Name: Protocolo de doble marcado de 5-etinil-2-desoxiuridina/fosfo-histona H3 para el análisis de progresión del ciclo celular en células madre neurales de Drosophila (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-04T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 34 s
Description: Aprende el protocolo de doble marcado EdU/pH3 para analizar el ciclo celular en células madre neurales de Drosophila. Este método permite distinguir fases G1, S y M en cerebros de larvas de tercer instar.

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Este trabajo fue apoyado por fondos de la Fundación Nacional Suiza de Ciencias (subvención del proyecto 31003A_173188; www.snf.ch) y la Universidad de Berna (www.unibe.ch) a BS. Los financiadores no tuvieron ningún papel en el diseño del estudio, la recopilación y el análisis de datos, la decisión de publicar o la preparación del manuscrito.

1. Preparación de reactivos y existencias para el ensayo Click-it EdU
NOTA: Consulte la Tabla de materiales y la Tabla 1 para obtener detalles sobre el kit y los reactivos suministrados con el kit.
<ol><li>Lleve los viales a temperatura ambiente antes de preparar las soluciones.</li>
	<li>Preparar una solución madre de EdU (componente A) de 10 mM añadiendo 2 ml de dimetilsulfóxido (DMSO, componente C). Mezclar bien y conservar a -20 °C.</li>
	<li>Prepare una solución de trabajo de Alexa Fluor 647-azide (componente B) agregando 70μL de DMSO (componente C). Mezclar bien y conservar a -20 °C.</li>
	<li>Prepare una solución 1x de tampón de reacción Click-iT EdU (componente D) mezclando 4 ml de esta solución con 36 ml de agua desionizada. Conservar la solución restante a 2-6 °C.</li>
	<li>Haga un stock 10x (200 mg/mL) del aditivo tampón Click-iT EdU (componente F) agregando 2 mL de agua desionizada. Mezclar bien y conservar a -20 °C.</li>
	<li>Guarde Hoechst 33342 (componente G) a 2-6 °C. Guarde DMSO (componente C) en un desecador a -20 °C. NOTA: Se deben usar guantes para manejar DMSO y Hoechst.</li>
</ol>2. Disección de cerebros larvales de tercer instar e incorporación de EdU
NOTA: El protocolo para las disecciones cerebrales ha sido descrito previamente12. Antes de comenzar las disecciones, asegúrese de que se preparan y descongelan cantidades suficientes de las soluciones de EdU y PFA como se describe en los puntos 2.6 y 3.1.
<ol><li>Prepare 10x solución salina tamponada con fosfato (PBS) agregando 25.6 g Na2HPO4.7H20, 80 g NaCl, 2 g KCl y 2 g KH2PO4 a 1 L de agua desionizada. Ajuste el pH a 7.4 y, posteriormente, prepare una solución 1x en agua desionizada.</li>
	<li>Agregue el medio de disección (SM) de Schneiders a dos depresiones consecutivas de una placa de vidrio de vidrio (3 o 9). Agregue 1x PBS a la siguiente depresión consecutiva.</li>
	<li>Usando un par de fórceps, recoja las larvas errantes del tercer instar y colóquelas en un tejido humedecido con PBS para limpiar los residuos de alimentos para moscas. Coloque la larva en la depresión con PBS y luego en la depresión consecutiva con SM.</li>
	<li>Usando un par de fórceps finos, retire3/4 de la parte inferior del cuerpo de la larva.<ol>
<li>Agarre suavemente los ganchos bucales larvales con un par de fórceps y sostenga la cutícula en el otro extremo con el otro par de fórceps.</li>
		<li>Gire la cabeza de la larva al revés empujando hacia adentro los ganchos de la boca y simultáneamente despegando el tejido en el otro extremo.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Observe el cerebro larvario con discos imaginales adjuntos. Elimine otros tejidos adheridos al cerebro y transfiera el cerebro a la siguiente depresión consecutiva con SM.</li>
	<li>Descongele la solución de stock EdU de 10 mM. Prepare una solución de 100 μM diluyendo este caldo de 10 mM en SM.</li>
	<li>Añadir 100 μL de esta solución EdU+SM de 100 μM en otra depresión en la placa Pyrex. Incubar ~5-10 cerebros disecados en 100 μL de solución EdU+SM de 100 μM durante 2 h a 25 °C. NOTA: Como los NB se dividen una vez en ~ 2 h, este protocolo tiene como objetivo analizar un ciclo celular completo. Solo use cerebros intactos para pasos posteriores. Deseche los cerebros que se dañan durante la disección.</li>
</ol>3. Fijación e inmunotinción
<ol><li>Prepare una solución de paraformaldehído al 4% (PFA) en una campana extractora de humos.<ol>
<li>Añadir 4 g de polvo de paraformaldehído a 80 ml de 1x PBS en un vaso de precipitados colocado en un agitador magnético y calentar a 60 °C. Para disolver el PFA, agregue unas gotas de 1 N NaOH. Compruebe el pH y ajuste a 7.0 con unas gotas de 1 M HCl si es necesario.</li>
		<li>Ajuste el volumen a 100 ml con 1x PBS. Alícuota la solución de PFA y guárdela a 2-6 °C durante un máximo de 1 mes. Agregue detergente no iónico al 0,3% (consulte la Tabla de materiales)a la solución de PFA para una fijación eficiente de tejidos grandes como el cerebro larvario.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Después de la incorporación de EdU, transfiera los cerebros a tubos de microcentrífuga de 0,6 ml que contengan 4% de PFA. Incubar a temperatura ambiente en un nutator durante 15 min. Golpee el tubo en el banco de laboratorio para que los cerebros se asienten en la parte inferior del tubo.</li>
	<li>Retire el PFA y lave 3 veces con PBS + 0.3% detergente no iónico (PBST) a temperatura ambiente. Asegúrese de que cada lavado dure al menos 10 minutos en un nutator. Después del último lavado, retire el PBST, agregue la solución de bloqueo (PBST + 5% de albúmina sérica bovina) e incube durante 30 minutos a temperatura ambiente.</li>
	<li>Diluir el anticuerpo anti-Miranda (1:250) y el anticuerpo anti pH3 (1:200) en PBST (ambos anticuerpos en el mismo tubo). Retire el tampón de bloqueo y agregue la solución de anticuerpos primarios. Incubar durante la noche a 2-6 °C en un nutator. NOTA: Miranda es una proteína de membrana presente en los CB NB. Sirve para identificar estas grandes células redondas en la región CB13.</li>
	<li>Retire la solución primaria de anticuerpos y lávese 3 veces con PBST. Asegúrese de que cada lavado dure 10 minutos en un nutator a temperatura ambiente.</li>
	<li>Prepare la solución de anticuerpos secundarios agregando 1:500 Alexa Fluor 488 anti-Conejo diluido y Alexa Fluor 568 anti-Rata en PBST. Retire el PBST y agregue la solución secundaria de anticuerpos a los cerebros disecados. Incubar durante la noche a 2-6 °C en la oscuridad, en un nutator, y lavar 3 veces con PBST (paso 3.5).</li>
</ol>4. Detección de EdU, tinción de ADN y montaje
<ol><li>Para preparar el cóctel de detección EdU, mezcle los componentes (véase la Tabla 2)en un tubo de 1,5 ml.</li>
	<li>Después del último lavado (paso 3.6), retire pbST y agregue el cóctel de detección de EdU a los cerebros disecados. Incubar a temperatura ambiente en la oscuridad durante 30 min en un nutator. Lavar 2 veces con PBST durante 10 min cada una, en la oscuridad.</li>
	<li>Para la tinción de ADN, diluya Hoechst 33342 (componente G) 1:2.000 en PBST para preparar una solución de 5 μg/ml.</li>
	<li>Retire el PBST después del segundo lavado (paso 4.2) y agregue 500 μL de solución de Hoechst de 5 μg/ml a los cerebros disecados. Incubar en la oscuridad durante 10 min. Retire Hoechst, y lave una vez con PBST durante 10 min.</li>
	<li>Golpee el tubo en el banco del laboratorio y deje que los cerebros se asienten. Retire el PBST del tubo, pero deje atrás solo 50-100 μL.</li>
	<li>Corte el extremo de una punta de micropipeta de 200 μL y transfiera cuidadosamente los cerebros a un portaobjetos de vidrio limpio. Elimine el exceso de PBST de la diapositiva secando con tiras de papel de filtro. Tenga cuidado de no dejar que el papel de filtro toque los cerebros.</li>
	<li>Coloque una gota de medio de montaje soluble en agua y no fluorescente en los cerebros y oriente los cerebros de tal manera que el cordón nervioso ventral se enfrente al tobogán y los lóbulos hacia arriba. Organice los cerebros en un solo archivo para que sea más fácil obtener imágenes de los cerebros en serie.</li>
	<li>Coloque suavemente un cobertor en la parte superior de los cerebros. Coloque el tobogán a 2-6 °C durante la noche. NOTA: El medio de montaje se endurece durante el almacenamiento durante la noche para que no sea necesario sellar la cubierta con esmalte de uñas.</li>
</ol>5. Imágenes
NOTA: Consulte la Tabla de materiales para obtener detalles sobre el microscopio de barrido láser y el objetivo de inmersión en aceite utilizado en este protocolo.
<ol><li>En el software Adquisición, seleccione el objetivo 63x.</li>
	<li>Coloque una gota de aceite de inmersión en la cubierta justo encima de los cerebros montados para que sea más fácil localizar el tejido a través del ocular.</li>
	<li>Usando el canal DAPI/Hoechst 33342, encuentre el cerebro a través del ocular y luego cambie al modo de adquisición en el software.</li>
	<li>Configure 4 canales para obtener imágenes de Hoechst 33342 (DNA), Alexa Fluor 488 (pH3), Alexa Fluor 568 (Miranda) y Alexa Fluor 647 (EdU). Utilice la herramienta de asistente de tinte, que configura automáticamente los láseres de excitación y los filtros de emisión para los tintes seleccionados.</li>
	<li>Establezca el campo de visión de tal manera que abarque todo el lóbulo del cerebro. Imagine todo el volumen del lóbulo cerebral adquiriendo pilas z espaciadas a 0,8 μm de distancia. Almacene todas las imágenes de una sesión de imágenes en un formato de biblioteca *.lif.</li>
</ol>6. Análisis de imágenes
NOTA: Los siguientes pasos describen el análisis de las imágenes adquiridas y cómo clasificar las células en fase G0/G1, fase S, S>G2/M (progresión de S a G2/M) y fase M utilizando el software ImageJ.
<ol><li>Descargue Fiji (Fiji es ImageJ) desde la siguiente URL: https://fiji.sc/. Abra Fiji, luego arrastre y suelte los archivos .lif en Fiji. NOTA: Fiji es una versión de ImageJ que viene preinstalada con varios plugins14. La transferencia de archivos .lif a Fiji abrirá el complemento Bio-formats, que es necesario para procesar los archivos .lif. El complemento Bio-formats también es necesario para abrir archivos de imagen generados a partir de otras marcas de microscopios, por ejemplo, archivos nd2 generados a partir de un microscopio Nikon. Este plugin viene preinstalado con Fiji.</li>
	<li>Seleccione Explorador de datos en la pestaña de visualización de la pila y use la pila virtual en la pestaña de administración de memoria en el complemento de bioformatos. NOTA: Los archivos Lif con pilas z de 8-10 cerebros a menudo tienen un tamaño de 300-400 megabytes. En computadoras con poca RAM, abrir algunos de estos archivos puede agotar rápidamente la RAM disponible en ImageJ y evitar cualquier procesamiento de imágenes adicional. La pila virtual es de "solo lectura", no necesita una gran cantidad de RAM para el procesamiento y es una opción ideal para cargar grandes conjuntos de datos en Fiji.</li>
	<li>Observe la imagen multicanal que se muestra en ImageJ. Cambie el color de los canales desde la barra de menús mediante la herramienta Imagen | color | canales. Observe los NB marcados con Miranda como células redondas grandes en la región CB.</li>
	<li>Dibuje una región de interés (ROI) utilizando la herramienta de elipse sobre cada NB para evitar contar el NB dos veces.<ol>
<li>En la barra de menús de ImageJ,seleccione analizar | herramientas | Gestor de ROI. Marque todos los NB en la sección z actual y presione t después de marcar cada celda.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Una vez que todos los NB en la sección z actual estén marcados, cambie los canales a pH3 y EdU, y cuente manualmente el número de NB positivos para EdU, NB positivos para pH3, NB que se tiñen positivamente tanto para EdU como para pH3, y NB que no se tiñen para ambos marcadores.</li>
	<li>Busque NB en secciones z posteriores, elimine ROI antiguos y agregue rois nuevos para contar NB en diferentes pilas.</li>
	<li>Preparar una hoja de cálculo con las siguientes columnas: 1. EdU- pH3-: esta sección representa las celdas doblemente negativas que se encuentran en la fase G0/G1 del ciclo celular; 2. EdU+: las células de esta categoría han incorporado EdU y están en proceso de replicación del ADN (fase S); 3. EdU+ pH3+: estas células duales positivas han completado la fase S y han progresado a la fase G2 o M; 4. pH3+: estos NB están sufriendo mitosis.</li>
	<li>Calcule los porcentajes de NB presentes en todas las 4 categorías anteriores para cada lóbulo. Prepare un gráfico de barras utilizando el software de hoja de cálculo que muestre los datos agrupados para los porcentajes de NB en cada categoría.</li>
</ol>

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</ol>

Los autores han declarado que no existen intereses contrapuestos.

La incorporación de EdU y su posterior reacción de 'clic' con azida permeable a células presenta ventajas prácticas de esta técnica sobre el método BrdU utilizado anteriormente7. Sin embargo, esta reacción es catalizada por iones Cu(I), y varios colorantes pueden ser inestables en presencia de este catalizador de cobre, como lo aconseja claramente el fabricante del kit Click-it EdU. Cuando se realizaron experimentos de inmunotinción después de ejecutar el paso de detección de EdU, no se observó la...

El ciclo de división celular comprende una fase G1 (primera fase de brecha), una fase replicativa/S, una G2 (segunda fase de brecha) y una fase M (mitótica). Al pasar por estas fases, la célula sufre cambios dramáticos en la transcripción celular, la traducción y la reorganización de la maquinaria citoesquelética1,2. En respuesta a las señales ambientales y de desarrollo, las células pueden dejar de dividirse temporalmente y volverse inactivas (G0) o diferenciarse y dejar de dividirse permanentemente3. Otros escenarios, como el daño al ADN, pueden causar diferenciación prematura o apoptosis3,4. La respuesta a tales señales está mediada por puntos de control del ciclo celular, que actúan como un sistema de vigilancia para garantizar la integridad de los procesos celulares esenciales antes de que la célula se comprometa con la siguiente fase del ciclo de división5. Por lo tanto, los estudios sobre genes que regulan la replicación del ADN, los puntos de control y la maquinaria mitótica deben analizar los posibles defectos de progresión del ciclo celular que pueden ocurrir en las células mutantes o en el derribo de siRNA de estos genes. Además, tales análisis pueden emplearse para probar la salud celular general, así como las respuestas celulares al tratamiento farmacológico.
La 5-bromo-2'-desoxiuridina (BrdU) es un análogo de la timidina que se incorpora al ADN durante la replicación6. Este método se utilizó ampliamente para identificar células en fase S. Sin embargo, las células se someten a duros procedimientos de desnaturalización del ADN para permitir la detección de BrdU mediante el uso de anticuerpos anti-BrdU6. Este tratamiento severo puede dañar los epítopos celulares e impedir una mayor caracterización de la muestra a través de la inmunotinción. La incorporación de EdU y la posterior detección mediante una "reacción de clic" catalizada por cobre con colorantes de azida pequeños, permeables a las células y marcados fluorescentemente elimina la necesidad de procedimientos de desnaturalización severos7. Este método, por lo tanto, surgió como una alternativa más práctica a la incorporación de BrdU.
Además, pH3 se ha descrito como un marcador fiable para las células de fase mitóticas/M8. La histona H3 es una proteína histona central asociada al ADN que se fosforila alrededor de la fase G2 tardía a la fase M temprana y se desfosforila hacia el final de la anafase8. Se pueden utilizar varios anticuerpos comerciales para detectar pH3 utilizando protocolos estándar de inmunotinción. Por lo tanto, la tinción dual de EdU y pH3 permitiría la detección de células en fase S y fase M. Además, las células en la fase G1 y G2 temprana no se tiñen positivamente para ninguno de los marcadores.
Las células madre neurales o neuroblastos (NB) de Drosophila ofrecen un modelo de células madre bien caracterizado en el que las células se dividen asimétricamente para producir una NB autorrenovadora idéntica y una célula madre ganglionar (GMC), que está destinada a la diferenciación9. Además, varias herramientas genéticas y anticuerpos específicos de NB hacen que este sistema sea adecuado para la manipulación genética y las imágenes de células vivas. En consecuencia, varios estudios han utilizado NB para estudiar genes que regulan las divisiones asimétricas y la determinación del destino celular9. Existen distintas poblaciones de NB en el cerebro central (CB) y el lóbulo óptico (OL) del cerebro larvario9; Se utilizaron NB CB para el estudio actual. Estas terceras larvas de CB NB son células grandes que también son adecuadas para estudiar los factores que regulan el ensamblaje del huso mitótico. Un protocolo para analizar los defectos de progresión del ciclo celular sería una herramienta vital en tales estudios.
Los protocolos publicados anteriormente empleaban kits comerciales, como Click-iT EdU Alexa Fluor Cell Proliferation Kit, que proporcionan varios componentes de reacción y colorantes de azida etiquetados con una variedad de tintes Alexa Fluor para la incorporación y detección de EdU10. Sin embargo, los reactivos suministrados con tales kits no son compatibles con algunas etiquetas fluorescentes que a menudo se usan con anticuerpos secundarios. Este kit de detección EdU (Click-iT EdU Alexa Fluor Cell Proliferation Kit suministrado con el colorante de azida conjugada Alexa Fluor 647) se probó en NB larvales de Drosophila tercer instar, y se intentó la tinción conjunta con anticuerpos contra pH3 y Miranda, un marcador para NB. Además, se utilizaron anticuerpos secundarios marcados con Alexa Fluor 568 o Cy3 para la detección del etiquetado de Miranda en la membrana plasmática denbs 11. Sin embargo, la intensidad esperada de la señal y el patrón de tinción (resultados no publicados) no se observaron con estos anticuerpos secundarios cuando se realizó la inmunotinción después de la detección de EdU.
Para la incorporación de EdU, el protocolo descrito por Daul y sus colegas requirió la alimentación de las larvas con medio Kankel-White mezclado con EdU y azul de bromofenol (BPB)10. Las larvas se alimentaron de los alimentos con picos de EdU y BPB, que se podían ver por su color azul al ingerirlos en el intestino larvario. Aunque este método se utilizó para la incorporación de EdU en mms19 pérdida de función(Mms19P)tercera larva instar, las larvas mms19P aparentemente no se alimentaron ya que apenas se detectó color azul en el intestino larvario (resultados no publicados). Las larvas de Mms19P muestran deformidades drásticas del desarrollo y eventualmente se detienen en la tercera etapa de instar. Esto puede afectar de alguna manera el comportamiento de alimentación de las larvas de la tercera instar y hacer que el protocolo de alimentación EdU no sea adecuado para tales casos.
Después de estudiar la literatura disponible y trabajar extensamente en la estandarización de pasos esenciales, se propuso un enfoque alternativo para el doble etiquetado EdU / pH3 en Drosophila NBs, que no requiere alimentar EdU a las larvas. Un estudio previo empleó tinción dual EdU/pH3 para analizar el ciclo celular en NB, pero no presentó un protocolo detallado4. Esto presenta un obstáculo innecesario para los laboratorios que intentan implementar este método. Además, evaluar la compatibilidad de varios reactivos con el kit EdU y realizar una mayor optimización puede ser un proceso que consume mucho tiempo. Este artículo presenta un protocolo paso a paso que cubre la incorporación de EdU en cerebros larvales disecados e inmunotinción con anticuerpos anti-pH3, seguido de microscopía confocal y análisis de imágenes para asignar NB a cuatro categorías distintas: fase G0 / G1, fase S, S>G2 / M (progresión de S a G2 / M) y fase M. Se describen los pasos que necesitan optimización y se proporcionan consejos para el análisis de imágenes de grandes conjuntos de datos. Además, se analiza la lectura de EdU/pH3 en NB de tipo salvaje y se compara con los NB mms19P, que recientemente se informó que mostraban un retraso en el ciclo celular11.

<table><tbody><tr><td><culata fuerte>mosca</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>P{EPgy2}Mms19EY00797/TM3, Sb1 Ser1 (Mms19p)</td><td>Bloomington stock center</td><td>#15477</td><td>Inserción del elemento P en el tercer exón de Mms19</td></tr><tr><td>&nbsp;+; Mms19::eGFP, Mms19p</td><td>Proteína</td><td>Mms19 marcada internamente con eGFP expresada en Mms19p fondo</td>w1118Bloomington stock center#3605 stock de tipo salvaje (w;+;+)Anticuerpos primarios Dilución Rata anti-Miranda Abcam Ab197788 1/250 Conejo anti-pH3 Señalización celular 9701 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>1/200</td></tr><tr><td><fuerte>Anticuerpos secundarios</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cabra anti-Rata Cy3</td><td>Jackson Immuno</td><td>112-165-167</td><td>1/150</td></tr><tr><td>Cabra anti-Rata Alexa Fluor 568</td><td>Invitrogen</td><td>A11077</td><td>1/500</td></tr><tr><td>Cabra anti-Conejo Alexa Fluor 488</td><td>Invitrogen</td><td>A27034</td><td>1/500</td></tr><tr><td><fuerte>Reactivo/Kit</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aqua Poly Poly/Mount medio</td><td>de montaje Polysciences Inc</td><td>18606-20</td><td></td></tr><tr><td>Kit de incorporación Click-it EdU, Alexa Flour 647</td><td>Thermo Fischer Scientific</td><td>C10340</td><td></td></tr><tr><td>Schneider' s Drosophila medium</td><td>Thermo Fischer Scientific</td><td>21720-024</td><td></td></tr><tr><td>Albúmina sérica bovina (BSA) fracción V</td><td>Merck</td><td>10735078001</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Fischer Scientific</td><td>9002-93-1</td><td>detergente no iónico</td></tr><tr><td>Software</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fiji (Imagej)</td><td>https://imagej.net/Fiji</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Leica Application Suite (LAS X)</td>Software de almohadilla gráfica PRISM de <td>Leica microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>Versión 5</td><td></td></tr><tr><td>Microsoft Excel</td><td>Microsoft Office</td><td>2016</td><td></td></tr><tr><td>EquipmentMicroscopio</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>confocal de barrido láser Leica TCS SP8 con inmersión en aceite 63x, objetivo</td><td></td><td></td><td></td> plan-apocromático de 1,4 NA</tr><tr><td><fuerte>Materiales</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aqua Poly/Medio de montaje</td><td></td><td></td><td>de montaje soluble en agua, no fluorescente Placa</td></tr><tr><td></td><td></td><td></td>puntual de<td>vidrio de depresión Pyrex 3 o 9</td></tr><tr>Papel <td></td><td></td><td></td>de<td>filtro Whatman</td></tr></tbody></table>

protocolo de doble marcado de 5-etinil-2'-desoxiuridina/fosfo-histona h3 para el análisis de progresión del ciclo celular en células madre neurales de drosophila

5-Ethynyl-2'-Deoxyuridine/Phospho-Histone H3 Dual-Labeling Protocol for Cell Cycle Progression Analysis in Drosophila Neural Stem Cells

El análisis de progresión del ciclo celular in vivo se realiza rutinariamente en estudios sobre genes que regulan la mitosis y la replicación del ADN. La 5-etinil-2'-desoxiuridina (EdU) se ha utilizado para investigar la progresión replicativa/fase S, mientras que los anticuerpos contra la fosfo-histona H3 se han utilizado para marcar núcleos y células mitóticas. Una combinación de ambas etiquetas permitiría la clasificación de las fases G0/G1 (fase Gap), S (replicativa) y M (mitótica) y serviría como una herramienta importante para evaluar los efectos de los derribos de genes mitóticos o mutantes nulos en la progresión del ciclo celular. Sin embargo, los reactivos utilizados para marcar las células marcadas con EdU son incompatibles con varias etiquetas fluorescentes de anticuerpos secundarios. Esto complica la inmunotinción, donde se utilizan anticuerpos primarios y secundarios marcados para marcar las células mitóticas con pH3 positivo. Este artículo describe un protocolo paso a paso para el etiquetado dual de EdU y pH3 en células madre neurales larvales de Drosophila, un sistema utilizado ampliamente para estudiar los factores mitóticos. Además, se proporciona un protocolo para el análisis y cuantificación de imágenes para asignar células etiquetadas en 3 categorías distintas, G0 / G1, S, S>G2 / M (progresión de S a G2 / M) y M fases.

El cerebro larvario bilobulado de Drosophila tercer instar se ha utilizado como sistema modelo para estudiar los procesos celulares y de desarrollo fundamentales9. El objetivo del presente estudio fue presentar un protocolo para el análisis de la progresión del ciclo celular en NB marcados con EdU y pH3 de la región CB(Figura 1). Los CB NB se subdividen en tipo I y tipo II, y muestran el patrón de división asimétrica característico9. C...

El análisis del ciclo celular con etiquetado de 5-etinil-2'-desoxiuridina (EdU) y fosfo-histona H3 (pH3) es un procedimiento de varios pasos que puede requerir una optimización extensa. Aquí, presentamos un protocolo detallado que describe todos los pasos para este procedimiento, incluido el análisis de imágenes y la cuantificación para distinguir las células en diferentes fases del ciclo celular.

Protocolo de doble marcado de 5-etinil-2'-desoxiuridina/fosfo-histona H3 para el análisis de progresión del ciclo celular en células madre neurales de Drosophila

In vivo cell cycle progression analysis is routinely performed in studies on genes regulating mitosis and DNA replication. 5-Ethynyl-2'-deoxyuridine (EdU) ...

En este protocolo, no solo proporcionamos una explicación detallada de cada paso de la incorporación de EDU y la inmunotinción, sino que también explicamos la adquisición de imágenes, el procesamiento de imágenes y proporcionamos algunos consejos para analizar grandes conjuntos de datos. Esta técnica permite la asignación de células en fases G1, S y M. Esto será particularmente útil para el análisis del ciclo celular en estudios sobre no mutaciones que afectan a genes mitóticos.Esperaríamos que las personas luchen durante dos o tres meses si no tienen conocimientos previos o experiencia con esta técnica. Para comenzar, agregue el medio de disección de Schneider o SM a dos depresiones consecutivas de una placa de punto brillante y agregue PBS a la depresión posterior. Usando un par de fórceps, recoja las larvas errantes del tercer instar y colóquelas en un tejido con PBS para limpiar los residuos de alimentos para moscas.Coloque la larva en la depresión con PBS seguido de la depresión consecutiva que contiene SM. A continuación, bajo un microscopio de disección, use fórceps finos para eliminar tres cuartas partes de la parte inferior del cuerpo de la larva. Luego agarre suavemente los ganchos bucales larvales con un par de fórceps y sostenga la cutícula del otro extremo con el otro par de fórceps. Gire la cabeza de la larva al revés empujando los ganchos de la boca hacia adentro y simultáneamente despegando el tejido en el otro extremo.Observe el cerebro larvario con discos imaginales adjuntos. Elimine otros tejidos unidos al cerebro y transfiera el cerebro a la posterior depresión consecutiva con SM. Agregue 100 microlitros de solución micromolar EDU SM de 100 a otra depresión en la placa Pyrex e incube aproximadamente de 5 a 10 cerebros disecados en esta solución durante 2 horas a 25 grados Centígrados. Después de la fijación y la inmunotinción, elimine el PBST y agregue el cóctel de detección de EDU a los cerebros disecados.Luego incube a temperatura ambiente en la oscuridad en un castrativo. Después de 30 minutos, lave las muestras dos veces con PBST durante 10 minutos por lavado en la oscuridad. Para la tinción de ADN, prepare 5 microgramos por mililitro de solución Hoechst 33342.Retire el PBST después del segundo lavado y agregue 500 microlitros de la solución de Hoechst a los cerebros disecados, luego incube en la oscuridad. Después de 10 minutos, retire el Hoechst y lave las muestras con PBST durante 10 minutos. Golpee el tubo en el banco del laboratorio y deje que los cerebros se asienten.Retire el PBST del tubo, dejando atrás de 50 a 100 microlitros. Corte el extremo de una punta de micropipeta de 200 microlitros y úsela para transferir los cerebros a un portaobjetos de vidrio limpio. Elimine el PBST de acceso de la diapositiva borrándola con tiras de papel de filtro.No deje que el papel de filtro toque los cerebros. Coloque una gota de un medio de montaje soluble en agua y no fluorescente en los cerebros y oriente los cerebros de tal manera que el cordón nervioso ventral se enfrente al tobogán y los lóbulos hacia arriba. Organice los cerebros en un solo archivo para que sea más fácil obtener imágenes de los cerebros en serie.Coloque suavemente un resbalón de cubierta en la parte superior del cerebro e incube el tobogán durante la noche a 2 a 6 grados centígrados. Desde el software de adquisición seleccione el objetivo de 63 veces. Coloque una gota de aceite de inmersión en el resbalón de la cubierta justo encima de los cerebros montados para facilitar la localización del tejido a través del ocular.Usando el canal dappy Hoechst 33342, encuentre el cerebro a través del ocular y luego cambie al modo de adquisición en el software. Configure 4 canales para obtener imágenes de Hoechst 33342, Alexa floor 4 8 8, Alexa floor 5 6, 8 y Alexa floor 6 4 7. Utilice la herramienta asistente de tinte para configurar automáticamente los láseres de excitación de tintes y los filtros de emisión seleccionados.Establezca el campo de visión, de modo que abarque todo el lóbulo del cerebro. Imagine todo el volumen del lóbulo cerebral adquiriendo este impuesto espaciado 0,8 micras de distancia. Almacene todas las imágenes de una sesión de imágenes en un formato de biblioteca de puntos L I F.Para el análisis de imágenes, abra Fiji, luego arrastre y suelte los archivos LIF en Fiji. Seleccione el navegador de datos en la pestaña de visualización de la pila y use la pila virtual desde la pestaña de administración de memoria en el complemento de formatos biológicos. Observe la imagen multicanal que se muestra en la imagen J.Cambie el color de los canales desde la barra de menús, utilizando la herramienta imagen, color y canales.Y monitoree los neuroblastos marcados con Miranda, que aparecen como células redondas grandes en la región central del cerebro. Dibuje una región de interés usando la herramienta de elipse sobre cada neuroblasto para evitar contar el neuroblasto dos veces. En la barra de menús de la imagen J, seleccione analizar, herramientas y administrador de ROI.Marque todos los neuroblastos en la sección Z actual y presione T después de marcar cada célula. Una vez que todos los neuroblastos en la sección Z actual estén marcados, cambie los canales a pH3 y EDU y cuente manualmente el número de neuroblastos EDU positivos, neuroblastos positivos de pH3, neuroblastos positivos de EDU y pH3, y neuroblastos que no se tiñen para ninguno de los marcadores. Busque neuroblastos y secciones Z posteriores, elimine ROI antiguos y agregue nuevos ROI para contar neuroblastos en diferentes pilas.Prepare una hoja de cálculo y calcule los porcentajes de neuroblastos presentes en las cuatro categorías para cada lóbulo. Prepare un gráfico de barras utilizando el software de hojas de cálculo, mostrando los datos de las agrupaciones para los porcentajes de neuroblastos en cada categoría. Aquí se muestran los neuroblastos cerebrales centrales de los cerebros larvales del tercer instar marcados con Miranda, EDU y pH3.Las células se asignaron a las fases G1/G0, S, SG2/M y M. En el análisis edu de pH3, se encontró una proporción significativamente mayor de MMS19, pérdida de neuroblastos funcionales en la fase M en comparación con los neuroblastos de tipo salvaje. La expresión MMS19:eGFP en el fondo de pérdida de función MMS19 rescató la proporción de células en fase M a niveles de tipo salvaje.Es importante no usar cerebros dañados para los pasos posteriores. Y la solución para la disfunción eréctil debe prepararse recién antes de comenzar las disecciones. Este activo se puede utilizar como un cribado inicial rápido para identificar defectos en fases específicas del ciclo celular.Esto podría ser seguido por un análisis más detallado de una fase en particular.

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La administración de dos análogos de timidina, edu y BrdU, en ratones embarazada permite el análisis de la progresión del ciclo celular en células progenitoras neurales y en el cerebro de ratón embrionario. Este método es útil para determinar los efectos del estrés genotóxico, incluyendo la radiación ionizante, durante el desarrollo del cerebro.

La evaluación de la progresión del ciclo celular de la madre neurales y células progenitoras en el cerebro en desarrollo del ratón después de estrés genotóxico

La inmunotinción es una técnica eficaz para visualizar tipos específicos de células y proteínas dentro de los tejidos. Al utilizar la sonicación, el protocolo descrito aquí alivia la necesidad de diseccionar tejidos de Drosophila melanogaster de embriones y larvas en fase avanzada antes de la inmunotinción. Proporcionamos una metodología eficiente para la inmunotinción de larvas enteras fijadas en formaldehído.

La sonicación-facilitado Inmunofluorescencia tinción de etapa tardía embrionario y larval<em&gt; Drosophila</em&gt; Tejidos<em&gt; In Situ</em

Este protocolo describe cómo generar una línea celular de Drosophila S2 que es sensible a los inhibidores de moléculas pequeñas de kinesina-5. También se describe el uso de estas células en un ensayo de corrección de errores basado en células.

Generación de un &quot;humanizado&quot;<em&gt; Drosophila</em&gt; S2 Línea Celular Sensible a farmacológico Inhibición de la Kinesin-5

Células de mostrar diferentes morfologías y establecen una variedad de interacciones con sus vecinos. Este protocolo describe cómo revelar la morfología de las células y para investigar la interacción célula-célula mediante el bien establecido sistema de expresión de Gal4/UAS.

Aplicación de la técnica de FlpOut MultiColor para estudiar morfología unicelular de alta resolución y las interacciones de la célula de Glia en Drosophila

Este protocolo tiene como objetivo visualizar agregados de heterocromatina en células de Politeno de Drosophila.

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Describimos dos protocolos complementarios para determinar con precisión la duración de la fase S en S. cerevisiae utilizando EdU, un análogo de la timidina, que se incorpora in vivo y se detecta mediante química Click por microscopía y citometría de flujo. Permite la fácil caracterización de la duración de la replicación del ADN y los defectos de replicación pasados por alto en los mutantes.

Determinación de la duración de la fase S mediante la incorporación de 5-etinil-2'-desoxiuridina en Saccharomyces cerevisiae

El siguiente protocolo presenta la detección de focos de ADN monocatenario en la fase G1 del ciclo celular utilizando la sincronización del ciclo celular seguida de la tinción inmunofluorescente de RPA2.

Visualización de focos de ADN monocatenario en la fase G1 del ciclo celular

Aquí, proporcionamos un protocolo detallado para realizar imágenes en vivo de la división asimétrica de las células madre de la línea germinal (GSC) en el nicho ovárico de Drosophila. Utilizamos una línea transgénica que expresa de forma ubicua una fusión de proteína verde fluorescente (GFP) de la proteína espectrosómica Par-1.

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La hibridación in situ iterativa de fluorescencia asistida por expansión (EASI-FISH) es una técnica robusta que combina la microscopía de expansión con la hibridación in situ de fluorescencia (FISH) para detectar la expresión de múltiples genes en tejido grueso. Este protocolo describe los avances recientes en el método y su adaptación para etiquetar el sistema nervioso central intacto de Drosophila.

Detección múltiple de la expresión génica en el cerebro intacto de Drosophila mediante hibridación in situ de fluorescencia iterativa asistida por expansión

Aprende el protocolo de doble marcado EdU/pH3 para analizar el ciclo celular en células madre neurales de Drosophila. Este método permite distinguir fases G1, S y M en cerebros de larvas de tercer instar.

Protocolo de doble marcado de 5-etinil-2-desoxiuridina/fosfo-histona H3 para el análisis de progresión del ciclo celular en células madre neurales de Drosophila (Video) | JoVE Journal

Protocolo de doble marcado de 5-etinil-2'-desoxiuridina/fosfo-histona H3 para el análisis de progresión del ciclo celular en células madre neurales de Drosophila

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