Name: Visualización y cuantificación de tejidos adiposos marrones y beige en ratones utilizando 18F FDG Micro-PET/MR Imaging (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 31 s
Description: Aprende a visualizar y cuantificar tejidos adiposos marrones y beige en ratones mediante imagen micro-PET/MR con [18F]FDG. Este protocolo permite evaluar la termogénesis in vivo y estudiar la activación compensatoria del tejido adiposo.

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Agradecemos el apoyo de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (NSFC) - Excellent Young Scientists Fund (Hong Kong y Macao) (81922079), Hong Kong Research Grants Council General Research Fund (GRF 17121520 y 17123419) y Hong Kong Research Grants Council Collaborative Research Fund (CRF C7018-14E) para experimentos de imágenes en animales pequeños.

El protocolo que se describe a continuación sigue las pautas de cuidado animal de la Universidad de Hong Kong. Los animales utilizados en el estudio fueron ratones C57BL / 6J de 8 semanas de edad.
1. Procedimientos quirúrgicos en animales y desafío al frío
<ol><li>Realizar disección interescapular BAT (iBAT).<ol>
<li>Anestesiar a los ratones mediante inyección intraperitoneal de ketamina/xilazina (100 mg/kg de ketamina de peso corporal y 10 mg/kg de xilazina de peso corporal). Después de la anestesia, afeite el pelo del ratón desde el cuello hasta justo debajo de las escápulas.</li>
		<li>Coloque los ratones en la almohadilla térmica después de la desinfección y haga una incisión de 2 cm a lo largo de la línea media dorsal de los ratones.</li>
		<li>Retire las almohadillas iBAT (bilaterales). En el grupo operado simuladamente, haga la misma incisión pero deje intactas las almohadillas iBAT.</li>
		<li>Cierre la incisión con clips enrollados de acero inoxidable de 7 mm después de que se detenga el sangrado.</li>
		<li>Después de la cirugía, administre meloxicam (5 mg/kg en agua potable) a los ratones durante 6 días y aloje en una unidad de cuidados intensivos (UCI) durante 14 días. Retire los clips tan pronto como la herida esté curada (7-10 días).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Desafío en frío de los ratones: Alojar a los ratones en termoneutralidad (30 °C) durante 14 días. El día 13, enfríe previamente las jaulas de animales en frío (6 ° C) durante la noche. El día 14, coloque a los ratones a 6 ° C en la cámara ambiental durante 7 días. Coloque dos ratones en cada jaula.</li>
</ol>2. Calibraciones micro-PET/MR y configuración del flujo de trabajo
NOTA: Las imágenes micro-PET/MR se realizan utilizando un sistema secuencial PET/MR (ver Tabla de Materiales). Cada ratón se coloca en el lecho de imágenes; primero escanee con la RM para obtener una referencia anatómica (vista de exploración) antes de avanzar al centro del campo de visión (FOV) de PET (FOV) de PET estático [18F], seguido de imágenes de RM para referencia anatómica. Se crea un flujo de trabajo de imágenes en el software que opera el escáner (consulte la Tabla de materiales) para permitir escaneos PET/MR secuenciales automatizados antes de la sesión de imágenes.
<ol><li>Cree un flujo de trabajo de imágenes en el software operativo que incluya adquisición de PET estático, adquisiciones de RESONANCIA magnética para corrección de atenuación y referencia anatómica utilizando imágenes 3D con peso T1 e imágenes 2D ponderadas en T2, respectivamente.</li>
	<li>Para adquirir PET, establezca una discriminación de nivel de 400-600 keV, isótopo de estudio F-18, modo de coincidencia de 1-5 y escaneos de 20 minutos.</li>
	<li>Para adquirir RM ponderada en T1 (para corrección de atenuación), establezca Gradient Echo-3D (TE = 4,3 ms, TR = 16 ms, FOV = 90 x 60 mm, número de excitaciones (NEX) = 3, 28 rodajas con 0,9 mm de grosor, tamaño del vóxel = 0,375 x 0,375 x 0,9 mm).</li>
	<li>Para adquirir RM ponderada en T2 (referencia anatómica), establezca Fast-spin Echo 2D (TE = 71,8 ms, TR = 3000 ms, FOV = 90 x 60 mm, NEX = 5, 32 rodajas con 0,9 mm de grosor, tamaño del vóxel = 0,265 x 0,268 x 0,9 mm3).</li>
	<li>Para reconstruir PET, use el algoritmo Tera-Tomo 3D (TT3D) (8 iteraciones, 6 subconjuntos) con modo de coincidencia 1-3, y con correcciones de decaimiento, tiempo muerto, aleatorio, atenuación y dispersión para crear imágenes con un tamaño total de vóxel de 0.3 mm3 .</li>
	<li>Realice una prueba de actividad PET del escáner micro-PET / MR un día antes del inicio del estudio de imágenes para verificar la precisión de la cuantificación de PET.<ol>
<li>Prepare una jeringa de 5 ml llena de [18F]FDG según lo recomendado por las directrices del fabricante (140-220 μCi/5-8 MBq en agua o solución salina).</li>
		<li>Registre la actividad de la jeringa utilizando un calibrador de dosis (consulte la Tabla de materiales) y anote el tiempo de medición.</li>
		<li>Seleccione ROI de elipse interpolado para dibujar un volumen de interés (VOI) en la imagen reconstruida para comparar la actividad recuperada con el valor medido como se describió anteriormente. La actividad recuperada para un escáner bien calibrado tiene una precisión de ±5%.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Inyección de [18F]FDG
<ol><li>Solicite una dosis clínica de [18F]FDG (10 mCi/370 MBq) al proveedor para su llegada al laboratorio de imágenes aproximadamente 30 minutos antes de la primera inyección programada. Asegúrese de usar el equipo de protección personal (EPP) adecuado, como una bata de laboratorio, guantes, dosímetro de radiación personal, por ejemplo, dedos, todo el cuerpo cuando reciba el paquete que contiene materiales radiactivos. Cambie los guantes regularmente para evitar la contaminación cruzada de la radiactividad y aumentar la distancia de la fuente radiactiva tanto como sea posible.</li>
	<li>Utilice los fórceps para transferir cuidadosamente el vial de stock [18F]FDG detrás de un protector de mesa de bloque L.</li>
	<li>Dispensar una alícuota de [18F]FDG y diluir con solución salina esterilizada para dar una concentración de actividad total a 200-250 μCi/7-9 MBq) en 100-150 μL.</li>
	<li>Extraiga la solución [18F]FDG en una jeringa de 1 ml con aguja (consulte la Tabla de materiales), mida la radiactividad utilizando un calibrador de dosis ajustado a F-18 y registre el tiempo de medición.</li>
	<li>Registre el peso del ratón antes de la inyección. Inyecte la solución preparada [18F]FDG a través de la vena de la cola. Tome nota del tiempo de inyección y del residuo de la radiactividad de la jeringa para permitir la corrección de la descomposición.</li>
	<li>Vuelva a colocar el ratón en la jaula y permita la absorción de [18F]FDG durante 60 minutos antes de las exploraciones PET.</li>
	<li>Calcule la actividad de [18F]FDG inyectada utilizando la siguiente fórmula11: Actividad inyectada (μCi/MBq) = Actividad en la jeringa antes de la inyección - actividad en la jeringa después de la inyección</li>
</ol>4. Adquisición de Micro-PET/MR
<ol><li>Encienda el calentador de aire en la cama del ratón para permitir que el aire caliente pase a través de ella.</li>
	<li>Anestesiar al ratón con isoflurano al 5% (1 L/min de O2 médico). Una vez inducido, transfiera el ratón al lecho caliente del ratón y mantenga la anestesia al 2% -3 % de isoflurano a través de un cono de máscara nasal. Coloque la cabeza del ratón inclinada sobre la barra de mordida y asegúrese de que el ratón no sobresalga fuera del diámetro de la cama. Aplique lubricante para los ojos para evitar el secado y la formación de úlceras corneales.</li>
	<li>Controle la temperatura corporal y la frecuencia respiratoria mediante una sonda térmica y una almohadilla respiratoria, respectivamente. Mantener la temperatura corporal a 36-37 °C, y la frecuencia respiratoria a 70-80 respiraciones por minuto (lpm) ajustando el nivel de isoflurano.</li>
	<li>Realice una vista de exploración para determinar la posición del ratón. Ajuste la posición de la cama del ratón para incluir todo el cuerpo del ratón y para asegurarse de que el FOV central de la RM esté en el centro del cuerpo del ratón.</li>
	<li>En la ventana Adquisición de PET en la lista de estudio, seleccione Rango de escaneo en adquisición anterior para usar la posición de vista de exploración como se describió anteriormente. Haga clic en Preparar para mover la cama del animal de MR a PET. Seleccione Aceptar para iniciar la exploración PET. Registre la dosis de inyección y el tiempo medido antes y después de la administración de [18F]FDG en el Editor Radiofarmacéutico. Introduzca el peso del ratón en el menú Información del asunto .</li>
	<li>Una vez completada la exploración PET, seleccione Preparar para pasar a MR y complete todas las adquisiciones de MR en la ventana de la lista de estudios. Seleccione Aceptar para iniciar los análisis de RM.</li>
	<li>Una vez completado todo el flujo de trabajo, evalúe brevemente la calidad de las imágenes de MR adquiridas utilizando el software de posprocesamiento (consulte la Tabla de materiales). Haga clic en el botón Inicio para mover la cama del ratón de MR a la posición original.</li>
	<li>Retire con cuidado el ratón del escáner y devuélvalo a una jaula de carcasa limpia con una almohadilla calentada debajo para permitir la recuperación en un ambiente cálido. Suministre al ratón comida y agua. El sistema ya está listo para el siguiente ratón en cola.</li>
	<li>Para reconstruir los datos, seleccione Adquisición de PET en el menú Escaneo sin procesar para cargar el escaneo PET completado. Seleccione Adquisición de MR ponderada en T1 para la creación de mapas de materiales. Reconstruya los datos como se describió anteriormente (consulte el paso 2.5).</li>
	<li>Siga las regulaciones locales e instituyentes con respecto al cuidado y manejo del ratón de imágenes post-PET. Considere todas las jeringas/ agujas, guantes, ropa de cama y materia fecal usadas como desechos radiactivos que requieren un manejo / eliminación especial de acuerdo con las regulaciones locales.</li>
</ol>5. Análisis post-imagen
<ol><li>Abra el software de análisis de imágenes (consulte la Tabla de materiales) y haga clic en Cargar datos DICOM para recuperar las imágenes MR y PET correspondientes.</li>
	<li>Realice el registro conjunto de la imagen MR y PET arrastrando estas imágenes a la ventana de visualización. Haga clic en la función Registro automático .<ol>
<li>Seleccione Transformación rígida en el menú desplegable Configuración de registro . Marque Mayús y Rotación en el menú Rígido/Afín .</li>
		<li>Seleccione Adquisición de MR ponderada T1 como Referencia y Adquisición de PET como Reslice en el menú Selección global de roles.</li>
		<li>Inspeccione el registro en las tres dimensiones para asegurarse de una alineación perfecta entre las imágenes MR y PET. Para ajustarlo manualmente, haga clic en Registro manual.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Utilice el ROI de elipse interpolado para dibujar VOI en el tejido de interés, es decir, iBAT y tejido adiposo blanco inguinal (iWAT) utilizando la imagen de RM como referencia. Utilice la herramienta Pincel y la herramienta Borrador para definir el borde VOI; de ahí la anatomía de los tejidos. Asegúrese de que no haya superposición mediante el uso de la imagen PET para evitar el derrame de los órganos vecinos. Repita el proceso diapositiva por diapositiva hasta que se delinee todo el VOI. Si es necesario, edite los VOI para mantener volúmenes VOI consistentes entre cada mouse.</li>
	<li>Utilice VOI elipsoide para dibujar un VOI de 3 mm3 en el pulmón como órgano de referencia. Evite cualquier derrame del corazón y los músculos vecinos.</li>
	<li>Al finalizar, haga clic en Mostrar tabla de ROI para cambiar el nombre de cada VOI. Registre la radiactividad media con el VOI y el volumen del tejido en una hoja de cálculo. Archive los dibujos VOI y los datos de imagen en un dispositivo de almacenamiento de datos.</li>
	<li>Calcule el valor de absorción estandarizado (SUV) para todos los VOI utilizando la siguiente ecuación11: SUVmean = radiactividad VOI en kBq / (Decay - dosis inyectada corregida en kBq / peso corporal del ratón en kg), suponiendo una densidad tisular de 1 g / ml.</li>
</ol>

<ol><li>Rosen, E. D., Spiegelman, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+we+talk+about+when+we+talk+about+fat%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">What we talk about when we talk about fat.</a> Cell. 156 (1-2), 20-44 (2014).</li>
<li>Cannon, B., Brown Nedergaard, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((adipose+tissue%3A+function+and+physiological+significance%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Review%22%5BJournal%5D)">adipose tissue: function and physiological significance.</a> Physiological Review. 84 (1), 277-359 (2004).</li>
<li>Jal Wu,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beige+adipocytes+are+a+distinct+type+of+thermogenic+fat+cell+in+mouse+and%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Beige adipocytes are a distinct type of thermogenic fat cell in mouse and.</a> 150 (2), 366-376 (2012).</li>
<li>Cypess, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+human+brown+adipose+tissue+by+a+beta3-adrenergic+receptor+agonist%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Activation of human brown adipose tissue by a beta3-adrenergic receptor agonist.</a> Cell Metabolism. 21 (1), 33-38 (2015).</li>
<li>Ishibashi, J., Seale, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beige+can+be+slimming%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Beige can be slimming.</a> Science. 328 (5982), 1113-1114 (2010).</li>
<li>Jal Schulz, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brown-fat+paucity+due+to+impaired+BMP+signalling+induces+compensatory+browning+of+white+fat%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Brown-fat paucity due to impaired BMP signalling induces compensatory browning of white fat.</a> Nature. 495 (7441), 379-383 (2013).</li>
<li>Pal Cohen,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ablation+of+PRDM16+and+beige+adipose+causes+metabolic+dysfunction+and+a+subcutaneous+to+visceral+fat+switch%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Ablation of PRDM16 and beige adipose causes metabolic dysfunction and a subcutaneous to visceral fat switch.</a> Cell. 156 (1-2), 304-316 (2014).</li>
<li>Mal Cypess, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+importance+of+brown+adipose+tissue+in+adult+humans%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans.</a> New England Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).</li>
<li>Aal vander Lans, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cold+acclimation+recruits+human+brown+fat+and+increases+nonshivering+thermogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Cold acclimation recruits human brown fat and increases nonshivering thermogenesis.</a> Journal of Clinical Investigation. 123 (8), 3395-3403 (2013).</li>
<li>Jal Hanssen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Short-term+cold+acclimation+improves+insulin+sensitivity+in+patients+with+type+2+diabetes+mellitus%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Short-term cold acclimation improves insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus.</a> Nature Medicine. 21 (8), 863-865 (2015).</li>
<li>Wang, X., Minze, L. J., Shi, Z. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+imaging+of+brown+fat+in+mice+with+18F-FDG+micro-PET%2FCT%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Functional imaging of brown fat in mice with 18F-FDG micro-PET/CT.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. 69, (2012).</li>
<li>Greenwood, H. E., Nyitrai, Z., Mocsai, G., Hobor, S., Witney, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+PET%2FCT+imaging+using+a+multiple-mouse+imaging+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine%3A+Official+Publication%2C+Scoiety+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">High-throughput PET/CT imaging using a multiple-mouse imaging system.</a> Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (2), 292-297 (2020).</li>
<li>Carter, L. M., Henry, K. E., Platzman, A., Lewis, J. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D-printable+platform+for+high-throughput+small-animal+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine%3A+Official+Publication%2C+Scoiety+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">3D-printable platform for high-throughput small-animal imaging.</a> Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 61 (11), 1691-1692 (2020).</li>
<li>Jal Andersson,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+the+cold-induced+brown+adipose+tissue+glucose+uptake+rate+measured+by+%2818%29F-FDG+PET+using+infrared+thermography+and+water-fat+separated+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Estimating the cold-induced brown adipose tissue glucose uptake rate measured by (18)F-FDG PET using infrared thermography and water-fat separated MRI.</a> Scientific Reports. 9 (18), 12358(2019).</li>
<li>Eal Lundstrom,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brown+adipose+tissue+estimated+with+the+magnetic+resonance+imaging+fat+fraction+is+associated+with+glucose+metabolism+in+adolescents%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatric+Obesity%22%5BJournal%5D)">Brown adipose tissue estimated with the magnetic resonance imaging fat fraction is associated with glucose metabolism in adolescents.</a> Pediatric Obesity. 14 (9), (2019).</li>
<li>Eal Lundstrom,, et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+resonance+imaging+cooling-reheating+protocol+indicates+decreased+fat+fraction+via+lipid+consumption+in+suspected+brown+adipose+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Magnetic resonance imaging cooling-reheating protocol indicates decreased fat fraction via lipid consumption in suspected brown adipose tissue.</a> PLoS One. 10 (4), 0126705(2015).</li>
<li>Nakamura, Y., Yanagawa, Y., Morrison, S. F., Nakamura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medullary+reticular+neurons+mediate+neuropeptide+Y-induced+metabolic+inhibition+and+mastication%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Medullary reticular neurons mediate neuropeptide Y-induced metabolic inhibition and mastication.</a> Cell Metabolism. 25 (2), 322-334 (2017).</li>
<li>Jal Fueger, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+animal+handling+on+the+results+of+18F-FDG+PET+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine%3A+Official+Publication%2C+Scoiety+of+Nuclear+Medicine%22%5BJournal%5D)">Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice.</a> Journal of Nuclear Medicine: Official Publication, Scoiety of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).</li>
<li>Vines, D. C., Green, D. E., Kudo, G., Keller, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+mouse+tail-vein+injections+both+qualitatively+and+quantitatively+on+small-animal+PET+tail+scans%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Nuclear+Medicine+Technology%22%5BJournal%5D)">Evaluation of mouse tail-vein injections both qualitatively and quantitatively on small-animal PET tail scans.</a> Journal of Nuclear Medicine Technology. 39 (4), 264-270 (2011).</li>
</ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

En este estudio, se describió una imagen basada en PET / MR y cuantificación del tejido adiposo marrón y beige funcional en animales pequeños. Este método utiliza el análogo de glucosa no metabolizable [18F]FDG como biomarcador de imagen para identificar los tejidos adiposos con alta demanda de glucosa de una manera no invasiva. La RM ofrece un buen contraste de tejidos blandos y puede diferenciar mejor los tejidos grasos adiposos de los tejidos blandos y músculos vecinos. Cuando se combina con PET, esto permi...

En respuesta a las necesidades nutricionales cambiantes, el tejido adiposo sirve como un depósito de energía para adoptar el almacenamiento de lípidos o el modo de movilización para satisfacer las necesidades del cuerpo1. Además, el tejido adiposo también desempeña una función clave en la termorregulación, a través de un proceso llamado termogénesis no temblorosa, también llamada termogénesis facultativa. Esto se logra típicamente por el tejido adiposo marrón (BAT), que expresa un nivel abundante de proteína de desacoplamiento de la membrana mitocondrial proteína 1 (UCP1). Como portador de protones, UCP1 genera calor al desacoplar el transporte de protones y la producción de ATP2. Tras la estimulación en frío, la termogénesis en BAT se pone en marcha mediante la activación del sistema nervioso simpático (SNS), seguida de la liberación de norepinefrina (NE). NE se une a los receptores adrenérgicos β3 y conduce a la elevación del AMP cíclico intracelular (cAMP). Como consecuencia, la participación dependiente de cAMP/PKA de CREB (cAMP response element-binding protein) estimula la transcripción de Ucp1 a través de la unión directa a elementos de respuesta CREB (CRE)2. Además de bat, los adipocitos de color marrón también se encuentran dentro del tejido adiposo blanco y, por lo tanto, se denominan células beige o brite (marrón en blanco)1,3. En respuesta a estímulos específicos (como el frío), estas células beige inactivas se remodelan para exhibir múltiples características similares al marrón, incluidas gotas lipídicas multiloculares, mitocondrias densamente empaquetadas y expresión aumentada de UCP13,4,5.
Estudios en animales han demostrado que los adipocitos marrones y beige poseen múltiples beneficios metabólicos más allá de su efecto reductor de grasa, incluyendo sensibilización a la insulina, hipolipemiante, antiinflamación y antiaterosclerosis6,7. En humanos, la cantidad de grasa beige/marrón se correlaciona inversamente con la edad, el índice de resistencia a la insulina y los trastornos cardiometabólicos8. Además, la activación de los adipocitos beige/marrón en humanos por aclimatación en frío o agonista del receptor adrenérgico β3 confiere protección frente a una serie de trastornos metabólicos4,9,10. Estas evidencias indican colectivamente que la inducción de tejido adiposo marrón y beige es una estrategia terapéutica potencial para el manejo de la obesidad y sus complicaciones médicas relacionadas8.
Curiosamente, aunque comparten una función similar, los adipocitos beige y marrón clásico se derivan de diferentes precursores y se activan por mecanismos superpuestos pero distintos1. Por lo tanto, la imagen in vivo y la cuantificación de los adipocitos marrón y beige son esenciales para lograr una mejor comprensión del control molecular de estos tejidos adiposos. Actualmente, la tomografía por emisión de positrones (PET) con 18F-fluorodesoxiglucosa ([18F]FDG) combinada con tomografía computarizada (TC) sigue siendo el estándar de oro para la caracterización de células termogénicas de color marrón y beige en estudios clínicos8. La resonancia magnética (MRI) utiliza potentes campos magnéticos y pulsos de radiofrecuencia para producir estructuras anatómicas detalladas. En comparación con la tomografía computarizada, la resonancia magnética genera imágenes de órganos y tejidos blandos con una resolución más alta. Aquí se proporciona un protocolo para la visualización y cuantificación de las adiposas funcionales de color marrón y beige en modelos de ratón después de la aclimatación a la exposición al frío, una forma común y más confiable de inducir el pardeamiento adiposo. Este método se puede aplicar para caracterizar los depósitos adiposos termogénicos en modelos de animales pequeños con alta precisión.

<table><tbody><tr><td>Solución salina estéril al 0,9%</td><td>BBraun</td><td></td><td>Cloruro de sodio al 0,9% infusión intravenosa, 500 mL</td></tr><tr><td>Jeringa de 5 mL</td><td>Terumo</td><td>SS05L</td><td>Jeringa de 5 mL Luer Lock</td></tr><tr><td>Dosificador</td><td>Biodex</td><td></td><td>Atomlab 500</td></tr><tr><td>Lubricante ocular</td><td>Alcon Duratears</td><td></td><td>Pomada lubricante ocular estéril, 3,5 g</td></tr><tr><td>Jeringa de insulina</td><td>Terumo</td><td>10ME2913</td><td>Jeringa de insulina de 1 mL con aguja</td></tr><tr><td>Software InterView Fusion</td><td>Mediso</td><td>Versión 3.03</td><td>Software de posprocesamiento y análisis de imágenes</td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Chanelle Pharma</td><td></td><td>Iso-Vet, anestésico inhalatorio, 250 mL</td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>HK-37715 Solución inyectable de</td><td>ketamina al 10%, 10 mL</td></tr><tr><td>Oxígeno médico</td><td>Linde Gas comprimido HKO</td><td>101-HR</td><td>, pureza del 99,5%</td></tr><tr><td>Metacam</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td></td><td>5 mg/mL Meloxicam solución inyectable para perros y gatos, 10 mL</td></tr><tr><td>nanoScan Escáner PET/MR Mediso</td><td></td><td></td><td>3 Tesla MR</td></tr><tr><td>Nucline nanoScan software</td><td>Mediso</td><td>versión 3.0</td><td>Scanner software de manejo</td></tr><tr><td>Pinzas para bobinar</td><td>Reflex 7</td><td>203-100</td><td>7mm Pinzas para bobinar de acero inoxidable, 20 pinzas</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>HK-56179</td><td>Solución inyectable de xilacina al 2%, 30 mL</td></tr></tbody></table>

visualización y cuantificación de tejidos adiposos marrones y beige en ratones utilizando [18f]fdg micro-pet/mr imaging

Visualization and Quantification of Brown and Beige Adipose Tissues in Mice using [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging

Los adipocitos marrones y beige ahora se reconocen como posibles objetivos terapéuticos para la obesidad y los síndromes metabólicos. Los métodos de imágenes moleculares no invasivas son esenciales para proporcionar información crítica sobre estos depósitos adiposos termogénicos. Aquí, el protocolo presenta un método basado en imágenes PET / MR para evaluar la actividad de los adipocitos marrón y beige en el tejido adiposo marrón interescapular de ratón (iBAT) y el tejido adiposo blanco subcutáneo inguinal (iWAT). La visualización y cuantificación de los depósitos adiposos termogénicos se logró utilizando [18F]FDG, el análogo de glucosa no metabolizable, como radiotrazador, cuando se combinó con la información anatómica precisa proporcionada por las imágenes de RM. La imagen PET/MR se realizó 7 días después de que se realizara la aclimatación en frío y la cuantificación de la señal [18F]FDG en diferentes depósitos adiposos para evaluar la movilización relativa de los tejidos adiposos termogénicos. La eliminación de iBAT aumentó sustancialmente la absorción de FDG evocada por frío [18F] en iWAT de los ratones.

Tres grupos de ratones (n = 3 por grupo) se sometieron a imágenes micro-PET / MR en este estudio, donde fueron alojados en termoneutralidad (30 ° C) o frío (6 ° C) durante 7 días. A un grupo de ratones (n = 3) se les extirpó el iBAT (iBATx) antes del tratamiento con frío (Figura 1A). Este método condujo a una alteración de la actividad del tejido adiposo blanco en los tres ratones. En particular, se observó un aumento notable en la captación de [18F]FDG en iWAT utilizando imágenes...

Imágenes funcionales y cuantificación de depósitos adiposos termogénicos en ratones utilizando un enfoque basado en imágenes micro-PET / MR.

Visualización y cuantificación de tejidos adiposos marrones y beige en ratones utilizando [18F]FDG Micro-PET/MR Imaging

Brown and beige adipocytes are now recognized as potential therapeutic targets for obesity and metabolic syndromes. Non-invasive molecular imaging methods ...

Las imágenes PET/MR permiten mediciones cualitativas y cuantitativas de estos adipocitos marrón y beige metabólicamente activos en animales vivos para que la actividad de estos llamados adipocitos termogénicos se pueda medir sobre una base funcional. La principal ventaja de esta técnica es que permite la adquisición y combinación de pet y resonancia magnética sobre el mismo sujeto, permitiendo así la adquisición precisa y simultánea de adipocitos termogénicos en diferentes depósitos del pequeño animal. Este método se puede transferir fácilmente a cualquier sistema preclínico o modificarse a un formato de alto rendimiento mediante la obtención simultánea de imágenes de múltiples ratones, lo que aumenta el poder estadístico de los datos de imágenes a un costo y tiempo reducidos.Para cosechar el tejido adiposo marrón interescapular, coloque un ratón C57 Black 6 anestesiado de 8 semanas de edad sobre una almohadilla térmica y haga una incisión de 2 centímetros a lo largo de la línea media dorsal. Retire las almohadillas iBAT de la región interescapular. Después de que el sangrado se detenga, use clips de acero inoxidable de 7 milímetros para cerrar la incisión.Cuando se haya recolectado todo el iBAT, aloje a los ratones en una unidad de cuidados intensivos durante 14 días. Administre 5 miligramos por kilogramo de Meloxicam a los ratones durante seis días y retire los clips tan pronto como la herida haya cicatrizado. Para habilitar las exploraciones secuenciales automatizadas de PET/MR antes de la sesión de imágenes, establezca el nivel de discriminación en 400 a 600 kiloelectronvoltios, el modo de confianza en 1-3, el tiempo de escaneo en 20 minutos y el isótopo de estudio en F-18 para establecer el flujo de trabajo para la adquisición de PET.Para adquirir la resonancia magnética ponderada en T1 para la corrección de la atenuación, establezca los parámetros gradient Echo-3D. Para adquirir la resonancia magnética ponderada en T2 como referencia anatómica, establezca los parámetros Fast-spin Echo 2D. Para permitir la reconstrucción de las imágenes PET, utilice el algoritmo Tera-Tomo 3D con el modo de coincidencia establecido en 1-3 y con las correcciones de decaimiento, tiempo muerto, aleatorio, atenuación y dispersión establecidas para crear imágenes con un tamaño general de vóxel de 0,3 milímetros cúbicos.Un día antes del inicio del estudio de imagen para comprobar la exactitud de la cuantificación del PET, póngase el EPI adecuado y llene una jeringa de 5 mililitros con F18-FDG según lo recomendado por el fabricante. Utilice un calibrador de dosis para registrar la actividad de la jeringa y anotar el tiempo de la medición. En el software, utilice el ROI de elipse interpolada para dibujar un volumen de interés en la imagen reconstruida de la jeringa y comparar la actividad recuperada con el valor medido con el calibrador de dosis.El día del experimento de imágenes, use fórceps para colocar cuidadosamente el vial de stock 18F-FDG detrás de un escudo de mesa de bloque L y diluya una alícuota de radioisótopo en 100 a 150 microlitros de solución salina estéril a una concentración de actividad total de 200 a 250 microcuries. Extraiga la solución 18F-FDG en una jeringa de 1 mililitro equipada con una aguja y mida la radiactividad con el calibrador de dosis como se ha demostrado. Registre el peso del ratón que se va a tomar como imagen antes de inyectar la solución 18F-FDG en una vena de la cola.Tome nota del tiempo de inyección y de la radiactividad residual de la jeringa para permitir la corrección de la descomposición. Luego coloque el mouse de nuevo en su jaula durante 60 minutos. Para calcular la actividad 18F-FDG inyectada, reste la actividad en la jeringa antes de la inyección de la actividad medida después de la inyección.Al final del período de absorción de radioisótopos, encienda el calentador de aire para el lecho del ratón del escáner micro-PET/MR. Coloque el ratón anestesiado inyectado con FDG en una almohadilla respiratoria en la cama del escáner y realice una vista de exploración para determinar la posición del ratón. Ajuste la posición de la cama del ratón de modo que se pueda observar todo el cuerpo, asegurando que el centro del campo de visión de la resonancia magnética coincida con el centro del cuerpo.En Adquisición de PET, seleccione Rango de escaneo en Adquisición anterior para usar la posición de vista de explorador y haga clic en Preparar para mover la cama del animal de MR a PET. Seleccione Aceptar para iniciar la exploración PET. Registre la dosis de inyección y el tiempo medido antes y después de la administración de 18F-FDG en el Editor de radiofármacos e introduzca el peso del ratón en el menú Información del sujeto.Una vez completada la TEP, seleccione Prepararse para pasar a la rmografía por rmn y completar todas las adquisiciones por resonancia magnética en la ventana de la lista de estudios. Seleccione Aceptar para iniciar los análisis de RM. Una vez que se haya completado todo el flujo de trabajo, evalúe brevemente la calidad de las imágenes de RM adquiridas en el software de posprocesamiento y haga clic en Inicio para mover la cama del mouse de la RM a la posición original.Cuando se hayan creado imágenes de todos los ratones, para reconstruir los datos en el menú Escaneo sin procesar, seleccione Adquisición de PET para cargar el escaneo PET completado y seleccione Adquisición de RM ponderada en T1 para permitir que se cree un mapa de materiales. Luego use el algoritmo Tera-Tomo 3D para reconstruir los datos como se demostró. La eliminación de iBAT antes del tratamiento en frío altera la actividad del iWAT, como lo indica el notable aumento en la absorción de 18F-FDG observada en iWAT por imágenes micro-PET / MR.Además, los adipocitos multiloculares, que se observan característicamente en el tejido adiposo beige, son más pronunciados en iWAT de ratones después de la eliminación de iBAT en comparación con la morfología de adipocitos observada en iWAT de animales operados simuladamente. Los ratones tratados en frío y operados simuladamente demuestran una absorción marcadamente elevada de 18F-FDG en iBAT. Los ratones con su iBAT eliminado antes del tratamiento en frío muestran la mayor absorción de 18F-FDG en el iWAT.De hecho, la exposición al frío causa un aumento de siete veces en la absorción de 18F-FDG en el iBAT de ratones operados simuladamente, mientras que la eliminación de iBAT en los ratones inducidos por el frío resulta en un aumento de ocho veces en la absorción de 18F-FDG en comparación con los ratones termo-neutros en los que solo se observa un modesto aumento de dos veces. Al intentar este procedimiento, colocar a cada ratón en una misma posición para cada adquisición de PET / MRI es importante para mejorar la visualización y cuantificación de los adipocitos marrones y beige en diferentes regiones. Utilizando este método y junto con otros métodos de resonancia magnética, como la difusión con imágenes o termometría, pueden comenzar más conocimientos sobre la distribución espacial y la prevalencia de los adipocitos marrón y beige en ratones, que potencialmente se pueden traducir a humanos.Este método permite a los investigadores estudiar la función de estos adipocitos termogénicos de color marrón y beige. Por lo tanto, son especialmente poderosos cuando se estudian las vías termogénicas no clínicas en las que esos marcadores clásicos no se alteran ni se regulan al alza.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Análisis de contenido de grasa se realiza rutinariamente en los estudios que utilizan modelos murinos de obesidad. Métodos emergentes en pequeños animales y el análisis de imágenes de TC están proporcionando los detalles longitudinal rica análisis de contenido de grasa. A continuación le detallamos paso a paso los procedimientos para la realización de pequeños animales TAC, análisis y visualización.

La segmentación y la medición de los volúmenes de grasa en modelos murinos de obesidad Usando rayos X de tomografía computarizada

Un método de obtención de imágenes funcionales de tejido de ratón adiposo marrón (BAT) se describe en frío que estimula la captación de 18F-fluorodeoxiglucosa (FDG) en la MTD es evaluar de forma no invasiva con un protocolo estandarizado micro-PET/CT. Este método es robusto y sensible para detectar diferencias en las actividades de BAT en modelos de ratón.

Imagen funcional de grasa marrón en ratones con FDG micro-PET/CT

En este reportaje de vídeo, mostramos la aplicación de la Luminiscencia de Cerenkov para el tejido adiposo marrón interescapular en ratones en condiciones activadas y deprimidas.

Cerenkov Luminiscencia Imaging de interescapular tejido adiposo marrón

El método presentado aquí utiliza 18 F-fluorodesoxiglucosa (18F-FDG) tomografía por emisión de positrones / tomografía computarizada (PET-TC) y la resonancia magnética separada grasa-agua (MRI), cada escaneado tras 2 horas de exposición a temperatura neutra (24 ° C ) y las condiciones de frío (17 ° C) para mapear el tejido adiposo marrón (BAT) en sujetos humanos adultos.

Depósitos de tejido adiposo humano Marrón segmentada automáticamente por Tomografía por Emisión de Positrones / Tomografía Computada y Resonancia Registrado Imágenes Magnéticas

Utilizando software libre, código abierto, hemos desarrollado un enfoque analítico para cuantificar el volumen de tejido total y regional del adiposo marrón (BAT) y la actividad metabólica de murciélago usando 18F-FDG PET/CT.

Cuerpo entero y cuantificación Regional de activo humano marrón tejido adiposo utilizando 18F-FDG PET/CT

Aquí, presentamos un protocolo para medir la actividad del tejido adiposo marrón después de una comida en humanos y animales de laboratorio.

Termografía infrarroja para la detección de cambios en la actividad del tejido adiposo marrón

Los preadipocitos se aíslan de la fracción vascular estromal del tejido adiposo marrón interescapular de ratones recién nacidos y se diferencian en células que acumulan gotas de lípidos, expresan marcadores moleculares y muestran la morfología mitocondrial de los adipocitos marrones maduros. Estas células se analizan posteriormente mediante inmunofluorescencia y microscopía electrónica de transmisión.

Diferenciación e imagen de adipocitos marrones de la fracción vascular estromal de tejido adiposo interescapular de ratones recién nacidos

La ultracentrifugación analítica (AUC) de células de la muestra tiene la muestra y el tampón de referencia y durante los experimentos y se expone a alto vacío y la velocidad del rotor de hasta 60.000 rpm. Este vídeo demuestra la rigurosa atención a los detalles necesarios para la concentración, la carga y la alineación de este componente muy importante de un experimento AUC.

Concentración, la carga, y la alineación de una célula de ultracentrifugación analítica de muestras

Preadipocitos primarios blancas aisladas de tejidos adiposos blancos en ratones se pueden diferenciar en células beige / brite. Se presenta aquí un sistema fiable modelo celular para estudiar la regulación molecular de "color" de la grasa blanca.

Aislamiento y diferenciación de las células del estroma vascular a células Beige / Brite

Los métodos tradicionales de evaluación de diferenciación adipogenic son baratos y fácil de usar, pero no son específicos a los cambios en la expresión génica. Hemos desarrollado un ensayo para cuantificar la diferenciación de células mesenquimales en adipocytes maduros usando un marcador específico de linaje. Este ensayo tiene diversas aplicaciones en investigación básica y la medicina clínica.

Visualización y cuantificación del potencial de la diferenciación de células mesenquimales Adipogenic con un marcador específico de linaje

Aprende a visualizar y cuantificar tejidos adiposos marrones y beige en ratones mediante imagen micro-PET/MR con [18F]FDG. Este protocolo permite evaluar la termogénesis in vivo y estudiar la activación compensatoria del tejido adiposo.

Visualización y cuantificación de tejidos adiposos marrones y beige en ratones utilizando [^18F]FDG Micro-PET/MR Imaging

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