Name: Acumulación Y Distribución De Microplásticos Fluorescentes En Las Primeras Etapas De La Vida Del Pez Cebra (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-04T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 46 s
Description: Aprende a evaluar la bioacumulación de microplásticos fluorescentes en embriones y larvas de pez cebra mediante microscopía de fluorescencia. Este método permite visualizar y cuantificar la distribución de partículas en Danio rerio.

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Este trabajo fue financiado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (21777145, 22076170), y el Programa para Académicos Changjiang y equipo de investigación innovadora en la Universidad (IRT_17R97).

Los peces cebra adultos se originan en el Centro de Recursos de Pez Cebra de China (Wuhan, China). Los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con la guía nacional "Guía de animales de laboratorio para la revisión ética del bienestar animal (GB/T35892-2018).
1. Recolección de embriones
<ol><li>Mantener los peces en tanques de vidrio de 20 L con sistema de agua del grifo filtrada por carbón recirculante (pH 7.0 ± 0.2) a una temperatura constante (28 ± 0.5 °C) en un fotoperiodo de 14:10 h luz: oscuro.</li>
	<li>Alimente a los peces dos veces al día con Artemia nauplii. Se recomienda que la comida se dé a un máximo del 3% de peso de pescado por día y debe comerse dentro de los 5 min cada vezque 14.</li>
	<li>Transferir peces cebra adultos bien desarrollados (con una longitud corporal de 3-4 cm) en el tanque de desove en una proporción de un macho a dos hembras la noche antes de la cría. NOTA: A la mañana siguiente, los peces comienzan a desovar después del inicio del ciclo de luz.</li>
	<li>Recoger los huevos con una pipeta Pasteur. Enjuague con la solución de Hank al 10% varias veces y luego verifique la fertilización con un microscopio. Los óvulos fertilizados experimentan el período de escisión después de aproximadamente 2 h después de la fertilización (hpf) y pueden ser claramente identificados15.</li>
	<li>Incubar los embriones fertilizados en un casto de 500 mL que contenga 200 mL de solución de Hank al 10% con 1% de azul de metileno para su desinfección a 28 °C. No exceda una velocidad de carga de 1 embrión/2 mL de solución. NOTA: La solución de Hank al 10% se compone de 137 mM De NaCl, 5.4 mM KCl, 0.25 mM Na2HPO4,0.44 mM KH2PO4,1.3 mM CaCl2,1.0 mM MgSO4 y 4.2 mM NaHCO3.</li>
</ol>2. Preparación de suspensiones microplásticas
<ol><li>Sonicar la solución común de perlas de poliestireno verdes marcados fluorescentemente (10 mg / mL) con diámetro nominal de 500 nm (excitación / emisión: 460 / 500 nm) durante 10 minutos.</li>
	<li>Diluya la solución común con la solución de Hank al 10% para producir las soluciones de exposición deseadas (0,1, 1 y 10 mg/L).</li>
	<li>Prepare siempre las soluciones de exposición de los microplásticos antes de la exposición. NOTA: Se debe tener precaución al evaluar los efectos tóxicos de los microplásticos, ya que la presencia de conservantes, como la azida de sodio, en las formulaciones de partículas comerciales, puede ser tóxica para diferentes organismos 16. Por lo tanto, estos aditivos deben eliminarse o tenerse en cuenta en los controles antes de realizar un experimento de toxicidad.</li>
</ol>3. Exposición a microplásticos
<ol><li>Seleccione aleatoriamente 6 embriones recién fertilizados (4 hpf), y luego transfiera a cada pozo de una placa de 6 pozos que contenga 5 mL de soluciones microplásticas con diferentes concentraciones. Incluya los grupos de control que contienen el 10% de la solución de Hank.<ol>
<li>Utilice pozos triplicados (con un total de 18 embriones) para cada tratamiento.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Incubar los embriones bajo la misma luz: ciclo oscuro y temperatura que los adultos (ver 1.2) y observar cada 12 horas. Retire los muertos inmediatamente.</li>
	<li>Renovar las soluciones microplásticas 90% cada 24 h. Durante el período de exposición, los peces no son alimentados. NOTA: Generalmente, la eclosión del embrión comienza en 48 hpf y se completa a unos 72 hpf.</li>
</ol>4. Evaluación de la distribución de microplásticos
<ol><li>A las 24, 48, 72, 96 y 120 h después de la fertilización, seleccione aleatoriamente los embriones /larvas (uno de cada una de las tres réplicas) y enjuague con la solución de Hank al 10%.</li>
	<li>Transferir las larvas en una placa de Petri y exponer a 0.016% tricaine para la anestesia.<ol>
<li>Preparar la solución común de tricaína: 4 mg de polvo de tricaina se disuelve en 100 mL de agua destilada doble, y ajustar el pH a 7.0 con Tris-HCl (pH 9.0). Guarde la solución de stock en el congelador.</li>
		<li>Prepare la solución de trabajo. Diluir la solución común a la concentración deseada (0.016%) con 10% de solución de Hank a temperatura ambiente14.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Organice los embriones/larvas y prepárese para la observación.</li>
	<li>Observe a los peces con un microscopio de fluorescencia e imagen con software de imágenes.</li>
	<li>Cuantificar la intensidad de fluorescencia en peces con ImageJ.</li>
</ol>

<ol><li>SAPEA (Science Advice for Policy by European Academies). <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22A+Scientific+Perspective+on+Microplastics+in+Nature+and+Society%22">A Scientific Perspective on Microplastics in Nature and Society</a>. , SAPEA. Berlin. (2019).</li>
<li>Plastics Europe. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Plastics-the+facts+2019%22">Plastics-the facts 2019</a>. , Plastics Europe. Brussels. (2019).</li>
<li>Andrady, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microplastics+in+the+marine+environment%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Pollution+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Microplastics in the marine environment.</a> Marine Pollution Bulletin. 62, 1596-1605 (2011).</li>
<li>Arthur, C., Baker, J., Bamford, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proceedings+of+the+International+Research+Workshop+on+the+Occurrence%2C+Effects+and+Fate+of+Microplastic+Marine+Debris%5BTitle%5D)+AND+%22National+Oceanic+and+Atmospheric+Administration+Technical+Memorandum%22%5BJournal%5D)">Proceedings of the International Research Workshop on the Occurrence, Effects and Fate of Microplastic Marine Debris.</a> National Oceanic and Atmospheric Administration Technical Memorandum. , (2009).</li>
<li>Ivleva, N. P., Wiesheu, A. C., Niessner, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microplastic+in+aquatic+ecosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie+International+Edition%22%5BJournal%5D)">Microplastic in aquatic ecosystems.</a> Angewandte Chemie International Edition. 56, 1720-1739 (2017).</li>
<li>Lu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pollutant+toxicology+with+respect+to+microalgae+and+cyanobacteria%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Environmental+Sciences%22%5BJournal%5D)">Pollutant toxicology with respect to microalgae and cyanobacteria.</a> Journal of Environmental Sciences. 99, 175-186 (2021).</li>
<li>Huang, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exposure+to+microplastics+impairs+digestive+performance%2C+stimulates+immune+response+and+induces+microbiota+dysbiosis+in+the+gut+of+juvenile+guppy+%28Poecilia+reticulata%29%5BTitle%5D)+AND+%22Science+of+the+Total+Environment%22%5BJournal%5D)">Exposure to microplastics impairs digestive performance, stimulates immune response and induces microbiota dysbiosis in the gut of juvenile guppy (Poecilia reticulata).</a> Science of the Total Environment. 733, 138929(2020).</li>
<li>Prüst, M., Meijer, J., Westerink, R. H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+plastic+brain%3A+neurotoxicity+of+micro-+and+nanoplastics%5BTitle%5D)+AND+%22Particle+and+Fibre+Toxicology%22%5BJournal%5D)">The plastic brain: neurotoxicity of micro- and nanoplastics.</a> Particle and Fibre Toxicology. 17, 24(2020).</li>
<li>Jakubowska, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+chronic+exposure+to+microplastics+of+different+polymer+types+on+early+life+stages+of+sea+trout+Salmo+trutta%5BTitle%5D)+AND+%22Science+of+the+Total+Environment%22%5BJournal%5D)">Effects of chronic exposure to microplastics of different polymer types on early life stages of sea trout Salmo trutta.</a> Science of the Total Environment. 740, 139922(2020).</li>
<li>Qiang, L., Cheng, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exposure+to+polystyrene+microplastics+impairs+gonads+of+zebrafish+%28Danio+rerio%29%5BTitle%5D)+AND+%22Chemosphere%22%5BJournal%5D)">Exposure to polystyrene microplastics impairs gonads of zebrafish (Danio rerio).</a> Chemosphere. 263, 128161(2021).</li>
<li>Hamed, M., Soliman, H. A. M., Osman, A. G. M., Sayed, A. E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antioxidants+and+molecular+damage+in+Nile+Tilapia+%28Oreochromis+niloticus%29+after+exposure+to+microplastics%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Science+and+Pollution+Research%22%5BJournal%5D)">Antioxidants and molecular damage in Nile Tilapia (Oreochromis niloticus) after exposure to microplastics.</a> Environmental Science and Pollution Research. 27, 14581-14588 (2020).</li>
<li>Burns, E. E., Boxall, A. B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microplastics+in+the+aquatic+environment%3A+Evidence+for+or+against+adverse+impacts+and+major+knowledge+gaps%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Toxicology+and+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Microplastics in the aquatic environment: Evidence for or against adverse impacts and major knowledge gaps.</a> Environmental Toxicology and Chemistry. 37, 2776-2796 (2018).</li>
<li>Ma, H., Pu, S., Liu, S., Bai, Y., Mandal, S., Xing, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microplastics+in+aquatic+environments%3A+Toxicity+to+trigger+ecological+consequences%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Pollution%22%5BJournal%5D)">Microplastics in aquatic environments: Toxicity to trigger ecological consequences.</a> Environmental Pollution. 261, 114089(2020).</li>
<li>Westerfield, M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWesterfield%2C+M+%22The+Zebrafish+Book%3A+A+Guide+for+the+Laboratory+Use+of+Zebrafish+%28Danio+reio%29.+4th+ed%22">The Zebrafish Book: A Guide for the Laboratory Use of Zebrafish (Danio reio). 4th ed</a>. , University of Oregon Press. Eugene. (2000).</li>
<li>Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stages+of+embryonic+development+of+the+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Dynamics%22%5BJournal%5D)">Stages of embryonic development of the zebrafish.</a> Developmental Dynamics. 203, 253-310 (1995).</li>
<li>Pikuda, O., Xu, E. G., Berk, D., Tufenkji, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxicity+assessments+of+micro-+and+nanoplastics+can+be+confounded+by+preservatives+in+commercial+formulations%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Science+%26+Technology+Letters%22%5BJournal%5D)">Toxicity assessments of micro- and nanoplastics can be confounded by preservatives in commercial formulations.</a> Environmental Science & Technology Letters. 6, 21-25 (2019).</li>
<li>Lidster, K., Readman, G. D., Prescott, M. J., Owen, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((International+survey+on+the+use+and+welfare+of+zebrafish+Danio+rerio+in+research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Fish+Biology%22%5BJournal%5D)">International survey on the use and welfare of zebrafish Danio rerio in research.</a> Journal of Fish Biology. 90, 1891-1905 (2017).</li>
<li>Pitt, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake%2C+tissue+distribution%2C+and+toxicity+of+polystyrene+nanoparticles+in+developing+zebrafish+%28Danio+rerio%29%5BTitle%5D)+AND+%22Aquatic+Toxicology%22%5BJournal%5D)">Uptake, tissue distribution, and toxicity of polystyrene nanoparticles in developing zebrafish (Danio rerio).</a> Aquatic Toxicology. 194, 185-194 (2018).</li>
<li>Lin, S. J., Zhao, Y., Nel, A. E., Lin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish%3A+An+in+vivo+model+for+nano+EHS+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Zebrafish: An in vivo model for nano EHS studies.</a> Small. 9, 1608-1618 (2013).</li>
</ol>

El autor declara que no hay intereses contrapuestos o financieros.

De acuerdo con la directriz sobre la protección de los animales utilizados con fines científicos, como la Directiva 2010/63/UE de la UE, el permiso de ética animal no es obligatorio para un experimento con etapas tempranas de la vida del pez cebra hasta la etapa de ser capaz de alimentarse de forma independiente (5 días después de la fertilización)17. Sin embargo, las mejores prácticas de bienestar son importantes para optimizar el uso del pez cebra y, por ejemplo, los métodos humanos de anestesia...

Desde que se sintetizó por primera vez en la década de 1900, los plásticos son ampliamente utilizados en varios campos, lo que resulta en un rápido crecimiento de la producción mundial1. En 2018, se produjeron aproximadamente 360 millones de toneladas de plásticos en todo el mundo2. Los plásticos en el medio natural se degradarán a partículas finas debido a procesos químicos, físicos o biológicos3. En general, las partículas plásticas finas de tamaño <5 mm se definen como microplásticos4. Los microplásticos también están diseñados para aplicaciones específicas, como las microperlas de productos cosméticos5. Como contaminantes casi permanentes, los microplásticos se acumulan en el medio ambiente, y han atraído cada vez más la atención de los científicos, los responsables de la formulación de políticas y el público1,6. Estudios previos documentaron que los microplásticos podían causar efectos adversos en los peces, como daño gastrointestinal7,neurotoxicidad8,alteración endocrina9,estrés oxidativo10 y daño en el ADN11. Sin embargo, la toxicidad de los microplásticos no se ha revelado completamente hasta ahora12,13.
Los embriones de pez cebra ofrecen muchas ventajas experimentales, incluyendo tamaño pequeño, fertilización externa, transparencia óptica y embragues grandes, y es considerado como un organismo modelo ideal para estudiar in vivo los efectos de los contaminantes en los peces en las primeras etapas de la vida. Además, sólo se necesitan cantidades limitadas de sustancias de ensayo para la evaluación de las respuestas biológicas. Aquí, los embriones de pez cebra se exponen a diferentes concentraciones de microplásticos (0,1, 1, 10 mg / L) durante 5 días, y se evalúa la bioacumulación y distribución de microplásticos en embriones / larvas de pez cebra. Este resultado avanzará nuestra comprensión sobre la toxicidad de los microplásticos para los peces, y el método descrito aquí puede potencialmente generalizarse para determinar la acumulación y distribución de otros tipos de materiales fluorescentes en las primeras etapas de la vida del pez cebra.

<table><tbody><tr><td>Microscopio fluorescente</td><td>Nikon, Japón</td><td>Eclipse Ti-S</td><td></td></tr><tr><td>Perlas de poliestireno verdes marcadas con fluorescencia</td><td>Phosphorex, EE. UU.</td><td>2103A</td><td></td></tr><tr><td>Tricaine</td><td>Sigma-Aldrich, EE. UU</td>. <td>A5040</td><td></td></tr></tbody></table>

acumulación y distribución de microplásticos fluorescentes en las primeras etapas de la vida del pez cebra

Accumulation and Distribution of Fluorescent Microplastics in the Early Life Stages of Zebrafish

Como nuevo tipo de contaminante ambiental, el microplástico se ha encontrado ampliamente en el medio acuático y representa una gran amenaza para los organismos acuáticos. La bioacumulación de los microplásticos juega un papel clave en sus efectos tóxicos; sin embargo, como partículas, sus bioacumulaciones son diferentes de muchos otros contaminantes. Aquí se describe un método factible para determinar visualmente la acumulación y distribución de microplásticos en embriones o larvas de pez cebra utilizando microplásticos fluorescentes. Los embriones se exponen a diferentes concentraciones (0,1, 1 y 10 mg/L) de microplásticos fluorescentes con un diámetro de 500 nm durante 120 h. Se muestra en los resultados que los microplásticos pueden bioacumularse en embriones/larvas de pez cebra de una manera dependiente de la concentración. Antes de la eclosión, se encuentra una fuerte fluorescencia alrededor del corion embrionario; mientras que en las larvas de pez cebra, el saco vitelino, el pericardio y el tracto gastrointestinal son los principales sitios acumulados de microplásticos. Los resultados demuestran la absorción e internalización de microplásticos en el pez cebra en etapas tempranas de la vida, lo que proporcionará la base para una mejor comprensión del impacto de los microplásticos en los animales acuáticos.

La distribución y acumulación de microplásticos fluorescentes se muestran en la Figura 1 y tabla 1. No se observa fluorescencia visible en el grupo no expuesto (control). Sin embargo, se encuentra una acumulación de fluorescencia que rodea el corion después de la exposición a diferentes concentraciones de microplásticos (24 hpf). La fluorescencia verde también se detecta en larvas, y los niveles de fluorescencia parecen aumentar de una manera dependiente de la concentración ...

Los embriones/larvas de pez cebra se desarrollan externamente y son ópticamente transparentes. La bioacumulación de microplásticos en peces en etapas tempranas de la vida se evalúa fácilmente con microperlas etiquetadas fluorescentemente.

Acumulación Y Distribución De Microplásticos Fluorescentes En Las Primeras Etapas De La Vida Del Pez Cebra

As a new type of environmental pollutant, microplastic has been widely found in the aquatic environment and poses a high threat to aquatic organisms. The ...

Accumulation and distribution of fluorescent microplastics in the early life stages of zebrafish. Introducción. La bioacumulación de los microplásticos juega un papel clave en sus efectos tóxicos. Sin embargo, como partículas, sus bioacumulaciones son diferentes de muchos otros contaminantes.Aquí se describe un método factible para determinar visualmente la acumulación y distribución de microplásticos en embriones o larvas de pez cebra utilizando microplásticos fluorescentes. Los experimentos se llevaron a cabo de conformidad con la guía nacional De animales de laboratorio para la revisión ética del bienestar animal. Uno, la recolección de embriones.Los peces cebra adultos se originan en el Centro de Recursos de Pez Cebra de China. Los peces se mantienen en tanques de vidrio de 20 litros con sistema de agua del grifo filtrada por carbón recirculante a una temperatura constante, es decir, 28 grados Celsius, en un fotoperiodo de 14 y 10 horas, luz: oscuridad. Los peces son alimentados dos veces al día con Nauplios Artemia.Se recomienda que el alimento se dé a un máximo del 3% de peso de pescado por día, y debe comerse dentro de los cinco minutos cada vez. Los peces cebra adultos bien desarrollados se transfieren al tanque de desove en una proporción de un macho a dos hembras la noche antes de la cría. A la mañana siguiente, los peces comienzan a desovar después del inicio del ciclo de luz.Los huevos se recogen usando una pipeta Pasteur, se enjuaguen con la solución de Hank al 10% varias veces y luego se comprueba la fertilización con un microscopio. Los huevos fertilizados experimentan el período de escisión después de aproximadamente dos horas después de la fertilización y se pueden identificar claramente. Los embriones fertilizados se incuban en un casto de 500 mililitros que contiene 200 mililitros de solución de Hank al 10% con azul de metileno al 1% para su desinfección a 28 grados celsius.La velocidad de carga no es superior a un embrión en cada solución de 2 mililitros. Dos, preparación de suspensiones microplásticas. La solución común de perlas de poliestireno verdes con etiqueta fluorescente con un diámetro nominal de 500 nanómetros se sonica durante 10 minutos.Diluya la solución común con la solución de Hank al 10% para producir las soluciones de exposición deseadas, a saber, 0.1, 1 y 10 miligramos por litro. Las soluciones de exposición de los microplásticos siempre están recién preparadas antes de la exposición. Tres, la exposición a microplásticos.Seis embriones recién fertilizados son seleccionados al azar, y luego transferidos a cada pozo de seis placas de pozo que contienen cinco mililitros de soluciones microplásticas con diferentes concentraciones. Se incluyen los grupos de control que contienen la solución de 10% Hank. Para cada tratamiento se utilizan pozos triplicados, con un total de 18 embriones.Los embriones se incuban bajo el mismo ciclo claro-oscuro y temperatura que los adultos, y se observan cada 12 horas. Los muertos son retirados inmediatamente. Las soluciones de microplásticos se renuevan en un 90% cada 24 horas.Durante el período de exposición, los peces no son alimentados. Generalmente, la eclosión del embrión comienza a las 48 horas después de la fertilización y se completa aproximadamente a las 72 horas después de la fertilización. Cuatro, evaluación de la distribución de microplásticos.A las 24-48-72-96-y 120 horas después de la fertilización, los embriones y larvas, uno de cada una de las tres réplicas, se seleccionan al azar y se enjuagan con la solución de Hank al 10%. Los embriones y las larvas están dispuestos y preparados para la observación. De antemano, las larvas se transfieren a una placa de Petri y se exponen a 0,016% tricaína para la anestesia.Los peces se observan con microscopio de fluorescencia y se les toma una imagen con software de imágenes. La intensidad de fluorescencia en peces se cuantifica aún más con ImageJ NIH. Resultados representativos.Se muestra en los resultados que los microplásticos pueden bioacumularse en embriones y larvas de pez cebra de una manera dependiente de la concentración. Antes de la eclosión, se encuentra una fuerte fluorescencia alrededor del corion embrionario; mientras que en las larvas de peces cebra, el saco vitelino, el pericardio y el tracto gastrointestinal son los principales sitios acumulados de microplásticos. discusión. Este resultado avanzará nuestra comprensión sobre la toxicidad de los microplásticos para los peces, y el método descrito aquí puede potencialmente generalizarse para determinar la acumulación y distribución de otros tipos de materiales fluorescentes en las primeras etapas de la vida del pez cebra.Dado que el corion actuará como una barrera efectiva contra las partículas de gran tamaño, el proceso de decorionación antes de la exposición puede ser necesario. Sin embargo, el embrión con el corion intacto es más recomendable para evaluar la ecotoxicidad de los contaminantes al considerar la condición de exposición en el mundo real. El comportamiento de los microplásticos en la solución también es crítico para la biodisponibilidad.Las características fisicoquímicas de los microplásticos deben rastrearse a lo largo de la duración de la exposición.

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Investigación

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Entorno

Presentamos un método novedoso para la microsondaje de peces cebra larvales que utiliza equipos estándar de microinyección de embriones y estereomicroscopía. Demostramos que el microsondaje es una técnica segura y eficiente, útil para administrar cantidades controladas de diversos materiales directamente en la luz intestinal de larvas de pez cebra.

Microgavage de larvas de pez cebra

Fuente: Zhang, X., et al. Un modelo de embrión de pez cebra para la visualización in vivo y el análisis intravital de la infección por Staphylococcus aureus asociada a biomateriales. J. Vis. Exp. (2019)Este video muestra imágenes de fluorescencia de embriones de pez cebra inyectados con Staphylococcus aureus, lo que permite cuantificar la progresión de la infección y la distribución bacteriana para evaluar el impacto de las microesferas de biomateriales en las interacciones huésped-patógeno in...

 Imágenes de fluorescencia de infección bacteriana asociada a biomateriales en embriones de pez cebra

Descrito aquí es un protocolo para la formación de imágenes semiautomático de la fluorescencia específica de tejido en embriones de pez cebra.

Imaging semi-automatizado de fluorescencia específica de tejido en embriones de pez cebra

El pez cebra es una herramienta popular para modelar la enfermedad renal crónica (ERC). Sin embargo, su pequeño tamaño hace que sea imposible para evaluar la función renal utilizando métodos tradicionales. Se describe un ensayo de aclaramiento renal tinte fluorescente 1 que permite el análisis cuantitativo de la función renal pez cebra en la ERC.

Evaluación del pez cebra función renal mediante un ensayo de Liquidación fluorescente

El pez cebra es un excelente sistema modelo para estudios genéticos y de desarrollo. La implantación de perlas es una valiosa técnica de manipulación de tejidos que puede utilizarse para interrogar los mecanismos de desarrollo mediante la introducción de alteraciones en los entornos celulares locales. Este protocolo describe cómo realizar la implantación de microperlas en el embrión de pez cebra.

Microbead Implantación en el embrión de pez cebra

El pez cebra está emergiendo como un modelo valioso de procesamiento de lípidos en la dieta y enfermedades metabólicas. Se describen los protocolos de alimentación para larvas ricas en lípidos, imágenes en vivo de análogos lipídicos fluorescentes en la dieta y cuantificación de la ingesta de alimentos. Estas técnicas se pueden aplicar a una variedad de técnicas de detección, imágenes e indagación basada en hipótesis.

La alimentación de las larvas de pez cebra paradigma para la alta en grasas: Alimentación, imágenes en vivo, y Cuantificación de la ingesta de alimentos

El objetivo de este protocolo es medir el tiempo de tránsito de fluorescencia etiquetada alimentos a través del intestino del pez cebra larval en forma de alto rendimiento.

Medida de alto rendimiento de tiempo de tránsito intestinal utilizando larvas peces cebra

Presente aquí es un protocolo detallado para el uso de embriones de pez cebra Tg(vtg1: mCherry) para la detección de efectos estrogénicos. El protocolo abarca la propagación de los peces y el tratamiento de embriones, y hace hincapié en la detección, documentación y evaluación de señales fluorescentes inducidas por compuestos disruptores endocrinos (EDC).

Uso de embriones de pez cebra Tg(Vtg1:mcherry) para probar los efectos estrogénicos de los compuestos disruptores endocrinos

En este documento se presenta un protocolo experimental detallado para la evaluación de la toxicidad neuroconductual de contaminantes ambientales utilizando un modelo de larvas de pez cebra, incluyendo el proceso de exposición y pruebas para indicadores neuroconductuales.

Estudio de los efectos neuroconductuales de los contaminantes ambientales en las larvas de peces cebra

Demostramos un método que aprovecha la microscopía confocal de barrido rápido para realizar imágenes en vivo de las células de la microglía en el tectum óptico del pez cebra en desarrollo, lo que permite el análisis de la dinámica de estas células in vivo.

Imagen en vivo y caracterización de la dinámica de la microglía en el embrión de pez cebra

Este protocolo describe un procedimiento de cribado de fármacos en larvas de pez cebra 3-7 días después de la fecundación, seguido de una evaluación morfológica.

Cribado de moléculas pequeñas y pruebas de toxicidad en larvas de pez cebra en fase inicial

Aprende a evaluar la bioacumulación de microplásticos fluorescentes en embriones y larvas de pez cebra mediante microscopía de fluorescencia. Este método permite visualizar y cuantificar la distribución de partículas en Danio rerio.

Acumulación Y Distribución De Microplásticos Fluorescentes En Las Primeras Etapas De La Vida Del Pez Cebra

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