Name: Adquisición de datos de resonancia magnética funcional en estado de reposo en la rata (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-08-28T15:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 41 s
Description: Aprenda a adquirir datos de resonancia magnética funcional en estado de reposo en ratas utilizando isoflurano y dexmedetomidina. Este protocolo permite obtener imágenes de alta calidad preservando la función de las redes cerebrales.

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Este trabajo fue apoyado por fondos del Instituto Nacional de Salud (NIH) del Instituto Nacional de Salud (NIH) [DJW, EDKS y EMB fueron apoyados por la Subvención R21DA044501 otorgada a Alan I. Green y DJW fue apoyada por la Subvención T32DA037202 a Alan J. Budney] y el Instituto Nacional sobre el Abuso del Alcohol y el Alcoholismo (NIAAA) [Subvención F31AA028413 a Emily D. K. Sullivan]. Se proporcionó apoyo adicional a través del fondo dotado de Alan I. Green como Profesor Raymond Sobel de Psiquiatría en Dartmouth.
Hanbing Lu cuenta con el apoyo del Programa de Investigación Intramuros del Instituto Nacional sobre el Abuso de Drogas, NIH.
Los autores desean reconocer y agradecer al difunto Alan I. Green. Su dedicación inquebrantable al campo de los trastornos concurrentes ayudó a establecer la colaboración entre los autores. Le agradecemos su tutoría y orientación, que se echará mucho de menos.

Todos los experimentos se realizaron en un escáner de resonancia magnética de 9.4 T y fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales en Dartmouth College. Se obtuvo una aprobación adicional para grabar y mostrar los animales utilizados en el video y las figuras a continuación.
1. Preparativos antes del escaneo
<ol><li>Línea de infusión subcutánea<ol>
<li>Retire parcialmente una aguja de 23 G de su paquete para que el punto de la aguja permanezca estéril.</li>
		<li>Sostenga de forma segura el cubo de la aguja y use una cuchilla de afeitar para marcar el eje de la aguja donde se encuentra con el cubo.</li>
		<li>Sujete un soporte de aguja alrededor del eje directamente debajo de la puntuación y rompa suavemente el eje del cubo.</li>
		<li>Inserte 1/3 del eje de la aguja (extremo romo) en la línea PE50 previamente esterilizada con suficiente longitud de línea para extenderse desde la bomba de medicamento hasta el animal dentro del orificio del imán.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Dilución de dexmedetomidina y atipamezol<ol>
<li>Preparar una solución de clorhidrato de dexmedetomidina diluido utilizando 0,5 ml de caldo de 0,5 mg/ml mezclado con 9,5 ml de solución salina estéril en un frasco de vidrio transparente y estéril (concentración diluida = 0,025 mg/ml).</li>
		<li>Preparar una solución de atipmezol diluido utilizando 0,1 ml de caldo de 5 mg/ml mezclado con 9,9 ml de solución salina estéril en un frasco de vidrio transparente y estéril (concentración diluida = 0,05 mg/ml).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Parámetros de escaneo<ol>
<li>Utilice los parámetros presentados en la Tabla 1 para preparar secuencias de escaneo.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Anestesia de fase 1: inducción y preparación animal
<ol><li>Arreglo<ol>
<li>Asegúrese de que todo el equipo esté encendido y funcione correctamente, incluido el mezclador de oxígeno y aire, la almohadilla térmica y el sistema de eliminación activa (consulte la Figura 1).</li>
		<li>Ajuste el punto de ajuste de temperatura del sistema de calefacción a 37,5 °C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Inducción animal<ol>
<li>Coloque al animal (rata macho Sprague Dawley de 90 días de edad) en la cámara de inducción e induzca anestesia con isoflurano al 2,5% en aire enriquecido con oxígeno al 30%. NOTA: Se puede utilizar una amplia gama de edades de animales y ambos sexos.</li>
		<li>Una vez que el animal esté anestesiado, retírelo de la cámara, pese al animal y colóquelo en el cono de la nariz (al 2,5% de isoflurano) en la almohadilla térmica en el espacio de preparación.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparación animal<ol>
<li>Aplique ungüento lubricante oftálmico en cada ojo para evitar el secado.</li>
		<li>Confirme la profundidad de la anestesia por la falta de respuesta de pellizco del dedo del dedo del dedo del día.</li>
		<li>Use clippers para afeitar un área cuadrada de 2 "por 2" en la región lumbar inferior de la espalda del animal (es decir, directamente sobre la cola).</li>
		<li>Administrar 0,015 mg/kg de la solución de dexmedetomidina con una inyección intraperitoneal (p.p.) (por ejemplo, una rata de 300 g recibiría 0,18 ml) en el cuadrante inferior derecho del abdomen utilizando una aguja de 25 G.</li>
		<li>Cambie el flujo de isoflurano desde el espacio de preparación a la cuna del animal.</li>
		<li>Mueva al animal a la cuna del animal. Coloque los dientes frontales de la rata de forma segura sobre y de la barra de mordida. Empuje el cono de la nariz sobre la nariz para asegurar un ajuste apretado. NOTA: Si el cono de la nariz no cubre la mandíbula inferior, use una película de parafina para mantener suavemente la mandíbula cerrada mientras se sella alrededor del cono de la nariz.</li>
		<li>Coloque la almohadilla respiratoria debajo del abdomen de la rata debajo de la caja torácica y vuelva a colocarla hasta que la forma de onda de la respiración muestre un canal profundo centrado en cada respiración (consulte la forma de onda de la respiración en la Figura 2).</li>
		<li>Monitoree la respiración del animal utilizando el software de monitoreo de fisiología. Pase a la siguiente fase de la anestesia cuando la respiración sea inferior a 40 respiraciones/min (lpm; aproximadamente 5 min después de la inyección de dexmedetomidina).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Anestesia de fase 2: configuración animal
<ol><li>Inserte barras para los oídos en el canal auditivo para estabilizar la cabeza de la rata en la cuna del animal. Una vez colocado, tire hacia adelante de la barra de mordida y confirme que la cabeza no se mueva. Reajuste el cono de la nariz y la película de parafina según sea necesario (consulte la Figura 3a).</li>
	<li>Inserte la sonda de temperatura en una cubierta de sonda desechable prelubricado. Inserte suavemente la sonda de temperatura aproximadamente 1/2 "en el recto y péguela con cinta adhesiva a la base de la cola con cinta médica.</li>
	<li>Coloque el clip del oxímetro de pulso en el área metatarsiano del pie trasero, asegurándose de que la fuente de luz esté en la parte inferior del pie (palma). NOTA: La rotación del clip puede afectar a la señal; por lo tanto, crear un soporte para mantener la pata y el clip en posición vertical conducirá a una mayor estabilidad. También tenga en cuenta que hasta que la rata esté a temperatura corporal normal, la saturación de oxígeno puede ser baja (<95%).</li>
	<li>Utilice el peso de la rata para calcular la velocidad de perfusión para expulsar 0,015 mg/kg/h de dexmedetomidina (una rata de 300 g recibe 0,18 ml/h).</li>
	<li>Configure la bomba de medicamento para expulsar la velocidad de infusión calculada.</li>
	<li>Llene una jeringa de 3 ml con la solución estéril de dexmedetomidina diluida e inserte la punta de la aguja en el extremo abierto de la línea de infusión esterilizada (que se extiende desde la bomba del medicamento hasta la cuna del animal con la aguja subcutánea previamente conectada). Llene la línea y asegure la jeringa en el soporte de la jeringa de la bomba de medicamentos.</li>
	<li>Mueva el bloque de empuje hacia adelante hasta que toque el émbolo y el medicamento se expulse a la aguja, asegurando que la línea de infusión esté completamente llena.</li>
	<li>Con una toallita con alcohol, limpie el área afeitada para eliminar cualquier vello perdido.</li>
	<li>Pellizque la piel aproximadamente dos dedos de ancho por encima de la base de la cola. Inserte 1/3 de la aguja de la línea de infusión en la piel de la tienda.</li>
	<li>Asegure la aguja a la piel con un trozo de cinta médica ancha de 3". Coloque un segundo trozo de cinta médica ancha sobre el primero, a través de la rata, y unido a ambos lados de la cuna del animal (ver Figura 4). NOTA: Es de vital importancia que la aguja ferromagnética esté bien asegurada para evitar el movimiento durante la exploración.</li>
	<li>Comience la infusión de dexmedetomidina subcutánea.</li>
	<li>Coloque un trozo de gasa en el puente de la nariz de la rata para crear una superficie nivelada para la bobina. Use cinta de papel, que no interfiera con la señal de resonancia magnética, para asegurar la bobina a la cabeza de la rata, centrándola sobre el cerebro (ver Figura 3b,c).</li>
	<li>Asegure todas las líneas y cables dentro de la cuna del animal con cinta de laboratorio y verifique si todas las señales de fisiología son estables (ver Figura 2).</li>
	<li>Coloque toallas de papel sobre el animal, asegurándolas a la cuna del animal con cinta de laboratorio. Si usa un sistema de calentamiento de aire, envuelva una lámina de plástico alrededor de toda la cuna para contener el aire caliente.</li>
	<li>Mueva al animal hacia el orificio y ajuste el imán.</li>
</ol>4. Anestesia de fase 3: adquisición de exploración anatómica
<ol><li>Reducir el isoflurano al 1,5%, lo que resulta en un aumento constante de la respiración a aproximadamente 45-50 lpm. Permanecer en este nivel durante la duración de la exploración anatómica.</li>
	<li>Utilice el escáner localizador FLASH para asegurarse de que el cerebro está alineado con el isocentro magnético(Figura 5a). Reposicione al animal y repita si es necesario.</li>
	<li>Ejecute el escaneo del localizador RARE de mayor resolución y use esta salida de escaneo para alinear 15 cortes sagitales centrados en todo el cerebro (de izquierda a derecha, Figura 5b).</li>
	<li>Usando la rebanada sagital media, alinee la rebanada axial central con la decusación de la comisura anterior, que aparece como una mancha oscura (Figura 5c). Anote el desplazamiento de división que se utilizará más adelante en los análisis de estado de reposo.</li>
	<li>Adquiera 23 cortes utilizando los protocolos axiales FLASH y RARE para ayudar en el registro en un espacio común durante el análisis posterior al escaneo.</li>
	<li>Shim a través de todo el cerebro usando la secuencia PRESS.</li>
</ol>5. Fase 4: Adquisición de escaneo de estado en reposo
<ol><li>Después de completar las exploraciones anatómicas, reduzca el isoflurano a 0.5% a 0.75%, ajustando para que la respiración del animal sea de 60-65 respiraciones por minuto. Permanezca en este nivel durante al menos 10 minutos antes de comenzar el escaneo en estado de reposo para garantizar la estabilidad.</li>
	<li>Cuando la fisiología es estable (el rango de respiración es de 60-75 lpm sin jadeos ni irregularidades, la temperatura corporal central es de 37.5 ± 1.0 ° C y la saturación de oxígeno es del 95% o más), adquiera una exploración EPI de 15 cortes utilizando el mismo desplazamiento de corte que la serie axial anatómica.</li>
	<li>Una vez completado cada análisis en estado de reposo, compruebe la calidad mediante un análisis de componentes independiente (ICA) para descomponer los datos en componentes espaciales y temporales.</li>
	<li>Obtenga al menos tres exploraciones de estado de reposo de alta calidad.</li>
</ol>6. Recuperación posterior al escaneo
<ol><li>Cuando se complete la exploración, aumente el isoflurano al 2% y detenga la infusión subcutánea de dexmedetomidina.</li>
	<li>Retire la cuna del animal del orificio del imán, desenvuelva al animal y retire las barras para los oídos, la sonda de temperatura, el clip del oxímetro de pulso y la aguja de dexmedetomidina.</li>
	<li>Inyecte 0,015 mg/kg de la solución diluida de atipmozol en el músculo de la pata trasera de la rata utilizando una jeringa de 1 ml con una aguja de 25 G (es decir, una rata de 300 g recibiría 0,09 ml).</li>
	<li>Coloque a la rata de nuevo en la jaula de la casa encima de una almohadilla térmica y monitoree hasta que el animal sea ambulatorio.</li>
</ol>

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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La estabilidad del animal, tanto física como fisiológicamente, es clave para obtener datos de estado de reposo de alta calidad. Este protocolo logra la estabilidad al pasar por cuatro fases distintas de la anestesia. Es imperativo que el animal haya alcanzado los umbrales fisiológicos establecidos antes de pasar a la siguiente fase de la anestesia; dado que este método se basa en mecanismos fisiológicos de autorregulación, los animales individuales pueden requerir cantidades de tiempo ligeramente diferentes en cada fase ...

La resonancia magnética funcional en estado de reposo (rs-fMRI) es una medida de la señal dependiente del nivel de oxígeno en la sangre (BOLD) cuando el cerebro está en reposo y no participa en ninguna tarea en particular. Estas señales se pueden utilizar para medir las correlaciones entre las regiones del cerebro para determinar la conectividad funcional dentro de las redes neuronales. rs-fMRI es ampliamente utilizado en estudios clínicos debido a su no invasividad y la baja cantidad de esfuerzo requerido de los pacientes (en comparación con la fMRI basada en tareas) por lo que es óptimo para diversas poblaciones de pacientes1.
Los avances tecnológicos han permitido adaptar la rs-fMRI para su uso en modelos de roedores para descubrir los mecanismos subyacentes a los estados de enfermedad (ver referencia2 para su revisión). Los modelos animales preclínicos, incluidos los modelos de enfermedad o knockout, permiten una amplia gama de manipulaciones experimentales no aplicables en humanos, y los estudios también pueden hacer uso de muestras post mortem para mejorar aún más los experimentos2. Sin embargo, debido a la dificultad tanto para limitar el movimiento como para mitigar el estrés, la adquisición de resonancia magnética en roedores se realiza tradicionalmente bajo anestesia. Los agentes anestésicos, dependiendo de su farmacocinética, farmacodinámica y objetivos moleculares, influyen en el flujo sanguíneo cerebral, el metabolismo cerebral y potencialmente afectan las vías de acoplamiento neurovascular.
Ha habido numerosos esfuerzos para desarrollar protocolos anestésicos que preserven el acoplamiento neurovascular y la función de la red cerebral3,4,5,6,7,8. Anteriormente informamos de un régimen anestésico que aplicaba una dosis baja de isoflurano junto con una dosis baja del agonista del receptor adrenérgico α2 dexmedetomidina9. Las ratas bajo este método de anestesia exhibieron respuestas BOLD robustas a la estimulación del bigote en regiones consistentes con las vías de proyección establecidas (núcleos talámicos ventrolaterales y ventromediales, corteza somatosensorial primaria y secundaria); Las redes cerebrales de estado de reposo a gran escala, incluida la red de modo predeterminado10,11 y la red de prominencia12 también se han detectado constantemente. Además, este protocolo anestésico permite repetir las imágenes en el mismo animal, lo que es importante para controlar la progresión de la enfermedad y el efecto de las manipulaciones experimentales longitudinalmente.
En el presente estudio, detallamos la configuración experimental, la preparación animal y los procedimientos de monitoreo fisiológico involucrados. En particular, describimos las fases anestésicas específicas y la adquisición de exploraciones durante cada fase. La calidad de los datos se evalúa después de cada exploración en estado de reposo. También se incluye en la discusión un breve resumen del análisis posterior a la exploración. Los laboratorios interesados en descubrir el potencial del uso de rs-fMRI en ratas encontrarán útil este protocolo.

<table><tbody><tr><td>9.4T</td><td>MRI Varian/Bruker</td><td></td><td>Varian actualizado con la consola Bruker que ejecuta el software Paravision 6.0.1</td></tr><tr><td>Mezclador de aire-oxígeno</td><td>Sechrist</td><td>Modelo 3500CP-G</td><td></td></tr><tr><td>Análisis de NeuroImágenes Funcionales (AFNI)</td><td>NIMH/NIH</td><td>Versión AFNI_18.3.03</td><td>Disponible gratuitamente en: https://afni.nimh.nih.gov/</td></tr> <tr><td>Cuna de animales</td><td>RAPID Biomedical</td><td>LHRXGS-00563</td><td>soporte para ratas con barra de mordida, cono de nariz y barras para las orejas</td></tr><tr><td>Fisiología Animal Monitoreo & Sistema de compuerta</td><td>SAII</td><td>Modelo 1025</td><td>Sistema compatible con RM que incluye saturación de oxígeno, temperatura, respiración y oximetría de pulso de fibra óptica</td></tr><tr><td>complemento Antisedán (clorhidrato de atipamezol)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-867-7097</td><td>Zoetis, Fabricante Artículo #10000449</td></tr><tr><td>Tijeras cerámicas seguras para resonancia magnética</td><td>MRIequip.com</td><td>MT-6003</td><td></td></tr><tr><td>Clippers</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-882-1032</td><td>Kit combinado de recortadora de retoque Wahl, Artículo del fabricante #09990-1201</td></tr><tr><td>Dexmedesed (clorhidrato de dexmedetomidina)</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-1801</td><td>Dechra Productos Veterinarios, Artículo del fabricante#17033-005-10</td></tr><tr><td>Fundas de termómetro rectal digital</td><td>Medline</td><td>MDS9608</td><td></td></tr><tr><td>Biblioteca de software FMRIB</td><td></td><td>FMRIB MELODIC Versión 3.15</td><td>Disponible gratuitamente en: https://fsl.fmrib.ox.ac.uk/fsl/fslwiki</td></tr><tr><td>Heating Pad</td><td>Cara Inc.</td><td>Modelo 50</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de hemostático, rectas</td><td>Kent Scientific</td><td>INS750451-2</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-1389</td><td>Patterson Etiqueta privada, fabricante Artículo #14043-0704-06</td></tr><tr><td>Vaporizador de isoflurano</td><td>VetEquip Inc.</td><td></td><td></td>911103</tr><tr><td>Cinta de laboratorio, 3/4"</td> Agujas <td>VWR International</td><td>89097-990</td><td></td></tr><tr><td>, calibre 23</td><td>BD</td><td>305145</td><td>cubo de plástico retirado</td></tr><tr><td>Película de laboratorio Parafilm</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-0260</td><td>Medline Industries Inc., Artículo del fabricante #HSFHS234526A</td></tr><tr><td>Bobina de superficie plana</td><td>Bruker</td><td>T12609</td><td>2cm</td></tr><tr><td>Polietileno Tubo</td><td>Braintree Scientific</td><td>PE50 50FT</td><td>0.023" (diámetro interior), 0.038" (diámetro exterior)</td></tr><tr><td>Pomada oftálmica Puralube</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-888-2572</td><td>Dechra Veterinary Products, Fabricante Artículo #211-38</td></tr><tr><td>Sprague Dawley Rats</td><td>Charles River</td><td>400 SAS SD</td><td></td></tr><tr><td>Solución salina estéril al 0,9%</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-892-4348</td><td>Aspen Vet, Fabricante Artículo #14208186</td></tr><tr><td>Almohadillas estériles de preparación con alcohol Medline</td><td></td><td>MDS090735</td><td></td></tr><tr><td>Cinta quirúrgica, 1" (3M Durapore)</td><td>Medline</td><td>MMM15381Z</td><td>3M Healthcare, "cinta médica ancha"</td></tr><tr><td>Cinta quirúrgica de papel blanco, 1/2" (microporo 3M)</td><td>Medline</td><td>MMM15300</td><td>3M Healthcare</td></tr><tr><td>Jeringas, 1 mL con aguja de calibre 25</td><td>BD</td><td>309626</td><td></td></tr><tr><td>Jeringas, 3 mL</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>Sistema de inducción y barrido ventilado</td><td>VetEquip Inc.</td><td>942102</td><td>Cámara de inducción de 2 litros con depuración</td></tr><tr><td></td><td></td> activa <td>411724</td><td>caudalímetro</td></tr><tr><td></td><td></td> omega <td>931600</td><td>cubo de barrido, cono de nariz "al vacío 921616</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td>, <td>sin reinhalación</td></tr></tbody></table>

adquisición de datos de resonancia magnética funcional en estado de reposo en la rata

Acquisition of Resting-State Functional Magnetic Resonance Imaging Data in the Rat

La resonancia magnética funcional en estado de reposo (rs-fMRI) se ha convertido en un método cada vez más popular para estudiar la función cerebral en un estado de reposo, sin tareas. Este protocolo describe un método de supervivencia preclínica para obtener datos de rs-fMRI. La combinación de dosis bajas de isoflurano con la infusión continua del agonista del receptor adrenérgico α2 dexmedetomidina proporciona una opción sólida para la adquisición de datos estable y de alta calidad, al tiempo que preserva la función de la red cerebral. Además, este procedimiento permite la respiración espontánea y una fisiología casi normal en la rata. Se pueden combinar secuencias de imágenes adicionales con la adquisición de estado de reposo creando protocolos experimentales con estabilidad anestésica de hasta 5 h utilizando este método. Este protocolo describe la configuración del equipo, el monitoreo de la fisiología de la rata durante cuatro fases distintas de la anestesia, la adquisición de escaneos en estado de reposo, la evaluación de la calidad de los datos, la recuperación del animal y una breve discusión del análisis de datos posterior al procesamiento. Este protocolo se puede utilizar en una amplia variedad de modelos preclínicos de roedores para ayudar a revelar los cambios resultantes en la red cerebral que ocurren en reposo.

Después de cada análisis de estado de reposo, la estabilidad se evalúa mediante un análisis de componentes independiente (ICA; script de ejemplo incluido en Archivos suplementarios). La figura 6 muestra ejemplos de salidas de componentes de análisis de estado de reposo. La figura 6a muestra un componente de señal de un escaneo con alta estabilidad. Tenga en cuenta que espacialmente, el componente tiene una alta regionalidad. Dentro del curso de ...

Este protocolo describe un método para obtener datos estables de resonancia magnética funcional en estado de reposo (rs-fMRI) de una rata que utiliza dosis bajas de isoflurano en combinación con dosis bajas de dexmedetomidina.

Adquisición de datos de resonancia magnética funcional en estado de reposo en la rata

Resting-state functional magnetic resonance imaging (rs-fMRI) has become an increasingly popular method to study brain function in a resting, non-task ...

La resonancia magnética funcional en estado de reposo, o fMRI en estado de reposo, se ha convertido en un método cada vez más popular para estudiar la función cerebral en un estado de reposo sin tareas. Los avances tecnológicos han permitido que la resonancia magnética funcional en estado de reposo se adapte para su uso en modelos de roedores, y se puede utilizar para descubrir mecanismos subyacentes a los estados de enfermedad. El protocolo descrito aquí combina dosis bajas de isoflurano con dosis bajas de dexmedetomidina, lo que permite la adquisición de datos de alta calidad y la preservación de la función de la red cerebral.Este método también permite la respiración espontánea y la fisiología casi normal durante un período de hasta cinco horas. En este video, cubrimos el monitoreo de la fisiología de la rata durante cuatro fases distintas de anestesia, inducción y preparación animal, configuración animal, adquisición de escaneo anatómico y adquisición de escaneo en estado de reposo, seguido de una evaluación de calidad de los datos. Utilizando un sistema para administrar anestésico inhalado, así como para eliminar los gases residuales de todas las áreas necesarias, inducir anestesia con 2,5% de isoflurano en un 30% de aire enriquecido con oxígeno.Una vez que el animal esté anestesiado, retírelo de la cámara, pese al animal y colóquelo en el cono de la nariz en la almohadilla térmica en el espacio de preparación, quedando al 2,5% de isoflurano. Aplique ungüento lubricante oftálmico en cada ojo para evitar el secado. Confirme la profundidad de la anestesia por la falta de respuesta de pellizco del dedo del pie, use clippers para afeitar un área cuadrada de dos pulgadas por dos pulgadas en la región lumbar inferior de la espalda del animal directamente por encima de la cola.Administrar 0,015 miligramos por kilogramo de la solución de dexmedetomidina con una inyección intraperitoneal en el cuadrante inferior derecho del abdomen utilizando una aguja calibre 25. Cambie el flujo de isoflurano desde el espacio de preparación a la cuna del animal. Mueva al animal a la cuna del animal.Coloque los dientes frontales de la rata de forma segura sobre y de la barra de mordida. Empuje el cono de la nariz sobre la nariz para asegurar un ajuste apretado. Si el cono de la nariz no cubre la mandíbula inferior, Parafilm se puede usar para mantener suavemente la mandíbula cerrada mientras se sella alrededor del cono de la nariz.Coloque la almohadilla respiratoria debajo del abdomen del animal debajo de la caja torácica y reposicione hasta que la forma de onda de la respiración muestre un canal profundo centrado en cada respiración. Pase a la siguiente fase de la anestesia cuando la respiración sea inferior a 40 respiraciones por minuto. Inserte esas barras para los oídos en el canal auditivo para estabilizar la cabeza de la rata en la cuna del animal.Una vez colocado, tire hacia adelante de la barra de mordida y confirme que la cabeza no se mueva. Reajuste el cono de la nariz y Parafilm según sea necesario. Inserte la sonda de temperatura en una cubierta de sonda desechable prelubricado.Inserte suavemente la sonda de temperatura aproximadamente 1/2 pulgada en el recto y péguela con cinta adhesiva a la base de la cola con cinta médica. Coloque el clip del oxímetro de pulso en el área metatarsiano del pie trasero, asegurándose de que la fuente de luz esté en la parte inferior del pie. La rotación del clip puede afectar la señal, por lo tanto, crear un soporte para mantener la pata y el clip en posición vertical conducirá a una mayor estabilidad.Calcule la velocidad de infusión para 0.015 miligramos por kilogramo por hora de dexmedetomidina. Establezca la bomba del medicamento a la velocidad de infusión calculada y llene la línea de infusión. Con una toallita con alcohol, limpie el área afeitada para eliminar cualquier vello perdido.Pellizque la piel aproximadamente dos dedos de ancho por encima de la base de la cola. Inserte 1/3 de la aguja de la línea de infusión en la piel de la tienda. Asegure la aguja a la piel con un trozo de cinta médica ancha de tres pulgadas.Coloque un segundo trozo de cinta médica ancha sobre el primero a través de la rata y unido a ambos lados de la cuna del animal. Es de vital importancia que la aguja ferromagnética esté bien asegurada para evitar el movimiento durante la exploración. Comience la infusión de dexmedetomidina subcutánea.Coloque un trozo de gasa en el puente de la nariz de la rata para crear una superficie nivelada para la bobina. Use cinta de papel, que no interfiera con la señal de resonancia magnética, para asegurar la bobina a la cabeza de la rata, centrándola sobre el cerebro. Coloque toallas de papel sobre el animal, asegurándolas a la cuna del animal con cinta de laboratorio.Si usa un sistema de calentamiento de aire, envuelva una lámina de plástico alrededor de toda la cuna para contener el aire caliente. Mueva al animal hacia el orificio y ajuste el imán. Reducir el isoflurano al 1,5%, lo que resulta en un aumento constante de la respiración a aproximadamente 45 a 50 respiraciones por minuto.Permanecer en este nivel durante la duración de la exploración anatómica. Utilice el escaneo localizador FLASH para asegurarse de que el cerebro esté alineado con el isocentro magnético. Reposicione al animal y repita si es necesario.Ejecute el escaneo localizador RARE de mayor resolución y use esta salida de escaneo para alinear 15 cortes sagitales centrados en todo el cerebro. Usando la rebanada sagital media, alinee la rebanada axial central con la decusación de la comisura anterior, que aparece como una mancha oscura. Anote el desplazamiento de división que se utilizará más adelante en los análisis de estado de reposo.Adquiera 23 cortes utilizando los protocolos axiales FLASH y RARE para ayudar en el registro en un espacio común durante el análisis posterior al escaneo. Shim a través de todo el cerebro usando la secuencia PRESS. Después de completar las exploraciones anatómicas, reduzca el isoflurano a 0.5 a 0.75% ajustando para que la respiración del animal sea de 60 a 65 respiraciones por minuto.Permanezca en este nivel durante al menos 10 minutos antes de comenzar el escaneo en estado de reposo para garantizar la estabilidad. Cuando la fisiología es estable, adquiera una exploración EPI de 15 cortes utilizando el mismo desplazamiento de corte que la serie axial anatómica. Una vez completado cada escaneo de estado de reposo, verifique la calidad utilizando un análisis de componentes independiente para descomponer los datos en componentes espaciales y temporales.Obtenga al menos tres exploraciones de estado de reposo de alta calidad. Cuando se complete la exploración, aumente el isoflurano al 2% y detenga la infusión subcutánea de dexmedetomidina. Retire la cuna del animal del orificio del imán y devuelva al animal al espacio de preparación.Inyecte 0.015 miligramos por kilogramo de la solución diluida de atipamezole en el músculo de la pata trasera de la rata con una aguja de calibre 25. Coloque a la rata de nuevo en la jaula de la casa encima de una almohadilla térmica y controle hasta que el animal sea ambulatorio. Mediante un análisis de componentes independiente, evalúe la estabilidad después de cada exploración en estado de reposo.Aquí se muestra un ejemplo de muy alta estabilidad. Nótese que, espacialmente, los componentes tienen una alta regionalidad. Dentro del curso de tiempo que se muestra en el panel central, la señal es estable y no predecible, lo que es indicativo de la verdadera actividad cerebral.El espectro de potencia en la parte inferior muestra predominantemente frecuencias bajas. Aquí se muestra un componente de ruido del mismo escaneo. Tenga en cuenta la no regionalidad, el curso de tiempo de alta frecuencia y el pico único de alta frecuencia en el espectro de potencia.Los componentes de ruido deben eliminarse durante el análisis posterior al escaneo. Finalmente, este componente proviene de una exploración donde la anestesia no fue estable. El curso de tiempo que se muestra es variable e irregular.Cuando esto sucede, se necesitan mejoras en el protocolo anestésico, comúnmente en el techo del cono de la nariz y la eliminación de gases residuales. La estabilidad del animal, tanto física como fisiológicamente, es clave para obtener datos de estado de reposo de alta calidad. Es imperativo que el animal cumpla con los umbrales fisiológicos establecidos antes de pasar a la siguiente fase de anestesia.Siguiendo esta técnica de supervivencia, la resonancia magnética funcional en estado de reposo se puede utilizar en estudios longitudinales, junto con manipulaciones experimentales, y para explorar modelos de enfermedad. La combinación de dosis bajas de isoflurano con dexmedetomidina utilizada en este protocolo permite una amplia variedad de estudios preclínicos para investigadores interesados en obtener imágenes del cerebro del roedor en su estado de reposo.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Hemos desarrollado un método de traducción simultánea de imágenes de resonancia magnética funcional y de registro electrofisiológico en el cerebro de roedores, proporcionando una plataforma para la investigación de la relación entre la actividad neuronal y el nivel de oxigenación de la sangre depende de (BOLD) señal de resonancia magnética.

FMRI simultánea y electrofisiología en el cerebro de roedores

Fuente: Chiu, S., et al. Imágenes de resonancia magnética con contraste de fase en la arteria carótida común de rata. J. Vis. Exp. (2018). Este video muestra imágenes de resonancia magnética con contraste de fase (PC-MRI) para medir el flujo sanguíneo en la arteria carótida común de una rata. Después de asegurar una rata anestesiada en la cama de resonancia magnética y asegurar parámetros fisiológicos estables, se explora la arteria carótida común para capturar imágenes a intervalos definidos.

 Imágenes de resonancia magnética con contraste de fase para evaluar el flujo sanguíneo en las arterias de una rata

Fuente: Blanc, J., et al. Espectroscopia de resonancia magnética funcional a 7 t en la corteza del barril de rata durante la activación de los bigotes. J. Vis. Exp. (2019)Este video demuestra el método de análisis de los cambios metabólicos en la corteza del barril de rata utilizando espectroscopia de resonancia magnética funcional durante la estimulación de los bigotes. Los espectros de metabolitos de referencia se comparan con los espectros estimulados para detectar el aumento de lactato en...

Espectroscopia de resonancia magnética funcional de la corteza del barril de rata durante la estimulación de bigotes

La tomografía por emisión de positrones en animales pequeños permite la evaluación de los dos principales sustratos energéticos del cerebro: la glucosa y las cetonas. En el presente método, se inyectan secuencialmente 11C-acetoacetato y 18F-fluorodesoxiglucosa en cada animal, y su absorción se mide cuantitativamente en regiones específicas del cerebro determinadas a partir de las imágenes de resonancia magnética.

Un Protocolo de PET-MRI Dual trazador para la medición cuantitativa de la Regional del cerebro Energía Sustratos captación en la rata

Los estudios funcionales del sistema auditivo en los mamíferos que tradicionalmente han llevado a cabo utilizando técnicas espacialmente focalizadas tales como registros electrofisiológicos. El siguiente protocolo describe un método de visualización de los patrones a gran escala de la actividad hemodinámica evocado en la corteza auditiva gato utilizando imágenes de resonancia magnética funcional.

Imágenes funcionales de la corteza auditiva en los gatos adultos el uso de alto campo fMRI

Este protocolo describe un método estándar para imágenes de resonancia magnética funcional simultánea y la estimulación cerebral profunda en el roedor. El uso combinado de estas herramientas experimentales permite la exploración de la actividad aguas abajo mundial en respuesta a la estimulación eléctrica a prácticamente cualquier destino cerebro.

La estimulación cerebral profunda con simultánea fMRI en roedores

El objetivo general de este procedimiento es medir el flujo sanguíneo en la arteria carótida común de rata mediante el uso de resonancia magnética nuclear contraste fase no invasiva.

Fase contraste resonancia magnética en la arteria carótida común de rata

Después de comprobar por sangre oxígeno-nivel-dependiente funcional resonancia magnética (fMRI en negrilla) que el correspondiente barril somatosensorial corteza área (llamado S1BF) está correctamente activado, el principal objetivo de este estudio es cuantificar el contenido de lactato fluctuaciones en los cerebros de rata activado por espectroscopia de resonancia magnética localizada del protón (1H-MRS) en el T.

Espectroscopia de resonancia magnética funcional en 7 T en la corteza del cañón de rata durante la activación de la barba

La resonancia magnética (RM) en perros despiertos sin restricciones es un nuevo método con varias ventajas sobre la imagen con restricción física o química. Este protocolo introduce un método de capacitación rentable que minimiza la capacitación en el entorno de RMN, que puede ser costoso, y maximiza el grupo de asignaturas disponible para la RMN funcional canina.

Perros de entrenamiento para imágenes de resonancia magnética funcional despierta y sin restricciones

Se describe un nuevo procedimiento detallado para la obtención de imágenes funcionales de ratas despiertas con la cabeza fija.

Implantes de cabeza para la neuroimagen de ratas despiertas con la cabeza fija

La adquisición de datos de tomografía dinámica por emisión de positrones (PET) y su reconstrucción en marcos de tiempo permite el análisis de la conectividad metabólica del cerebro a nivel de un solo sujeto. Describimos un método para adquirir datos PET dinámicos de [18F]FDG del cerebro de rata y obtener una matriz de conectividad a través de la extracción de curvas de tiempo-actividad de volúmenes de interés.

Estudio de la conectividad metabólica del cerebro mediante tomografía dinámica por emisión de positrones con 2-desoxi-2-[18F]fluoro-D-glucosa a nivel de un solo sujeto

Aprenda a adquirir datos de resonancia magnética funcional en estado de reposo en ratas utilizando isoflurano y dexmedetomidina. Este protocolo permite obtener imágenes de alta calidad preservando la función de las redes cerebrales.

Adquisición de datos de resonancia magnética funcional en estado de reposo en la rata

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