Name: Establecimiento De Un Modelo De Rata De La Oclusión Superior Sagital-Seno A Través De Un Método De Hilo-Embolia (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 7 s
Description: Aprende a establecer un modelo de rata Sprague-Dawley con trombosis del seno sagital superior mediante embolización con hilo. Este método minimiza el trauma y permite controlar con precisión el tiempo y la ubicación isquémica para investigar la fisiopatología de la TVC.

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Este estudio fue apoyado por la Fundación de Investigación Científica para los Talentos de Alto Nivel de la Universidad de Medicina Tradicional China de Fujian (X2019002-talents).

Los procedimientos que involucran a sujetos animales han sido aprobados por el Comité de Normas Médicas y Ética de la Universidad de Medicina de Wenzhou y están de acuerdo con la legislación de China sobre el uso y cuidado de animales de laboratorio.
1. Preparación del tapón de rosca, ratas SD y equipos experimentales
<ol><li>Utilice una rosca de nylon con un diámetro de 0,28 mm como cuerpo principal del tapón de rosca. NOTA: La suavidad y dureza del hilo de nylon debe ser moderada.</li>
	<li>Cubra un extremo de la rosca de nylon con material de silicona. La longitud de la parte de silicona del tapón de rosca es de aproximadamente 1,2 cm, y el diámetro es de aproximadamente 1,2 mm. El extremo de la cabeza es cónico, y la parte de silicona es cilíndrica. Reserve otros 5-7 cm. El hilo de nylon es fácil de sujetar y se puede cortar de acuerdo con las necesidades específicas después de la operación.</li>
	<li>Use etanol al 75% para remojar el tapón de rosca durante 3 minutos antes de la operación y enjuague cualquier etanol residual con solución salina normal antes de tapar.</li>
	<li>Seleccione 12 ratas sd machos que pesan entre 280 y 320 g, y divídalas aleatoriamente en un grupo simulado y un grupo experimental (n = 6 por grupo). Después de una semana de adaptación ambiental, ayunar las ratas durante 12 h y privarlas de agua durante 4 h antes de la operación.</li>
	<li>Prepare el siguiente equipo experimental necesario para el experimento: una pequeña máquina de anestesia para animales, un instrumento estereotáxico cerebral, un microscopio de disección, un taladro de cráneo de alta velocidad, tijeras, pinzas, pinzas vasculares, un soporte de aguja, un hilo de aguja, una jeringa de 2 ml, un sistema de imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser y un escáner de RESONANCIA MAGNÉTICA para animales pequeños.</li>
</ol>2. Construcción del modelo de embolización SD-Rat SSS a través de la embolización de rosca
<ol><li>Coloque la rata SD en una caja de inducción de anestesia y use una máquina anestésica de animales pequeños para administrar isoflurano al 4% para inducir la anestesia. A partir de entonces, use pinzas para confirmar que las extremidades traseras y los dedos de los dedos de los pie de la rata SD no responden a pellizcos moderados.</li>
	<li>Fijar rápidamente el SD ratwith pelo superior afeitado en la posición decúbito prono en un dispositivo esteretáxico del cerebro. Mantener la anestesia con isoflurano al 1,5-2,0% (a una velocidad de 0,5 L/min), y estabilizar la frecuencia respiratoria a 40-60 respiraciones/min. Estabilice la temperatura corporal de la rata a través de una almohadilla térmica a 37±0.2 °C.<ol>
<li>Aplique lubricante oftálmico estéril para los ojos después de que la rata se coloque en el marco estereotáxico para proteger las córneas del secado durante la anestesia.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Esterilice la superficie en la parte superior de la cabeza de la rata con 5% de povidona yodada alternando tres veces con etanol al 75%. Haga una incisión en la piel (2.0 cm de largo) en el centro de la cabeza, y luego desprenda cuidadosamente la fascia superior y el periostio para exponer completamente el cráneo.<ol>
<li>Confirme las posiciones de la fontanela anterior, la fontanela posterior, la sutura coronal, la sutura sagital y la sutura de espiga.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilice el área entre la sutura coronal y la sutura de espiga como área de observación del flujo sanguíneo. Para evitar que el cráneo afecte la observación durante las imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser, adelgace el cráneo en el área de observación hasta que los vasos sanguíneos sean claramente visibles. El tamaño del cráneo adelgazado debe ser de aproximadamente 1,0 cm × 1,0 cm. Este paso y los siguientes se realizan bajo un microscopio de disección.<ol>
<li>Durante la molienda del cráneo, use solución salina de temperatura normal para enjuagar el taladro repetidamente para evitar quemaduras de alta temperatura en la corteza cerebral.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilice un taladro de alta velocidad para moler el cráneo dentro de una ventana ósea de 6,0 mm x 4,0 mm centrada en bregma para exponer el SSS del área de bregma.<ol>
<li>Use solución salina normal para enfriar el cráneo durante la molienda. Cuando el cráneo se adelgace, use pinzas para extraer cuidadosamente las piezas óseas restantes para evitar el desgarro del SSS.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Elija un tapón de rosca adecuado, utilice el punto bregma SSS como punto de enchufe, perfítelo cuidadosamente con una aguja de jeringa de 2 ml e inserte rápidamente el cabezal del tapón del hilo en el punto de enchufe.<ol>
<li>En este momento, el ángulo entre el extremo del cabezal del roscado y el SSS debe ser de aproximadamente 30-45°; a continuación, ajuste el ángulo entre el extremo del tapón de rosca y el SSS a 0-10 grados, e inserte lentamente el SSS en el centro hasta que la cabeza alcance el borde posterior de la confluencia sinusal. A partir de entonces, cortar la parte sobrante de la cola. NOTA: El sangrado rápido puede ocurrir cuando se pincha el SSS. Si el extremo del tapón de rosca no se puede insertar rápidamente en el punto del tapón a la vez, utilice una pequeña gasa o bola de algodón para presionar suavemente el punto del tapón mientras se desliza lentamente hacia abajo para exponer el punto del tapón con cuidado y, a continuación, inserte rápidamente el extremo del perno del cable en el SSS. Después de insertar el tapón del hilo, si hay sangrado en el punto del tapón, se pueden usar materiales hemostáticos como una esponja de gelatina para detener el sangrado.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Detección de flujo sanguíneo en la superficie cerebral de ratas SD
<ol><li>Utilice una fuente de luz láser para iluminar uniformemente el área de observación del flujo sanguíneo. La luz reflejada es recogida por una cámara y se transmite a una computadora para su análisis. Utilice los siguientes ajustes de parámetros para el sistema de imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser: longitud de onda: λ = 785 nm; y tiempo de exposición de la imagen: T = 10 ms.</li>
	<li>Centre el área de observación del flujo sanguíneo sd-rata en el campo de visión del sistema de imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser y lleve a cabo un monitoreo continuo del flujo sanguíneo en la superficie del cerebro durante 2 min. Recoja y procese los datos del flujo de sangre antes y después del embolization para cada rata del SD, y obtenga el mapa laser-manchado del sangre-flujo del área observada.</li>
	<li>Enjuague repetidamente el área operada con solución salina normal para lavar los desechos y residuos óseos. Suturar la piel (0#hilo) y desinfectar con yodoforo.</li>
	<li>Mantener la temperatura corporal hasta que la rata se despierte después de la cirugía y luego la casa en una sola jaula con comida y agua proporcionada ad libitum. El grupo de la farsa no se puede enchufar.</li>
	<li>Una vez completada la recopilación de datos, realice el procesamiento posterior.<ol>
<li>Selección completa de la región de interés (ROI) a través de las herramientas proporcionadas por el software del sistema de imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser. Los valores obtenidos son el valor promedio del flujo sanguíneo en el ROI y los valores locales del flujo sanguíneo cerebral antes y después de la embolización. Utilice el valor del flujo sanguíneo antes de la embolización como valor basal.</li>
		<li>Seleccione cuatro ROIs y mida el cambio relativo en el flujo sanguíneo cerebral en cada ROI, expresado como el cambio porcentual del valor basal.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Detección de la posición del hilo en pequeños animales MRI
<ol><li>Utilice los siguientes parámetros de imágenes ponderadas por T2 (T2WI) para el sistema de imágenes de RM: tiempo de eco (TE) = 33 ms, tiempo de repetición (TR) = 3000 ms, número de excitación (NEX) = 4, rebanadas = 28, espesor de la rebanada = 0,8 mm, tamaño de la matriz = 256 * 256 mm2,ángulo de volteo = 80 °, campo de visión (FOV) = 30 * 30 mm2,tiempo de escaneo = 6 min 24 s; Los parámetros de resonancia magnética de la angiografía (MRA) fueron fijados como sigue: TE = ms 4,4, TR = 12 ms, NEX = 4, rebanadas = 80, grueso de la rebanada = 0,4 milímetros, tamaño de la matriz = 256*256milímetros 2,ángulo de la vuelta = 80°, FOV = 30*30milímetros 2,tiempo de la exploración = 16 minutos 23 sec 40 ms.</li>
	<li>Fije el animal en la mesa de exploración de MRI, calibre la posición del cerebro colocando la exploración, y realice la exploración de la secuencia de T2WI y de MRA después de confirmar la posición.</li>
	<li>Use anestesia continua a través de la máquina de anestesia animal durante la detección. Entonces, euthanize las ratas del SD por la inyección intraperitoneal del pentobarbital excesivo.</li>
	<li>Adquisición de imágenes y post-procesamiento: después de recopilar los datos de la imagen, con el fin de observar el estado del tapón de rosca en el SSS más claramente, utilice el método de mejora de pseudo color para mostrar la imagen T2WI del cerebro de la rata.</li>
</ol>

<ol><li>Bousser, M. G., Ferro, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+venous+thrombosis%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurology%22%5BJournal%5D)">Cerebral venous thrombosis: an update.</a> Lancet Neurology. 6 (2), 162-170 (2007).</li>
<li>Guenther, G., Arauz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+venous+thrombosis%3A+A+diagnostic+and+treatment+update%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia%22%5BJournal%5D)">Cerebral venous thrombosis: A diagnostic and treatment update.</a> Neurologia. 26 (8), 488-498 (2011).</li>
<li>Stam, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombosis+of+the+cerebral+veins+and+sinuses%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Thrombosis of the cerebral veins and sinuses.</a> New England Journal of Medicine. 352 (17), 1791-1798 (2005).</li>
<li>Einhäupl, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EFNS+guideline+on+the+treatment+of+cerebral+venous+and+sinus+thrombosis+in+adult+patients%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">EFNS guideline on the treatment of cerebral venous and sinus thrombosis in adult patients.</a> European Journal of Neurology. 17 (10), 1229-1235 (2010).</li>
<li>Coutinho, J. M., Zuurbier, S. M., Stam, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Declining+mortality+in+cerebral+venous+thrombosis%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Declining mortality in cerebral venous thrombosis: a systematic review.</a> Stroke. 45 (5), 1338-1341 (2014).</li>
<li>Gotoh, M., Ohmoto, T., Kuyama, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+study+of+venous+circulatory+disturbance+by+dural+sinus+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neurochir+%28Wien%29%22%5BJournal%5D)">Experimental study of venous circulatory disturbance by dural sinus occlusion.</a> Acta Neurochir (Wien). 124 (2-4), 120-126 (1993).</li>
<li>Miyamoto, K., Heimann, A., Kempski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcirculatory+alterations+in+a+mongolian+gerbil+sinus-vein+thrombosis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Microcirculatory alterations in a mongolian gerbil sinus-vein thrombosis model.</a> Journal of Clinical Neuroscience. 8 (4), (2001).</li>
<li>Ungersböck, K., Heimann, A., Kempski, aO. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cerebral+Blood+Flow+Alterations+in+a+Rat+Model+of+Cerebral+Sinus+Thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cerebral Blood Flow Alterations in a Rat Model of Cerebral Sinus Thrombosis.</a> Stroke. 24 (4), (1993).</li>
<li>Röttger, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+reversible+sinus+sagittalis+superior+thrombosis+in+the+rat%3A+magnetic+resonance+imaging+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A new model of reversible sinus sagittalis superior thrombosis in the rat: magnetic resonance imaging changes.</a> Neurosurgery. 57 (3), 573-580 (2005).</li>
<li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photothrombosis+combined+with+thrombin+injection+establishes+a+rat+model+of+cerebral+venous+sinus+thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Photothrombosis combined with thrombin injection establishes a rat model of cerebral venous sinus thrombosis.</a> Neuroscience. 306, 39-49 (2015).</li>
<li>Yang, H., Meng, Z., Zhang, C., Zhang, P., Wang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Establishing+a+new+rat+model+of+central+venous+sinus+thrombosis+and+analyzing+its+pathophysiological+and+apoptotic+changes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Establishing a new rat model of central venous sinus thrombosis and analyzing its pathophysiological and apoptotic changes.</a> Journal of Neuroscience Methods. 203 (1), 130-135 (2012).</li>
<li>Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+middle+cerebral+artery+occlusion+without+craniectomy+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats.</a> Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).</li>
<li>Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+ischemic+stroke+and+their+application+in+clinical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Drug+Design%2C+Development+and+Therapy%22%5BJournal%5D)">Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research.</a> Drug Design, Development and Therapy. 9, 3445-3454 (2015).</li>
<li>Wang, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+tissue+pH+in+an+experimental+model+of+acute+stroke+-+Determination+of+graded+regional+tissue+pH+changes+with+non-invasive+quantitative+amide+proton+transfer+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Mapping tissue pH in an experimental model of acute stroke - Determination of graded regional tissue pH changes with non-invasive quantitative amide proton transfer MRI.</a> Neuroimage. 191, (2019).</li>
<li>Liu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+Vigilin+as+a+Potential+Ischemia+Biomarker+by+Brain+Slice-Based+Systematic+Evolution+of+Ligands+by+Exponential+Enrichment%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Identification of Vigilin as a Potential Ischemia Biomarker by Brain Slice-Based Systematic Evolution of Ligands by Exponential Enrichment.</a> Analytical Chemistry. 91 (10), 6675-6681 (2019).</li>
</ol>

Los autores declaran que no tienen intereses financieros contrapuestos.

En este estudio, un nuevo tipo de modelo de CVST fue establecido con éxito insertando un enchufe de rosca hecho a sí mismo en el SSS de ratas SD. Además, la proyección de imagen laser-manchada del sangre-flujo y el pequeño-animal MRI fueron combinados para supervisar cambios en flujo de sangre en la superficie del cerebro de ratas del SD antes y después del embolization para estandardizar la sincronización y la localización isquémicas.
En 1989, Longa et al. hicieron un modelo reversible de ocl...

La trombosis del seno venoso cerebral (CVST) es una enfermedad rara del sistema venoso cerebral que representa sólo el 0,5-1,0% de todas las causas de accidente cerebrovascular, pero tiene una tasa de ocurrencia relativamente alta en niños y adultos jóvenes1. Durante la autopsia, cvst fue encontrado para ser la causa del 10% de muertes de la enfermedad cerebrovascular2. La trombosis puede ocurrir en cualquier parte del sistema venoso intracraneal. El sino sagital superior (SSS) es una de las áreas lo más comúnmente posible afectadas de CVST y puede implicar los vasos sanguíneos múltiples. Debido a la estenosis u oclusión de los senos venosos, se bloquea el retorno venoso intracraneal, lo que a menudo se acompaña de un aumento de la presión intracraneal3. Las manifestaciones clínicas de CVST son complejas y varían en un plazo determinado; aunque hay una falta de especificidad de los síntomas, los síntomas más comunes incluyen dolor de cabeza (77,2%), convulsiones (42,7%), y déficits neurológicos (39,9%). En casos graves, puede ocurrir coma e incluso la muerte4,5. En los últimos años, debido a la mejora general de las normas médicas y de salud y a la concienciación sobre la salud pública, la proporción de factores de riesgo relacionados ha cambiado, la proporción de traumatismos e infecciones ha disminuido, y la proporción de CVST causada por el embarazo, el puerperio, los anticonceptivos orales y otras razones ha aumentado gradualmente5.
Actualmente, la patogenesia de CVST todavía no se entiende bien. Para explorar CVST en profundidad, se necesita más investigación fisiopatológica. Sin embargo, la mayoría de estos métodos de investigación son invasivos y, por lo tanto, difíciles de implementar clínicamente. Debido a muchas limitaciones de la investigación clínica, los modelos animales tienen ventajas insustituibles en términos de investigación básica y traslacional.
La causa de CVST es compleja, pues su inicio es a menudo desconocido y la localización de la formación del trombo es altamente variable. Afortunadamente, los modelos animales pueden lograr un mejor control de estos factores. En las últimas décadas, se ha establecido una variedad de modelos animales CVST, y cada modelo tiene sus propias desventajas. De acuerdo con los diferentes métodos de producción, se pueden dividir aproximadamente en las siguientes categorías: el modelo simple de ligadura SSS6,7; el acelerador de inyección interna SSS modelo8; la trombosis SSS inducida por cloruro férrico modelo9; la trombosis del SSS fotoquímica inducida por el modelo10; y la embolia-oclusión de auto-oclusión SSS modelo11. Sin embargo, la mayoría de estos modelos son incapaces de evitar el daño invasivo a la corteza cerebral del animal y no son capaces de controlar con precisión el tiempo isquémico y la ubicación. En algunos modelos, el trombo se recanalizará espontáneamente; en otros modelos, el SSS se ocluye permanentemente. Además, las operaciones complicadas y/o lesiones serias pueden afectar a resultados patofisiológicos subsecuentes en estos modelos.
En el actual estudio, un enchufe del hilo fue insertado en el SSS de las ratas de Sprague-Dawley (SD) para establecer con éxito un modelo de CVST que minimizara daño, permitió controlabilidad exacta, y rindió buena estabilidad. Además, la proyección de imagen de resonancia magnética del pequeño-animal (MRI) y la proyección de imagen laser-manchada del sangre-flujo fueron combinadas para verificar la eficacia del modelo. Evaluamos cambios en flujo de sangre cerebral antes y después del establecimiento de nuestro modelo, así como evaluamos la estabilidad de nuestro modelo, sentando una base para otros estudios que exploraban el acontecimiento, el desarrollo, y los mecanismos patofisiológicos relacionados de CVST.

<table><tbody><tr><td>Jeringa de 2 mL</td><td>Becton, Dickinson and Company</td><td>301940</td><td></td></tr><tr><td>instrumento estereotáxico cerebral</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>68025</td><td></td></tr><tr><td>microscopio de disección</td><td>Wuhan SIM Opto-technology Co.</td><td>SIM BFI-HR PRO</td><td></td></tr><tr><td>taladro de cráneo de alta velocidad</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>78046</td><td></td></tr><tr><td>sistema de imágenes de flujo sanguíneo moteado con láser</td><td>Wuhan SIM Opto-technology Co.</td><td>Portaagujas SIM BFI-HR PRO Shenzhen</td><td></td></tr><tr><td></td><td>RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F31022-12</td><td></td></tr><tr><td>hilo de aguja</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F33303-08</td><td></td></tr><tr><td>tijeras</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>S13029-14</td><td></td></tr><tr><td>gel de sílice</td><td>Heraeus Kulzer</td><td>302785</td><td></td></tr><tr><td>máquina</td> <td>de anestesia para animales pequeñosShenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>R540</td><td></td></tr><tr><td>resonancia magnética para animales pequeños</td><td>Bruker Medical GmbH</td><td>Pinzas Biospec 94/30 USR</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F11029-11</td><td></td></tr><tr><td>pinzas vasculares</td><td>Shenzhen RWD Life Technology Co., Ltd</td><td>F22003-09</td><td></td></tr></tbody></table>

establecimiento de un modelo de rata de la oclusión superior sagital-seno a través de un método de hilo-embolia

Establishment of a Rat Model of Superior Sagittal-Sinus Occlusion via a Thread-Embolism Method

Los mecanismos que contribuyen al inicio natural de la trombosis cerebral del sino venoso (CVST) son sobre todo desconocidos, y una variedad de factores incontrolables están implicados en el curso de la enfermedad, dando por resultado grandes limitaciones en la investigación clínica. Por lo tanto, el establecimiento de modelos animales CVST estables que pueden estandarizar una variedad de factores de confusión incontrolables han ayudado a evitar las deficiencias en la investigación clínica. En las últimas décadas, se han construido una variedad de modelos animales CVST, pero los resultados basados en estos modelos han sido inconsistentes e incompletos. Por lo tanto, para explorar más lejos los mecanismos patofisiológicos de CVST, es necesario establecer un modelo animal nuevo y altamente compatible, que tenga valor práctico importante y significación científica para la diagnosis y el tratamiento de CVST. En el actual estudio, un modelo nuevo de la rata de Sprague-Dawley (SD) de la trombosis sagital superior del sino (SSS) fue establecido vía un método del hilo-embolization, y la estabilidad y la confiabilidad del modelo fueron verificadas. Además, evaluamos cambios en flujo de sangre venoso cerebral en ratas después de la formación de CVST. Colectivamente, el modelo de la SSS-trombosis de la SD-rata representa un modelo animal nuevo de CVST que se establezca fácilmente, minimice trauma, rinde buena estabilidad, y permite controlar exactamente la sincronización y la localización isquémicas.

Para establecer el modelo de trombosis SSS sd-rata a través del método de sutura, la sutura debe prepararse de antemano (Figura 1A), y el equipo necesario para el experimento (Figura 1B) debe ser preparado. Debido a la naturaleza delicada de la operación, la preparación del modelo debe completarse bajo un microscopio de disección. Los pasos principales se muestran en la Figura 2. Para facilitar la descripción de los detalles específ...

Aquí, establecemos un modelo nuevo de la rata de Sprague-Dawley (SD) de la trombosis sagital superior del sino (SSS) vía un método del hilo-embolization, y la estabilidad y la confiabilidad del modelo fueron verificadas.

Establecimiento De Un Modelo De Rata De La Oclusión Superior Sagital-Seno A Través De Un Método De Hilo-Embolia

The mechanisms contributing to the natural onset of cerebral venous sinus thrombosis (CVST) are mostly unknown, and a variety of uncontrollable factors ...

Debido a la falta de un modelo animal ideal, el estudio de CVST es muy limitado. Ahora, un nuevo tipo de modelo de SD-Rata CVST fue establecido con éxito insertando uno mismo hilo-embolization centrípetamente en el sitio inicial de SSS que estandardizó varios o factores de interferencia incontrolables en condiciones clínicas. Después de que la rata fuera anestesiada con éxito por la inyección peritoneal intra, aplique el lubricante oftálmico del ojo del gel después de que la rata se ponga en el marco stereotaxic para proteger las córneas contra la sequedad durante anestesia.Retire el vello en la parte superior de la cabeza de la rata. Con el fin de realizar este proceso de manera más efectiva, el paso anterior se puede realizar antes en la sala de preparación. Después de que la rata fue anestesiada con éxito por la máquina anestésica, también aplique el lubricante oftálmico estéril del ojo.Esterilizar la superficie en la parte superior de la cabeza de la rata con 5% de povidona yodo. Alterna esto tres veces con etanol al 75%. Haga una incisión en la piel de unos dos centímetros de largo en el centro de la cabeza.La fascia se abre con un bisturí. Y luego, desprenda cuidadosamente la fascia superior y el periostio para exponer completamente el cráneo. Confirme la posición de la fontanela anterior, A y la fontanela posterior, B.Use el área entre la sutura coronal y la sutura del codo, como el área de observación del flujo sanguíneo.Para evitar que el cráneo afecte la observación durante las imágenes de flujo sanguíneo con manchas láser, adelgace el cráneo en el área de observación hasta que los vasos sanguíneos sean claramente visibles. Durante la molienda del cráneo, use una jeringa de temperatura normal para enjuagar la duramadre repetidamente, para evitar una explosión de alta temperatura a la corteza cerebral. Este paso y los siguientes se realizan bajo un microscopio de disección.En esta figura, el área rectangular bordeada de rojo es el área de observación del flujo sanguíneo. El tamaño del cráneo adelgazado debe ser de aproximadamente un centímetro multiplicado por un centímetro. Y el área rectangular forrada de azul es la ventana de hueso.Unos seis milímetros multiplicados por cuatro milímetros. El área circular roja es la articulación parietal y la flecha apunta al SSS. Cuando el cráneo se puede ver utilizar pinzas para cuidadosamente las piezas de hueso restantes de la ventana ósea.Elija una sonda de rosca adecuada, utilice el punto frontal o como punto de enchufe. Puncione cuidadosamente con una aguja de jeringa de 2 milímetros e inserte rápidamente una sonda de hilo en el punto de preparación. En este momento, el ángulo entre el extremo del extremo de la sonda de rosca y el SSS debe ser de aproximadamente 30 a 45 grados.A continuación, ajuste el ángulo entre el extremo de la sonda de rosca y la SS a cero a 10 grados. E inserte lentamente el SSS en la estructura hasta que la cabeza llegue al extremo posteria de la confluencia sinusal. La respiración rápida puede ocurrir cuando se pincha el SSS.Si el extremo de la sonda de rosca no se puede insertar rápidamente en el punto de preparación a la vez, use una pequeña gasa o bola de algodón para presionar suavemente el punto de la sonda mientras se desliza lentamente hacia abajo para exponer el punto de preparación con cuidado. Eso se hace, insertar rápidamente en el extremo del cable introducido en el SSS. La flecha azul muestra el estado de la inserción de la sonda en el SSS desde el punto de conexión.La flecha blanca muestra el cuerpo de la sonda y la flecha roja muestra que es la cabeza. A partir de entonces cortar la parte sobrante de la cola. Suturar la piel de la rata.Desinfecte la piel tres veces y retire la rata del marco estereotáxico. Utilice la fuente de luz láser para iluminar uniformemente el área de observación del flujo sanguíneo. La imagen registra el proceso dinámico del sondeo de subproceso en el SSS.En esta figura A y B se muestra una comparación del flujo sanguíneo antes y después de la inserción de embolización de hilos. C muestra que el flujo de sangre en el SSS y las venas del cerebro fueron disminuidos perceptiblemente comparados con ambos en la arteria cerebral media y los tubos capilares. Fije el animal en la mesa de resonancia magnética.Calibre la posición del cerebro colocando la exploración y realice la exploración de la secuencia de T2WI y mri después de confirmar la posición. Para observar el estado de la punta de prueba del hilo de rosca en el SSS el método montado en la cabeza C2 fue utilizado para visualizar la imagen de T2WI del cerebro de la rata. En esta figura, A, B y C muestran la sonda de rosca en el SSS desde la posición horizontal, la posición sagital y la posición craneal.La imagen muestra que la sonda de rosca está en su lugar, lo que confirma la embolización del SSS. Como el modelo de trombosis SSS de rata se establece fácilmente minimizando el trauma, ofrece buena estabilidad y permite controlar con precisión el momento químico y la ubicación, es un nuevo tipo ideal de modelo CVST.

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Research

Investigación

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Neuroscience

Neurociencia

Este video muestra el procedimiento para establecer un modelo de rata con hemorragia subaracnoidea. A una rata anestesiada se le implantan sondas para medir la presión intracraneal y el flujo sanguíneo cerebral. Se identifica el sitio objetivo y se inserta la aguja en una posición prequiasmática. A continuación, se inyecta sangre autóloga en el espacio subaracnoideo, aumentando la presión intracraneal y disminuyendo el flujo sanguíneo cerebral, estableciendo el modelo.

Establecimiento de un modelo de rata con hemorragia subaracnoidea inducida por inyección de sangre autóloga

Este video muestra el proceso de inducción de un accidente cerebrovascular isquémico en un modelo de rata mediante la oclusión de la arteria cerebral media (ACM) con un perno roscado. El procedimiento consiste en ligar las arterias carótidas, insertar un perno roscado en la arteria carótida externa y bloquear el flujo sanguíneo desde la MCA al cerebro, lo que provoca la muerte neuronal e imita un accidente cerebrovascular isquémico.

Inducción de accidente cerebrovascular isquémico a través de la oclusión de la arteria cerebral media con un perno roscado

Fuente: Tang, X. et. al., Hemorragia Pontina Masiva por Inyección Dual de Sangre Autóloga. J. Vis. Exp. (2021)Este protocolo describe la infusión controlada de sangre autóloga en la región pontina del cerebro de una rata para modelar una hemorragia pontina masiva. El propósito es simular una hemorragia cerebral localizada mediante el aumento de la presión localizada.

Inducción de una hemorragia pontina masiva en un modelo de rata mediante inyección de sangre autóloga

Varios modelos animales de isquemia cerebral han sido desarrollados para simular la condición humana de accidente cerebrovascular. Este protocolo describe la endotelina-1 (ET-1) inducida por la oclusión de la arteria cerebral media (MCAO) modelo de accidente cerebrovascular isquémico en ratas. Además, las consideraciones importantes, ventajas y deficiencias de este modelo se discuten.

La endotelina-1 inducida por la arteria cerebral media oclusión Modelo para el ictus isquémico con Orientación flujometría láser Doppler en la rata

Este artículo describe un método para la visualización de las arterias cerebrales de rata a través de una ventana craneal mediante craniectomía temporal con el fin de ver las partes proximales de la arteria cerebral media...

Utilizando una ventana craneal para visualizar la arteria cerebral media Durante la endotelina-1 inducida por oclusión de la arteria cerebral media

La hipertensión ocular crónica se induce mediante la aplicación de una sutura de circumlimbal en ratas y ratones, llevando al deterioro funcional y estructural de las células ganglionares de la retina compatibles con glaucoma.

Un modelo de Glaucoma inducido por sutura de Circumlimbal en ratas y ratones

La hemorragia subaracnoidea sigue conllevando una alta carga de mortalidad y morbilidad en el hombre. Para facilitar la investigación adicional sobre la condición y su fisiopatología, se presenta un modelo pre-quiasmático de inyección única.

Inyección única prequiasmática de sangre autóloga para inducir hemorragia subaracnoidea experimental en un modelo de rata

El protocolo actual describe un modelo de rata de oclusión/reperfusión de la arteria cerebral media que preserva la estructura anatómica de los vasos cerebrales sin causar daño.

Un modelo en ratas de oclusión/reperfusión de la arteria cerebral media sin dañar la estructura anatómica de los vasos cerebrales

Este estudio presenta un protocolo para establecer un modelo de rata reproducible y mínimamente invasivo de trombosis del seno sagital superior inducida por cloruro férrico, utilizando un método de sutura de seda en combinación con imágenes láser de contraste moteado y ultrasonidos de alta resolución para su evaluación.

Establecimiento de una trombosis sagital superior modificada inducida por cloruro férrico

Inducción quirúrgica del daño cerebral isquémico en la rata es un modelo ampliamente utilizado para la investigación del accidente cerebrovascular. Aquí se demuestra la inducción de isquemia cerebral focal por oclusión de la arteria cerebral media. Visualización del infarto como resultado de la tinción histológica y la resonancia magnética también se indica.

Modelo de isquemia cerebral focal por oclusión endovascular de sutura de la arteria cerebral media en la rata

Aprende a establecer un modelo de rata Sprague-Dawley con trombosis del seno sagital superior mediante embolización con hilo. Este método minimiza el trauma y permite controlar con precisión el tiempo y la ubicación isquémica para investigar la fisiopatología de la TVC.

Establecimiento De Un Modelo De Rata De La Oclusión Superior Sagital-Seno A Través De Un Método De Hilo-Embolia

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