctil están disponibles a través de Amazon.</td></tr><tr><td>Ratones BALB/cByJ</td><td>Charles River</td><td>Código de cepa 627</td><td></td></tr><tr><td>Ratones C57BL/6</td><td>Charles River</td><td>Código de cepa 664</td><td></td></tr><tr><td>No tóxico Látex Pegamento</td><td>Desgarro</td><td>Tejido & Adhesivo para cuero</td><td>También disponible a través de Amazon (ref. no. B001RQCTUU)</td></tr><tr><td>Herramienta de perforación Herramienta de arte a mano</td><td>Amazon</td><td>B07QPWNGBF</td><td>Salado por amazon como Herramientas de trabajo de cuero Cortador artesanal de cuero redondo de acero de 1-25 mm que trabaja para correa de cinturón</td></tr><tr><td>Cubiertas de encuadernación de PVC transparentes</td><td>Amazon</td><td>B078BNLSNP</td><td>Cualquier lámina de PVC transparente de entre 0,150 mm y 0,180 mm es adecuada</td></tr><tr><td>Almohadilla autoadhesiva Esponja Cinta de espuma de doble capa</td><td>Amazon</td><td>B07RHDZ35J</td><td>Salado por amazon como 2 rollos de cinta de espuma de doble cara, cinta de montaje blanca súper fuerte Espuma</td></tr><tr><td>Pegatinas de sello transparente (círculos de 20 mm de diámetro)</td><td>Amazon</td><td>B01DAA6X66</td><td></td></tr></tbody></table>

un modelo basado en cápsulas para la infestación por etapas inmaduras de garrapatas duras en ratones de laboratorio

A Capsule-Based Model for Immature Hard Tick Stages Infestation on Laboratory Mice

Las garrapatas son parásitos obligatorios de alimentación sanguínea en todas las etapas del desarrollo (excepto los huevos) y se reconocen como vectores de diversos patógenos. El uso de modelos de ratón en la investigación de garrapatas es fundamental para comprender su biología y las interacciones tick-host-patógeno. Aquí demostramos una técnica no laboriosa para la alimentación de etapas inmaduras de garrapatas duras en ratones de laboratorio. El beneficio del método es su simplicidad, corta duración y la capacidad de monitorear o recoger ticks en diferentes puntos de tiempo de un experimento. Además, la técnica permite la fijación de dos cápsulas individuales en el mismo ratón, lo que es beneficioso para una variedad de experimentos donde se requieren dos grupos diferentes de garrapatas para alimentarse del mismo animal. La cápsula no irritante y flexible está hecha de materiales de fácil acceso y minimiza las molestias de los animales experimentales. Además, la eutanasia no es necesaria, los ratones se recuperan completamente después del experimento y están disponibles para su reutilización.

Proponemos el método detallado paso a paso para alimentar etapas inmaduras de garrapata dura en cápsulas de espuma de EVA aplicadas a la espalda de un ratón (Figura 2). Este protocolo no laborioso es adecuado para varios tipos de experimentos cuando se requiere una supervisión y recolección precisa de garrapatas. Las principales ventajas de este método son su simplicidad, materiales rentables de fácil acceso y corta duración. Además, logramos conectar dos cápsulas a un individuo de ratón (<s...

En este estudio, se desarrolló un sistema de alimentación para las etapas ninfa y larval de la garrapata dura utilizando una cápsula unida al ratón de laboratorio. La cápsula de alimentación está hecha de materiales flexibles y permanece firmemente unida al ratón durante al menos una semana y permite un monitoreo cómodo de la alimentación de las garrapatas.

Un modelo basado en cápsulas para la infestación por etapas inmaduras de garrapatas duras en ratones de laboratorio

Ticks are obligatory blood feeding parasites at all stages of development (except eggs) and are recognized as vectors of various pathogens. The use of ...

Nuestra técnica es adecuada para varios tipos de experimentos, pero nuestro modelo de ratón es necesario para alimentar las garrapatas y es necesario mantener las garrapatas en un área cerrada para facilitar la recolección y el monitoreo. El beneficio de este método simple es la eficiencia, la duración corta y la capacidad de monitorear o recoger ticks en diferentes puntos de tiempo de un experimento. Nuestro sistema es adecuado para estudiar la biología de las garrapatas, las interacciones entre patógenos huésped y vectores o para evaluar diferentes medidas de control de estos artrópodos de importancia médica.Este método requiere precisión y atención al detalle, ya que las etapas de garrapatas inmaduras son pequeñas y alimentarlas con ratones requiere que la cápsula cerrada se adhire firmemente al ratón durante varios días. Comience por pegar una espuma de EVA de dos milímetros, una espuma adhesiva doble pegajosa. Utilice un punzón de agujero de cuero de 20 milímetros de diámetro para cortar un círculo de las piezas de espuma.A continuación, utilice un punzón de 12 milímetros para cortar el interior. Pelar la tira de papel protector de la espuma adhesiva doble adhesiva adhesiva y fijar un círculo de plástico transparente de 20 milímetros a la espuma. Si alimenta larvas, no retire la tira protectora de papel de la espuma adhesiva y proceda directamente con la fijación de la cápsula.Haga una hendidura de un centímetro en el plástico transparente y luego use un pasador entomológico para crear al menos 10 pequeños agujeros para la evaporación de la humedad durante el experimento. Después de que el ratón ha sido anestesiado colocarlo en la almohadilla de manipulación y fijar un cono de nariz para el suministro continuo de isoflurano. Asegúrese de que la frecuencia respiratoria sea inferior a 80 respiraciones por minuto ajustando el nivel de isoflurano.Afeitar la parte anterior del ratón desde detrás de los omóplatos hasta el área justo detrás de las orejas creando un área afeitada que es mayor que la superficie de la cápsula. Aplicar pegamento de látex no irritante en todo el sitio de espuma de EVA de la cápsula y esperar un minuto. Coloque la cápsula en la parte posterior del ratón y aplique presión constante durante tres minutos, especialmente en el lado izquierdo y derecho de la cápsula.Levante ligeramente la cápsula para comprobar visualmente su fijación a la piel. Para asegurar la fijación firme de la cápsula aplicar una ligera presión constante de tres minutos con los dedos especialmente en el lado izquierdo y derecho de la cápsula. Si se encuentran regiones no unidas, aplique más pegamento con una espátula y presione otros tres minutos.Si se forma una región que no es de datos adjuntos durante el experimento, se corrige de la misma manera. Introducir ninfas individuales en la cápsula a través de la hendidura de un centímetro. Apriete ligeramente la cápsula de dos lados para permitir que el plástico transparente se doble y luego empuje la ninfa dentro de la cápsula.Gire los fórceps 90 grados y sáquelos. Para la infestación por larvas, retire el trozo de papel de la cápsula adjunta y coloque la jeringa con las larvas directamente dentro. Deposite las garrapatas empujando el émbolo de la jeringa y luego gire suavemente el émbolo hacia la piel para eliminar las larvas que quedan unidas.Una vez que las larvas se depositan sobre la piel, cierre la cápsula fijando el círculo plástico transparente. Cortar una tira de 3,5 milímetros de la banda de plástico protectora y aplicar la banda de plástico protector alrededor de la cápsula y luego devolver el ratón a la jaula. Para recoger las garrapatas, crea un corte en forma de cruz en el plástico con un bisturí y usa fórceps para recoger las garrapatas.Si es necesario, vuelva a cerrar la cápsula pegando un parche de plástico adhesivo en el plástico transparente. el mismo parche de plástico se puede utilizar si se requiere la recolección de garrapatas en varios puntos de tiempo. Alternativamente, el ratón puede ser eutanizado y las garrapatas recogidas o separadas manualmente después de la eliminación de la cápsula.Para una recuperación exitosa de los ratones, manténgalos en una jaula durante una semana adicional y deje que las cápsulas se desprenda naturalmente. Una vez que la cápsula esté apagada, compruebe si hay reacciones anormales en la piel. Aplique cualquier loción emoliente si hay alguna irritación.Este protocolo permite alimentar garrapatas duras inmaduras en cápsulas de espuma de EVA aplicadas a la espalda de un ratón. El uso del pegamento de látex de secado rápido y no irritante asegura que la cápsula esté firmemente unida dentro de tres minutos y permanezca unida durante al menos siete días. La fijación de dos cápsulas permite alimentar dos grupos diferentes de garrapatas en el mismo animal.Además, la recuperación completa de los ratones después de los experimentos, permite reutilizar a los animales y evitar la eutanasia. Este sistema se ha utilizado con éxito para alimentar ninfas de ricinus Ixodes. Se logró una tasa de éxito de engorgement moderada a alta en dos cepas de ratón diferentes.En ambas cepas, todas las ninfas terminaron la alimentación dentro de cuatro a cinco días, mientras que la mayoría cayó en el cuarto día. Al intentar este protocolo, es importante afeitarse un área suficiente de la piel del ratón y fijar eficazmente la cápsula para evitar su desprendimiento accidental durante el experimento. Además del estudio de la biología básica de las garrapatas, este método se puede utilizar para explorar la transmisión de patógenos de garrapata a huésped o huésped a garrapatas.Además, la opción de reutilizar el ratón ofrece la posibilidad de múltiples re-infestaciones que pueden ser beneficiosas para estudios inmunológicos o investigar diferentes transmisiones de patógenos transmitidos por garrapatas.

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Investigación

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Biología

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