Name: Alotrasplante tumoral en Drosophila melanogaster con un inyector autononalquilador programable (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-02-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 6 s
Description: Aprende el alotrasplante tumoral en Drosophila melanogaster utilizando un inyector autononalquilador programable. Este método mejora la eficiencia, velocidad y rendimiento para investigar neoplasias en modelos de cáncer.

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Agradecemos a los ex miembros del laboratorio Dr. Sheng-An Yang y al Sr. Juan-Martin Portilla por su contribución en el desarrollo de este protocolo. Estamos agradecidos por el laboratorio del Dr. Yan Song en la Facultad de Ciencias de la Vida de la Universidad de Pekín por compartir su protocolo sobre el alotrasplante manual. También agradecemos al Sr. Calder Ellsworth y al Sr. Everest Shapiro por la lectura crítica del manuscrito.
WMD recibió fondos (GM072562, CA224381, CA227789) para este trabajo del Instituto Nacional de Salud (https://www.nih.gov/) y fondos (IOS-155790) de la Fundación Nacional de Ciencias (htps://nsf.gov/). Los financiadores no tuvieron ningún papel en el diseño del estudio, la recopilación y el análisis de datos, la decisión de publicar o la preparación del manuscrito.

1. Preparación del tumor del anillo imaginal SG
<ol><li>Cruce moscas adultas con genotipos de UAS-NICD (macho: 10-15 moscas) y Act-Gal4, UAS-GFP/CyO; tub-Gal80ts (hembra virgen: 10-15 moscas) y permítales reproducirse durante 1 día a 18 °C. Las moscas adultas seleccionadas deben tener entre 5 y 9 días de edad para garantizar una alta fertilidad.</li>
	<li>Permita que las moscas adultas pongan huevos en el alimento para moscas contenido en viales durante 24 h a 18 ° C, luego retire las moscas adultas. NOTA: La comida para moscas se prepara utilizando la receta estándar de harina de maíz de Drosophila Stock Center8. Cada vial debe contener alrededor de 10 ml de alimento para moscas.</li>
	<li>Deje que los huevos se incuben durante 6 días a 18 °C. Durante este período, las larvas eclosionarán.</li>
	<li>Transfiera los viales que contienen larvas a una incubadora de 29 °C e incube durante otros 7 días. NOTA: Este paso de incubación es opcional dependiendo del diseño experimental específico.</li>
</ol>2. Preparación de Drosophila silvestre adulta para el alotrasplante
<ol><li>Anestesiar moscas adultas de tipo salvaje o mutantes apropiadas con 100% de CO2 y clasificar moscas según los sexos. Tanto las moscas macho como las hembras se pueden utilizar como huéspedes tumorales.</li>
	<li>Asegure un trozo de cinta de mosca de 5 cm de largo a un portaobjetos de microscopio con el lado pegajoso hacia arriba fijándolo con dos trozos más pequeños de cinta, uno en cada extremo.</li>
	<li>Inmoviliza las moscas adhiriendo sus alas a la cinta. Use fórceps mientras maniobra las moscas.<ol>
<li>Repita el paso anterior para 60-80 moscas adultas utilizadas como aceptores de aloinjertos. NOTA: Es mejor organizar las moscas en filas ordenadas, con su eje corporal alineado paralelo entre sí para un proceso de inyección más eficiente en el tiempo más adelante. La Figura 1 muestra filas de moscas huésped pegadas con cinta adhesiva de esta manera.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Montaje del aparato autoinyector
<ol><li>Conecte tanto el aparato autoinyector como el cable de alimentación a la caja del controlador.<ol>
<li>Establezca el volumen de inyección en 59,8 nL. Esto ayudará a mantener la cantidad adecuada de fuerzas de succión e inyección durante el alotrasplante.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Coloque la caja del controlador y el autoinyector en lados opuestos del microscopio de luz. NOTA: Para los operadores diestros, la caja de control debe colocarse en el lado izquierdo del microscopio con el inyector en el lado derecho. Viceversa para operadores zurdos.</li>
	<li>Prepare el capilar de vidrio de 3.5 '' para su uso recortando el extremo cerrado con fórceps.<ol>
<li>Procese un extremo del capilar de vidrio con un extractor de micropipeta de cuatro pasos y caliente a un extremo estrecho y cerrado utilizando las siguientes especificaciones en el instrumento: Calor = 650, Fuerza = 200 y Distancia = 8. Coloque cuidadosamente los capilares en el aparato del extractor y ejecute el programa después de ingresar los ajustes anteriores.</li>
		<li>Use fórceps para sujetar el capilar en un ángulo de aproximadamente 60 ° para hacer un extremo más afilado para facilitar la entrada en el abdomen de la mosca adulta1. Vea la Figura 2 para un ejemplo de un capilar bien recortado.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Desenrosque ligeramente la tapa del inyector. Mantenga presionado el botón Vacío para avanzar la aguja del inyector hasta que se muestre entre el 70% y el 80% de su longitud total. Para acelerar el avance capilar, presione el botón Llenar una vez mientras mantiene presionado simultáneamente el botón Vacío .</li>
	<li>Use una jeringa para llenar el capilar de vidrio con aceite mineral. Luego, inserte cuidadosamente el capilar de vidrio en la aguja del inyector hasta que el primero esté firmemente unido al tapón de goma del inyector. Ahora atornille bien la tapa del inyector.<ol>
<li>Limpie el residuo de aceite mineral en la superficie externa de la cubierta capilar de vidrio para evitar contaminar el medio durante el alotrasplante.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Disección del tumor del anillo imaginal SG
<ol><li>Seleccione una de las larvas y transfiérala a una placa de disección llena de 100 μL del medio de Schneider para prepararse para la disección del tumor del anillo imaginal SG. NOTA: Solo los especímenes que albergan el tumor permanecerán como larvas. Esto se debe a que el crecimiento tumoral retrasa el desarrollo larvario y la progresión9. Dos tercios de los especímenes no albergarán el tumor y, por lo tanto, habrán progresado a pupas / adultos.<ol>
<li>Para fines de disección y alotrasplante, use un estereomicroscopio con un rango de aumento de 10x-20x.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Usando un par de fórceps para sostener la sección media del cuerpo larvario, pellizque la cabeza larvaria con otro par de fórceps y aplique una fuerza de estiramiento a lo largo.</li>
	<li>Localiza el SG en forma de Y de las larvas y aíslalo del resto del tejido larvario10.</li>
	<li>Diseccionar y aislar el tumor del anillo imaginal SG mediante la extirpación del tejido adyacente. Vea la Figura 3 para una representación de este proceso de disección.</li>
	<li>Repita los pasos 4.1-4.4 para 10 a 20 tumores de anillo imaginal SG adicionales según las necesidades de investigación.</li>
</ol>5. Aloinjerto de tumor primario del anillo imaginal SG
<ol><li>Sumergir el capilar en el medio de Schneider que contiene los tumores primarios del anillo imaginal SG. Mantén pulsado el botón Rellenar para rellenar el capilar de vidrio con el Medium de Schneider hasta el segmento superior de 0,5 cm. Este segmento superior debe permanecer lleno de aceite mineral. NOTA: Acelere este proceso presionando el botón Vaciar una vez mientras mantiene presionado simultáneamente el botón Llenar .</li>
	<li>Localice un tumor primario y presione el botón Llenar hasta que el tumor se succione en el capilar.<ol>
<li>Asegúrese de que el tumor se asiente en la punta del capilar o a varios milímetros de distancia de la punta del capilar. Esto ayuda a evitar que el tumor se desvíe y se pierda en la solución contenida dentro del capilar. Consulte la Figura 4A para obtener una demostración de la ubicación apropiada del tumor a medida que se encuentra en el capilar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Localice una mosca adulta inmovilizada en la cinta adhesiva del portaobjetos del microscopio. Usando fórceps, sostenga suavemente la parte inferior del abdomen. Luego, perfore la cutícula lateral inferior del abdomen con el capilar. Presione el botón Vacío hasta que el tumor entre en el nuevo abdomen del huésped. Consulte la Figura 4B para una demostración de esta técnica.</li>
	<li>Usando fórceps, pellizque suavemente las alas del host hacia arriba para sacarlo de la cinta. Coloque el anfitrión en un vial nuevo con alimentos frescos. Es mejor colocar el vial de lado durante las 24 horas iniciales después de la inyección. Cada vial solo debe contener hasta un máximo de 20 moscas. NOTA: A algunas moscas huésped les faltarán alas y otras heridas en sus cuerpos después de la inyección y pueden adherirse a la comida para moscas si el vial se coloca en posición vertical.</li>
	<li>Repita los pasos 5.2 a 5.4 para trasplantar los tumores primarios restantes a sus nuevoshuéspedes adultos.
</li>
	<li>Deseche los capilares en el recipiente de objetos punzantes y limpie el residuo de aceite mineral del exterior del autoinyector antes de reemplazar el aparato de nuevo en su caja.</li>
	<li>Guarde el vial de los huéspedes a temperatura ambiente durante 1 día, luego transfiera el vial a una cámara de incubación a 29 °C. Transfiera los huéspedes de la mosca a nuevos viales cada 2-3 días.</li>
	<li>Monitoree a los huéspedes de la mosca diariamente y calcule las tasas de supervivencia. Después de una semana, los tumores deben ser visibles bajo un microscopio estereoscópico con adaptador de fluorescencia y pueden ser monitoreados continuamente por su tamaño y progresión.</li>
</ol>6. Realoinjerto de tumores trasplantados
<ol><li>Alrededor de 10-14 días después del aloinjerto, detecte los tumores que han crecido en el abdomen del huésped utilizando un microscopio de fluorescencia.</li>
	<li>Anestesiar un huésped con CO2 y colocarlo en una placa de disección llena de 100 μL de Schneider's Medium. Diseccionar el tumor aloinjertado crecido fuera del huésped usando dos pares de fórceps.<ol>
<li>Use un par de fórceps para sujetar el abdomen y el otro par para abrir la cutícula abdominal, exponiendo el tumor aloinjertado1.</li>
		<li>Aísle cuidadosamente el tumor de los tejidos del huésped adheridos tanto como sea posible utilizando marcadores de fluorescencia como guía.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Repita el paso 6.2 para prepararse para dos o tres tumores aloinjertados adicionales.</li>
	<li>Transfiera la placa de disección que contiene los tumores recolectados a la etapa de un microscopio de luz.</li>
	<li>Use agujas estériles y diseccione los tumores en pedazos más pequeños que sean apropiados para el tamaño capilar.</li>
	<li>Repita los pasos 4.1-4.5 para preparar a la nueva generación de huéspedes adultos y repita los pasos 5.1-5.7 para completar el alotrasplante de los tumores. NOTA: Las tasas de éxito son generalmente más altas para los tumores no primarios en comparación con las de los tumores primarios.</li>
	<li>Repita los pasos 6.1-6.6 para cada generación posterior de moscas utilizadas en el estudio. NOTA: Elija líneas de host de Drosophila apropiadas para las necesidades experimentales.</li>
</ol>

<ol><li>Rossi, F., Gonzalez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studying+tumor+growth+in+Drosophila+using+the+tissue+allograft+method%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Studying tumor growth in Drosophila using the tissue allograft method.</a> Nature Protocols. 10 (10), 1525-1534 (2015).</li>
<li>Magadi, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissecting+Hes-centred+transcriptional+networks+in+neural+stem+cell+maintenance+and+tumorigenesis+in+Drosophilia%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Dissecting Hes-centred transcriptional networks in neural stem cell maintenance and tumorigenesis in Drosophilia.</a> Development. 147 (22), (2020).</li>
<li>Haller, S., Limmer, S., Ferrandon, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHaller%2C+S+%22Pseudomonas+Methods+and+Protocols%22">Pseudomonas Methods and Protocols</a>. , Springer. 723-740 (2014).</li>
<li>Letinić, B., Kemp, A., Christian, R., Koekemoer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inoculation+protocol+for+the+African+malaria+vector%2C+Anopheles+arabiensis%2C+by+means+of+nano-injection%5BTitle%5D)+AND+%22African+Entomology%22%5BJournal%5D)">Inoculation protocol for the African malaria vector, Anopheles arabiensis, by means of nano-injection.</a> African Entomology. 26 (2), 422-428 (2018).</li>
<li>Mejia, M., Heghinian, M. D., Busch, A., Marí, F., Godenschwege, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paired+nanoinjection+and+electrophysiology+assay+to+screen+for+bioactivity+of+compounds+using+the+Drosophila+melanogaster+giant+fiber+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Paired nanoinjection and electrophysiology assay to screen for bioactivity of compounds using the Drosophila melanogaster giant fiber system.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (62), e3597(2012).</li>
<li>Miles, W. O., Dyson, N. J., Walker, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+tumor+invasion+and+metastasis+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+Models+%26+Mechanisms%22%5BJournal%5D)">Modeling tumor invasion and metastasis in Drosophila.</a> Disease Models & Mechanisms. 4 (6), 753(2011).</li>
<li>Yang, S. A., Portilla, J. M., Mihailovic, S., Huang, Y. C., Deng, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oncogenic+notch+triggers+neoplastic+tumorigenesis+in+a+transition-zone-like+tissue+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Cell%22%5BJournal%5D)">Oncogenic notch triggers neoplastic tumorigenesis in a transition-zone-like tissue microenvironment.</a> Developmental Cell. 49 (3), 461-472 (2019).</li>
<li>Bloomington Drosophila Stock Center. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22BDSC+Cornmeal+Food%22">BDSC Cornmeal Food</a>. , (2020).</li>
<li>Garelli, A., Gontijo, A. M., Miguela, V., Caparros, E., Dominguez, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaginal+discs+secrete+insulin-like+peptide+8+to+mediate+plasticity+of+growth+and+maturation%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Imaginal discs secrete insulin-like peptide 8 to mediate plasticity of growth and maturation.</a> Science. 336 (6081), 579-582 (2012).</li>
<li>Kennison, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissection+of+larval+salivary+glands+and+polytene+chromosome+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22CSH+Protocols%22%5BJournal%5D)">Dissection of larval salivary glands and polytene chromosome preparation.</a> CSH Protocols. 2008, (2008).</li>
<li>Ji, H., Han, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LarvaSPA%2C+a+method+for+mounting+drosophila+larva+for+long-term+time-lapse+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">LarvaSPA, a method for mounting drosophila larva for long-term time-lapse imaging.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (156), (2020).</li>
<li>Mirzoyan, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+melanogaster%3A+a+model+organism+to+study+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Genetics%22%5BJournal%5D)">Drosophila melanogaster: a model organism to study cancer.</a> Frontiers in Genetics. 10, 51(2019).</li>
<li>Bangi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+at+the+intersection+of+infection%2C+inflammation%2C+and+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Cellular+and+Infection+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Drosophila at the intersection of infection, inflammation, and cancer.</a> Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 3, 103(2013).</li>
<li>Saavedra, P., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+as+a+model+for+tumor-induced+organ+wasting%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Experimental+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Drosophila as a model for tumor-induced organ wasting.</a> Advances in Experimental Medicine and Biology. 1167, 191-205 (2019).</li>
<li>Figueroa-Clarevega, A., Bilder, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Malignant+drosophila+tumors+interrupt+insulin+signaling+to+induce+cachexia-like+wasting%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Cell%22%5BJournal%5D)">Malignant drosophila tumors interrupt insulin signaling to induce cachexia-like wasting.</a> Developmental Cell. 33 (1), 47-55 (2015).</li>
<li>Koyama, L. A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bellymount+enables+longitudinal%2C+intravital+imaging+of+abdominal+organs+and+the+gut+microbiota+in+adult+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+Biology%22%5BJournal%5D)">Bellymount enables longitudinal, intravital imaging of abdominal organs and the gut microbiota in adult Drosophila.</a> PLOS Biology. 18 (1), 3000567(2020).</li>
</ol>

No hay conflictos de intereses que declarar entre los autores.

El alotrasplante tumoral puede ayudar a los investigadores a abordar ciertos problemas que surgen durante el crecimiento y la progresión del tumor de Drosophila. Uno de esos desafíos es la elusión de las muertes prematuras de larvas o adultos portadores de tumores durante el cultivo de tumores primarios12. En este contexto, el alotrasplante tumoral continuado permite que los tumores crezcan indefinidamente, lo que facilita los estudios longitudinales del crecimiento tumoral, la metástasis...

Este protocolo proporciona una guía paso a paso para el alotrasplante de tumores de anillo imaginal de la glándula salival larval (SG) de Drosophila en el abdomen de huéspedes adultos utilizando un aparato de inyección de autonanolitros (por ejemplo, Nanoject). Este protocolo también proporciona instrucciones para el posterior reasignointe de tumores en nuevas generaciones de huéspedes adultos, lo que brinda oportunidades para el estudio longitudinal continuo de las características del tumor, como la evolución del tumor y las interacciones tumor-huésped. El protocolo también se puede aplicar a los experimentos de detección de drogas.
Este método fue desarrollado para mejorar la eficacia de la realización de alotrasplantes tumorales en Drosophila utilizando inyectores manuales1, que a menudo son inconsistentes en sus fuerzas de succión e inyección, lo que lleva a resultados subóptimos para el alotrasplante tumoral. Un aparato autoinyector proporciona un mejor control y puede resultar en tasas más bajas de mortalidad por moscas después del aloinjerto. Un operador entrenado podría lograr una tasa de supervivencia del huésped de más del 90% con el autoinyector, en comparación con alrededor del 80% cuando se utilizó el inyector manual1. La tasa general de adquisición del tumor es del 60%-80% en el día 8-12 después del aloinjerto. El tiempo promedio de inyección también se ha mejorado de 30-40 s por mosca usando un inyector manual a 20-25 s por mosca usando el autoinyector.
Este protocolo es uno de los primeros protocolos para utilizar el aparato autoinyector en el alotrasplante de tumores de Drosophila . Un estudio reciente también utilizó el autoinyector para el alotrasplante de células madre neurales tumorales2. Anteriormente, el aparato autoinyector se utilizó en Drosophila para estudiar la virulencia bacteriana3, las infecciones parasitarias y la defensa del huésped4, así como la detección de la bioactividad de diferentes compuestos5. Nuestro protocolo adapta el aparato autoinyector para el uso de inyección tumoral y busca proporcionar a los investigadores de Drosophila una mayor calidad y resultados más consistentes, al tiempo que les ahorra un tiempo considerable. Este protocolo no solo se puede utilizar para el alotrasplante de tumores, sino que también se puede adaptar al alotrasplante de tejidos silvestres y mutantes de calibre6 similar.
El tumor Drosophila NICD utilizado en este protocolo fue introducido por primera vez por Yang et al.7 en la zona de transición del anillo imaginal SG, un "punto caliente tumoral" que exhibe altos niveles de actividad endógena de Janus Kinase/Signal Transducer and Activators of Transcription (JAK-STAT), y c-Jun N-terminal Kinase (JNK). Además, la zona de transición tiene altos niveles de metaloproteinasa-1 de la matriz (MMP1)7, lo que hace que esta región sea particularmente propicia para la tumorigénesis. La activación de la vía de muesca a través de la sobreexpresión de NICD por sí sola es suficiente para iniciar consistentemente la formación de tumores. Estos tumores se pueden alotrasplantar posteriormente para permitir la investigación de una amplia gama de temas, incluida la división de células tumorales, la invasión y las interacciones tumor-huésped.

<table><tbody><tr><td>Microscopio de escaneo láser confocal</td><td>Zeiss</td><td>LSM 980</td><td>También conocido como "Zeiss LSM 980"</td></tr><tr><td>Alimento para moscas de harina de maíz</td><td>Bloomington Drosophila Stock Center</td><td>N/A</td><td>También conocido como "BDSC Standard Corn meal Food"</td></tr><tr><td>Aguja de disección (30Gx1/2)</td><td>BD PrecisionGlide</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Placa de disección</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-565B</td><td></td></tr><tr><td>Fly Tape</td><td>Fisherbrand</td><td>159015A</td><td></td></tr><tr><td>Adaptador de fluorescencia para microscopio estereoscópico</td><td>Ciencias de la microscopía electrónica</td><td>SFA-UV</td><td>También conocido como "Adaptador de fluorescencia NightSea"</td></tr><tr><td>Microscopio de fluorescencia</td><td>Zeiss</td><td>495015-0001-000</td><td>También conocido como "Zeiss Stereo Discovery.V8"</td></tr><tr><td>Pinzas</td><td>Herramientas de ciencia fina</td><td>11251-10</td><td>También conocido como "Pinzas Dumont #5"&nbsp;</td></tr><tr><td>Capilar de vidrio (3.5'')</td><td>Drummond</td><td>3-000-203-G/X</td><td></td></tr><tr><td>Pegamento</td><td>Elmer</td><td>E305</td><td>También conocido como "Elmer Washabale Clear Glue"</td></tr><tr><td>Microscopio</td> óptico <td>Zeiss</td><td>435063-9010-100</td><td>También conocido como "Zeiss Stemi 305"</td></tr><tr><td>Extractor de micropipetas</td><td>World Precision Instruments</td><td>PUL-1000</td><td>También conocido como "Extractor de micropipetas de cuatro pasos"</td></tr><tr><td>Aparato Nanoject</td><td>Drummond</td><td>3-000-204</td><td>También conocido como "Inyector Nanoject II Auto-Nanolitro"</td></tr><tr><td>Jeringa de</td><td>21720001</td><td></td><td>ThermoFisher</td></tr> Media de Schneider <tr><td>(27G x1/2)</td><td>BD PrecisionGlide</td><td>305109</td><td></td></tr><tr><td>Vial</td><td>Fisherbrand</td><td>AS507</td><td></td></tr></tbody></table>

alotrasplante tumoral en drosophila melanogaster con un inyector autononalquilador programable

Tumor Allotransplantation in Drosophila melanogaster with a Programmable Auto-Nanoliter Injector

Este protocolo describe el alotrasplante de tumores en Drosophila melanogaster utilizando un aparato de inyección de auto-nanolitrolitros. Con el uso de un aparato autoinyector, los operadores capacitados pueden lograr resultados de trasplante más eficientes y consistentes en comparación con los obtenidos utilizando un inyector manual. Aquí, cubrimos temas de manera cronológica: desde el cruce de líneas de Drosophila , hasta la inducción y disección del tumor primario, el trasplante del tumor primario en un nuevo huésped adulto y el trasplante generacional continuo del tumor para estudios extendidos. Como demostración, aquí utilizamos los tumores de anillo imaginal inducidos por la sobreexpresión del dominio intracelular Notch (NICD) para el trasplante generacional. Estos tumores pueden primero ser inducidos de manera confiable en un microambiente de zona de transición dentro de los anillos imaginales de las glándulas salivales larvales, luego aloinjertados y cultivados in vivo para estudiar el crecimiento continuo del tumor, la evolución y la metástasis. Este método de alotrasplante puede ser útil en posibles programas de detección de fármacos, así como para estudiar las interacciones tumor-huésped.

Aquí, llevamos a cabo el alotrasplante generacional de tumores de anillo imaginal SG utilizando el aparato autoinyector de inyección de nanolitros y realizamos imágenes en vivo del tumor posteriores con un microscopio de escaneo láser confocal, lo que permitió una inmersión más profunda en temas de crecimiento tumoral, migración de células tumorales e interacciones tumor-huésped. Cuando monte moscas, péguelas a un portaobjetos de microscopio y sujete a través de un bloque11 de polidimetilsiloxano ...

Este protocolo proporciona una guía detallada para el alotrasplante generacional inicial y continuo de tumores de Drosophila en el abdomen de huéspedes adultos para estudiar diversos aspectos de la neoplasia. Utilizando un aparato autoinyector, los investigadores pueden lograr una mejor eficiencia y rendimientos tumorales en comparación con los logrados por los métodos manuales tradicionales.

Alotrasplante tumoral en Drosophila melanogaster con un inyector autononalquilador programable

This protocol describes the allotransplantation of tumors in Drosophila melanogaster using an auto-nanoliter injection apparatus. With the use of an ...

Este protocolo es uno de los primeros en describir el uso de un aparato autoinyector en el alotrasplante tumoral de Drosophila. Un tema que ha crecido en popularidad en los últimos años. La principal ventaja de este método es que aumenta la eficiencia de la investigación del cáncer en Drosophila al mejorar la velocidad, la consistencia y el rendimiento del alotrasplante tumoral.El alotrasplante tumoral en Drosophila es una técnica delicada que puede ser difícil de dominar. Sea paciente y confíe en que la práctica hace la perfección. Después de cruzar las moscas e incubar los huevos durante seis días a 18 grados centígrados, transfiera los viales que contienen las larvas eclosionadas a una incubadora a 29 grados centígrados.Ordena el tipo salvaje anestesiado o las moscas adultas mutantes en función de sus sexos. Asegure un trozo de cinta de mosca de cinco centímetros de largo a un portaobjetos de microscopio con el lado pegajoso hacia arriba. Inmoviliza las moscas adhiriendo sus alas a la cinta con fórceps.Coloque la caja del controlador y el autoinyector en lados opuestos del microscopio de luz. Procese un extremo del capilar de vidrio utilizando un extractor de micropipeta de cuatro pasos, calentándolo a un extremo cerrado estrecho. Use fórceps para sujetar el capilar en un ángulo de aproximadamente 60 grados para preparar un capilar de vidrio de 3.5 pulgadas.Desenrosque ligeramente la tapa del inyector. Mantenga presionado el botón vacío para avanzar la aguja del inyector hasta que se muestre entre el 70 y el 80% de su longitud total. Use una jeringa para llenar el capilar de vidrio con aceite mineral.Seleccione una de las larvas y transfiérala a una placa de disección llena de 100 microlitros del medio de Schneider para prepararse para la disección del tumor del anillo imaginal SG. Usando un par de fórceps para sostener la sección media del cuerpo larvario, pellizque la cabeza larvaria usando otro par de fórceps y aplique una fuerza de estiramiento a lo largo. Localice y aísle el SG en forma de Y de las larvas, luego diseccione el tumor del anillo imaginal SG mediante la eliminación del tejido adyacente.Llene el capilar de vidrio con el Medium de Schneider hasta el segmento superior de 0,5 centímetros manteniendo presionado el botón de relleno. Localice un tumor primario y presione el botón de relleno hasta que el tumor se succione en el capilar. Asegúrese de que el tumor se asiente en la punta del capilar o a varios milímetros de distancia de la punta del capilar.Localice una mosca adulta inmovilizada en la cinta. Luego use fórceps para sostener suavemente la parte inferior del abdomen y perfore la cutícula lateral inferior del abdomen con el capilar. Presione el botón vacío hasta que el tumor entre en el nuevo abdomen del huésped.Usando fórceps, pellizque suavemente las alas del host hacia arriba para sacarlo de la cinta. Luego colóquelo en un nuevo vial con alimentos frescos. Detectar tumores que han crecido en el abdomen del huésped utilizando un microscopio de fluorescencia alrededor de 10 a 14 días después del alógrafo y diseccionar el tumor aloinjertado crecido fuera del huésped utilizando dos pares de fórceps.Use un par de fórceps para sujetar el abdomen y el otro par para abrir la cutícula abdominal, exponiendo el tumor aloinjertado. Aísle cuidadosamente el tumor de los tejidos del huésped adheridos. Use agujas estériles y diseccione los tumores en pedazos más pequeños que sean apropiados para el tamaño capilar.Repita este proceso para una nueva generación de huéspedes adultos para completar el alotrasplante del tumor. El proceso de desarrollo del tumor fue rastreado por imágenes en vivo de un tumor de anillo imaginal SG de primera generación que crece en el abdomen de un huésped adulto el día 10, después del alotrasplante. Aquí se muestra un tumor de anillo imaginal SG de sexta generación que ocupa una gran parte del abdomen del huésped en el día 10, después del alotrasplante.Las imágenes en esta etapa pueden ayudar a revelar los patrones de crecimiento del tumor, así como sus comportamientos de migración e invasión. El trasplante tumoral es una gran técnica para estudios longitudinales de progresión tumoral, evolución y metástasis. Resultados de gran importancia, para el estudio de las interacciones tumorales huésped.Este proto tiene un gran potencial en las pruebas de detección de medicamentos contra el cáncer utilizando los medicamentos Temodal. Usando esta técnica, los investigadores podrán ahorrar mucho tiempo y esfuerzo en la investigación.

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Aprende el alotrasplante tumoral en Drosophila melanogaster utilizando un inyector autononalquilador programable. Este método mejora la eficiencia, velocidad y rendimiento para investigar neoplasias en modelos de cáncer.

Alotrasplante tumoral en Drosophila melanogaster con un inyector autononalquilador programable

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