Name: Un modelo escalable para estudiar los efectos de la lesión por fuerza contundente en peces cebra adultos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-05-31T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 13 s
Description: Aprende a inducir lesiones por fuerza contundente en peces cebra adultos usando el modelo Marmarou modificado. Este método escalable permite estudiar patologías y mecanismos de regeneración neuronal tras traumatismos craneoencefálicos de distinta severidad.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Los autores desean agradecer a los miembros del laboratorio Hyde por sus discusiones reflexivas, a los técnicos del Centro de Ciencias de la Vida Freimann para el cuidado y la cría del pez cebra, y al Núcleo de Microscopía Óptica / NDIIF de la Universidad de Notre Dame por el uso de instrumentos y sus servicios. Este trabajo fue apoyado por el Centro de Investigación del Pez Cebra de la Universidad de Notre Dame, el Centro de Células Madre y Medicina Regenerativa de la Universidad de Notre Dame, y subvenciones del Instituto Nacional del Ojo de NIH R01-EY018417 (DRH), el Programa de Becas de Investigación de Posgrado de la Fundación Nacional de Ciencias (JTH), LTC Neil Hyland Fellowship de Notre Dame (JTH), Sentinels of Freedom Fellowship (JTH), y la Beca Pat Tillman (JTH).

El pez cebra se crió y mantuvo en las instalaciones de Notre Dame Zebrafish en el Centro de Ciencias de la Vida Freimann. Los métodos descritos en este manuscrito fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales de la Universidad de Notre Dame.
1. Paradigma de la lesión cerebral traumática
<ol><li>Agregue 1 ml de 2-fenoxietanol a 1 L de agua del sistema (60 mg de Instant Ocean en 1 L de agua ro desionizada).</li>
	<li>Prepare un tanque de recuperación aireado que contenga 2 L de agua del sistema a temperatura ambiente.</li>
	<li>Seleccione el peso deseado del rodamiento de bolas y la longitud y el diámetro deseados de los tubos de acero / plástico y determine la energía y la fuerza de impacto. NOTA: El tubo debe tener un diámetro interior que permita el paso del rodamiento de bolas sin cambiar su trayectoria o velocidad de movimiento.<ol>
<li>Determinar la energía cinética tras el impacto: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/62709/62709eq01.jpg"> Donde, KE = energía cinética, m = masa (en kg), g = fuerza gravitacional, h = altura (en m) desde el punto de caída hasta el pez. NOTA: Esto proporciona energía cinética en J. Multiplique el valor por 1,000 para determinar mJ. KE se basa en un objeto de aceleración, que ocurre cuando el rodamiento de bolas se deja caer desde una posición estacionaria.</li>
		<li>Genere una LCT suave (miTBI) utilizando tubos de acero/plástico de 7,62 cm de largo que terminan a 1,5 cm por encima de la placa en el cráneo del pez cebra (distancia total de 9,1 cm) y un rodamiento de bolas de 1,5 g (6,4 mm de diámetro). Estos producen una energía cinética de 1,33 mJ. Este daño se decidió empíricamente que era equivalente a un miTBI basado en marcadores clave de TBI fisiopatológicos, como lesión vascular, formación de hematomas subdurales / intracerebrales, muerte celular neuronal y deficiencias cognitivas que recapitularon en gran medida lo que se informó en la población humana de una manera dependiente de la gravedad.</li>
		<li>Calcular la energía cinética miTBI = <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/62709/62709eq02.jpg">
</li>
		<li>Genere un TBI moderado (moTBI) utilizando tubos de acero /plástico de 12,7 cm de largo que terminan a 1,5 cm por encima de la placa en el cráneo del pez cebra (distancia total 14,2 cm) y un rodamiento de bolas de 1,5 g (6,4 mm de diámetro) que produce una energía cinética de 2,08 mJ.</li>
		<li>Calcular la energía cinética moTBI = <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/62709/62709eq03.jpg">
</li>
		<li>Genere una LCT severa (sTBI) utilizando tubos de acero /plástico de 7,62 cm de largo que terminan a 1,5 cm por encima de la placa en el cráneo del pez cebra (distancia total de 9,1 cm) y un rodamiento de bolas de 3,3 g (8,38 mm de diámetro) que produce una energía cinética de 2,94 mJ.</li>
		<li>Calcular la energía cinética sTBI = <img alt="Equation 4" src="/files/ftp_upload/62709/62709eq04.jpg">
</li>
	</ol></li>
	<li>Llene una placa de Petri con arcilla de modelado (Figura 1, paso 1) y use un instrumento contundente (es decir, la parte posterior de un par de pinzas) para crear una plataforma elevada (5 cm x 1,5 cm) con arcilla de modelado adicional (Figura 1, paso 2).<ol>
<li>Use una hoja de afeitar para dividir la plataforma elevada longitudinalmente en dos mitades aproximadamente iguales (Figura 1, paso 3, línea discontinua roja). Forme las dos mitades en un canal que se adapte a la longitud de un pez adulto (Figura 1, paso 4). Use arcilla adicional para construir paredes que aseguren ~ 2/3 del cuerpo del pez, dejando la cabeza expuesta.</li>
		<li>Moldee un pequeño soporte en la región de la cabeza expuesta perpendicular a las paredes para apoyar la cabeza para evitar la rotación o retroceso de la cabeza en caso de lesión (Figura 1, paso 4). NOTA: El canal debe ser lo suficientemente profundo como para soportar a los peces en una posición dorsal hacia arriba, pero aún así debe permitir que la cabeza descanse por encima de la arcilla circundante. Además, el soporte de la cabeza debe seguir la curvatura natural de los peces, apoyando la mandíbula inferior y las branquias.</li>
		<li>Asegúrese de que el peso caído no se vea obstaculizado por los lados del canal (Figura 1, paso 4).</li>
	</ol></li>
	<li>Cree un disco de acero de 3 mm de diámetro utilizando un mini taladro y un parpadeo de acero de 22 g. Cada disco se puede utilizar varias veces.</li>
	<li>Anestesiar un pez colocándolo en un vaso de precipitados con 50-100 mL de 1:1000 (1 mL/1 L, 0.1%) 2-fenoxietanol hasta que no responda al pellizco de la cola.</li>
	<li>Coloque el pez, dorsal hacia arriba, sobre el molde de arcilla dentro del canal para que el cuerpo esté asegurado a los lados y coloque un disco de acero de 3 mm y 22 g en la cabeza, centrado sobre el punto de impacto deseado (Figura 1, paso 5).<ol>
<li>Asegúrese de que el pez esté alineado lo más perpendicularmente posible para evitar que su cabeza se incline hacia un lado, lo que podría causar un impacto desigual.</li>
	</ol></li>
	<li>Asegure el tubo de acero / plástico, utilizando un soporte de anillo estándar y una abrazadera de brazo, de modo que la parte inferior del tubo esté a 1,5 cm por encima de la cabeza del pez cebra (Figura 1, paso 6). Asegúrese de que el tubo esté recto.<ol>
<li>Mire hacia abajo en el tubo y asegúrese de que el tubo esté alineado por encima de la placa de acero.</li>
	</ol></li>
	<li>Deje caer el rodamiento de bolas (1,5 g para LCT leve y moderada, y 3,3 g para LCT grave) desde una altura predeterminada (descrita en los pasos 1.3.3-1.3.5) por el tubo sobre la placa de acero ubicada sobre la región neuroanatómica de interés deseada (por ejemplo, cerebelo, Figura 1, paso 5) para producir la LCT de fuerza contundente para la gravedad deseada de la lesión. Coloque a los peces heridos en un tanque de recuperación para ser monitoreados. NOTA: Dependiendo de la gravedad de la lesión, puede ocurrir mortalidad o convulsiones tónico-clónicas. Si los peces no responden durante un período prolongado de tiempo después de la LCT, use una pipeta de transferencia o fórceps para administrar un pellizco de cola y evaluar una respuesta al dolor.</li>
</ol>2. Puntuación de las convulsiones post-LCT en el pez cebra adulto
<ol><li>Anestesiar y lesionar a los peces de acuerdo con el protocolo de lesiones descrito en la sección 1 y colocar los peces heridos en un tanque de recuperación aireado de 2 L de agua del sistema.</li>
	<li>Observe a los peces en busca de signos de convulsiones postraumáticas que comiencen inmediatamente después de ser colocados en el tanque de recuperación. Establezca un tiempo de observación (es decir, 1 h) y registre toda la actividad convulsiva, incluida la puntuación de las convulsiones (que se describe a continuación), la duración de cada convulsión y el porcentaje de peces que experimentaron convulsiones (Figura 2A). NOTA: Las convulsiones pueden ocurrir inmediatamente después de la lesión, así como horas o días después de una LCT. Las convulsiones pueden persistir a largo plazo y un solo pez puede tener múltiples convulsiones. Establecer un tiempo de observación de 1 h o más producirá una buena representación de la tendencia general de las tasas de incautación.</li>
	<li>Puntúe a los peces utilizando las pautas de Mussulini18 para los fenotipos de convulsiones de pez cebra adulto. NOTA: Sin el uso del software de seguimiento, es difícil evaluar los puntajes de convulsiones por debajo de 3 de manera imparcial. Por lo tanto, solo se deben registrar los puntajes de incautación de 3 o más cuando la evaluación se realiza sin software.</li>
</ol>3. Disección cerebral
<ol><li>Sacrificar a los peces en una solución de 2-fenoxietanol 1:500 (2 ml/1 L, 0,2%), hasta que cesen los movimientos branquiales y no sean reactivos al pellizco de la aleta, en el punto final deseado.</li>
	<li>Llene una placa de Petri con arcilla de modelado y cree una pequeña cavidad para apoyar el cuerpo durante la disección.</li>
	<li>Coloque el pez, dorsal hacia arriba, en el molde de arcilla. Coloque un pasador de disección a través de la línea media hasta la mitad del cuerpo del pez y un segundo pasador ~ 5 mm detrás de la base de la cabeza.</li>
	<li>Bajo un microscopio de luz de disección, corte sin rodeos el nervio óptico con un par de fórceps Dumont # 5 y retire los ojos (Figura 2A).</li>
	<li>Orientar el pez para que el extremo rostral esté más lejos al mirar a través del microscopio (Figura 2B). NOTA: Los siguientes pasos son para personas diestras. Las personas zurdas pueden preferir realizar los siguientes pasos en una orientación reflejada.</li>
	<li>Use pinzas # 5 para colocar lentamente un extremo de las pinzas debajo de la placa parietal derecha, haciendo una acción deliberada de tijera moviéndose hacia el extremo rostral y retire las placas parietal y frontal derecha (Figura 2C).<ol>
<li>Mantenga los fórceps en un ángulo de 45 ° o menos para evitar penetrar en el cerebro durante la disección.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Gire el pez 90° en el sentido de las agujas del reloj. Coloque un extremo de las pinzas # 5 debajo de la placa parietal izquierda y use el mismo movimiento de tijera para eliminar las placas parietal y frontal izquierda que exponen todo el aspecto dorsal del cerebro (Figura 2D, E).</li>
	<li>Transecte sin rodeos el maxilar con fórceps #5. Conservar los bulbos olfativos y no dañarlos si esta es la región de interés.</li>
	<li>Retire el opáculo derecho, el preopercle, el interopercle y el subópercle con fórceps #5 (Figura 2F).</li>
	<li>Reseque sin rodeos la musculatura en el extremo caudal de la abertura del calvario usando pinzas # 5, exponiendo la médula espinal.</li>
	<li>Transecte sin rodeos la médula espinal con fórceps # 5. Coloque cuidadosamente los fórceps debajo del cerebro y retire suavemente el cerebro del calvario. NOTA: Nunca pellizque el cerebro. Use fórceps para "acunar" el cerebro o resecar caudalmente y utilice la médula espinal expuesta como un punto de pellizco para maniobrar el cerebro.</li>
	<li>Fije los cerebros eliminados en 9 partes 100% etanol a 1 parte 37% formaldehído durante la noche a 4 ° C en una plataforma basculante.</li>
</ol>4. Estudios de edema en el cerebro del pez cebra
<ol><li>Anestesiar y lesionar a los peces de acuerdo con el protocolo de lesiones descrito en la sección 1 y permitir que los peces se recuperen en un tanque de recuperación hasta que comiencen a nadar libremente.</li>
	<li>Coloque el pescado de nuevo en las condiciones normales de alojamiento después de la lesión durante 1 día.</li>
	<li>Sacrificar los peces en 1:500 2-fenoxietanol, después de que haya transcurrido el tiempo.</li>
	<li>Diseccionar todo el cerebro o la región de interés de acuerdo con el protocolo descrito en la sección 3 y colocar el cerebro inmediatamente en un pequeño bote de pesaje. NOTA: Tenga cuidado al transferir el cerebro, usando fórceps finos para colocarlo suavemente en el bote de pesaje sin apuñalar o raspar el cerebro, lo que podría resultar en la pérdida de tejido.</li>
	<li>Etiqueta (con el grupo de lesiones y el número de cerebros) y tara un pequeño bote de pesaje de secado adicional en una báscula. Utilice una báscula con la capacidad de medir un mínimo de 0,001 g para obtener una medición precisa.</li>
	<li>Transfiera el cerebro al bote de pesaje de secado de alquitranes y registre el peso húmedo del cerebro. Oriente los cerebros para que se acuesten planos en el bote de pesaje con el lado dorsal hacia arriba.</li>
	<li>Coloque el bote de pesaje y el cerebro de secado en un horno de hibridación a 60 ° C durante 8 h.</li>
	<li>Después del secado, el cerebro puede adherirse al bote de pesaje de secado y puede ser difícil de quitar y transferir a un nuevo bote de pesaje pequeño alquitranado. Evite pellizcar el cerebro con fórceps, ya que esto podría provocar daños en el cerebro seco y pérdida de tejido. En su lugar, pellizque las pinzas finas juntas y, comenzando en el lado ventral del cerebro, tome una cuchara en un movimiento hacia arriba.</li>
	<li>Determinar el contenido de agua de cada cerebro utilizando la fórmula (Figura 4): <img alt="Equation 5" src="/files/ftp_upload/62709/62709eq05.jpg">
</li>
</ol>5. Etiquetado de la proliferación celular a través del neuroeje y preparación de tejido fijo.
<ol><li>Preparar 10 mM 5-etinil-2'-desoxiuridina (EdU) en 2 mL de ddH2O.</li>
	<li>Anestesiar de 3 a 4 peces a la vez en 50-100 mL de 1:1000 (1 mL/1 L, 0,1%) 2-fenoxietanol hasta que los peces no respondan al pellizco de la cola, en el punto de tiempo deseado después de la lesión (utilizando el protocolo descrito en la sección 1).</li>
	<li>Haga una incisión parcial en una esponja húmeda y coloque un pez a la vez en la abertura, con el lado ventral hacia arriba.</li>
	<li>Use una aguja de 30 G para inyectar ~ 40 μL de 10 mM EdU en el cuerpo del pez. Devuelva los peces a un tanque de retención lleno de agua del sistema. NOTA: Las inyecciones repetidas se pueden realizar en diferentes puntos de tiempo para etiquetar un mayor número de células proliferantes y pueden ser necesarias si se desea un período de persecución de más de 1 semana.</li>
	<li>Recoja los cerebros como se describe en la sección 3 y colóquelos como un grupo en un vial de vidrio de 5 ml que contenga 2 ml de 9 partes de etanol al 100% de etanol a 1 parte de formaldehído al 37%. Fije los cerebros a 4 °C en una plataforma basculante. NOTA: Una plataforma basculante o agitadora prohíbe que los cerebros descansen en la parte inferior y que el telencéfalo de cerebros enteros se enrosque.</li>
	<li>Rehidrate los cerebros, en el mismo vial de vidrio utilizado para fijar los cerebros, en lavados de series de etanol descendente, 75%, 50% y 25%, durante 15 minutos cada uno, seguido de un lavado de 1,5 h en sacarosa / PBS al 5% en un balancín a temperatura ambiente. Guarde los cerebros en un vial de vidrio durante la noche en sacarosa al 30% / PBS a 4 ° C en una plataforma basculante.</li>
	<li>Retire los cerebros del 30% de sacarosa / PBS y transfiéralos con fórceps a una placa de 12 pocillos (un grupo de tratamiento por pozo) con pocillos llenos de una solución 2: 1 que consiste en 2 partes de medio de congelación de tejido y 1 parte de sacarosa / PBS al 30%. Incubar los cerebros durante la noche a 4 °C en una plataforma basculante.</li>
	<li>Transfiera los cerebros a la siguiente fila de pozos dentro de la placa de 12 pocillos sumergiendo los cerebros en 100% TFM durante 2-24 h a 4 ° C.</li>
	<li>Use un mandril de criostato para incrustar los cerebros en TFM en la orientación deseada sobre hielo seco.</li>
	<li>Realice la crioseccionación (secciones de 16 μm de espesor) y recoja las secciones en diapositivas cargadas positivamente. Seque los portaobjetos en un portaobjetos más caliente durante 1 h y luego almacene a -80 °C o continúe con inmunohistoquímica.</li>
	<li>Prepare una barrera hidrofóbica en el portaobjetos alrededor de las secciones de tejido y deje secar en un calentador de diapositivas durante 20 minutos.</li>
	<li>Lave brevemente las diapositivas en PBS durante 5 min y luego dos veces en PBS-Tween 20 (0.05%) durante 10 min cada una.</li>
	<li>Realice la detección de EdU utilizando el kit de proliferación de células EdU y las instrucciones del fabricante.</li>
	<li>Analice las diapositivas y cuantifique las células fluorescentes marcadas con EdU utilizando un microscopio epifluorescente o un microscopio confocal. Se requerirá un mínimo de un objetivo 40x para distinguir claramente las células individuales.</li>
</ol>

<ol><li>Centers for Disease Control and Prevention. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surveillance+Report+of+Traumatic+Brain+Injury-related+Emergency+Department+Visits%2C+Hospitalizations%2C+and+Deaths-United+States%2C+2014%5BTitle%5D)+AND+%22Centers+for+Disease+Control+and+Prevention%2C+U.S.+Department+of+Health+and+Human+Services%22%5BJournal%5D)">Surveillance Report of Traumatic Brain Injury-related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths-United States, 2014.</a> Centers for Disease Control and Prevention, U.S. Department of Health and Human Services. , (2019).</li>
<li>Galgano, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Traumatic+brain+injury%3A+current+treatment+strategies+and+future+endeavors%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+transplantation%22%5BJournal%5D)">Traumatic brain injury: current treatment strategies and future endeavors.</a> Cell transplantation. 26 (7), 1118-1130 (2017).</li>
<li>Santiago, L. A., Oh, B. C., Dash, P. K., Holcomb, J. B., Wade, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+clinical+comparison+of+penetrating+and+blunt+traumatic+brain+injuries%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+injury%22%5BJournal%5D)">A clinical comparison of penetrating and blunt traumatic brain injuries.</a> Brain injury. 26 (2), 107-125 (2012).</li>
<li>Korley, F. K., Kelen, G. D., Jones, C. M., Diaz-Arrastia, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emergency+department+evaluation+of+traumatic+brain+injury+in+the+United+States%2C+2009-2010%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Head+Trauma+Rehabilitation%22%5BJournal%5D)">Emergency department evaluation of traumatic brain injury in the United States, 2009-2010.</a> The Journal of Head Trauma Rehabilitation. 31 (6), 379-387 (2016).</li>
<li>Faul, M., Xu, L., Wald, M., Coronado, V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFaul%2C+M+%22Traumatic+Brain+Injury+in+the+United+States%3A+Emergency+Department+Visits%2C+Hospitalizations+and+Deaths%22">Traumatic Brain Injury in the United States: Emergency Department Visits, Hospitalizations and Deaths</a>. , (2010).</li>
<li>Campbell, L. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Notch3+and+DeltaB+maintain+M%C3%BCller+glia+quiescence+and+act+as+negative+regulators+of+regeneration+in+the+light-damaged+zebrafish+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Notch3 and DeltaB maintain Müller glia quiescence and act as negative regulators of regeneration in the light-damaged zebrafish retina.</a> Glia. 69 (3), 546-566 (2021).</li>
<li>Green, L. A., Nebiolo, J. C., Smith, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microglia+exit+the+CNS+in+spinal+root+avulsion%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biology%22%5BJournal%5D)">Microglia exit the CNS in spinal root avulsion.</a> PLoS Biology. 17 (2), 3000159(2019).</li>
<li>Hentig, J., Byrd-Jacobs, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exposure+to+zinc+sulfate+results+in+differential+effects+on+olfactory+sensory+neuron+subtypes+in+the+adult+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Sciences%22%5BJournal%5D)">Exposure to zinc sulfate results in differential effects on olfactory sensory neuron subtypes in the adult zebrafish.</a> International Journal of Molecular Sciences. 17 (9), 1445(2016).</li>
<li>Ito, Y., Tanaka, H., Okamoto, H., Oshima, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+neural+stem+cells+and+their+progeny+in+the+adult+zebrafish+optic+tectum%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Characterization of neural stem cells and their progeny in the adult zebrafish optic tectum.</a> Developmental Biology. 342 (1), 26-38 (2010).</li>
<li>Becker, C., Becker, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+zebrafish+as+a+model+for+successful+central+nervous+system+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Restorative+Neurology+and+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Adult zebrafish as a model for successful central nervous system regeneration.</a> Restorative Neurology and Neuroscience. 26 (2-3), 71-80 (2008).</li>
<li>Alyenbawwi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seizures+are+a+druggable+mechanistic+link+between+TBI+and+subsequent+tauopathy%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Seizures are a druggable mechanistic link between TBI and subsequent tauopathy.</a> eLife. 10, 58744(2021).</li>
<li>Kaslin, J., Kroehne, V., Ganz, J., Hans, S., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distinct+roles+of+neuroepithelia-like+and+radial+glia-like+progenitor+cells+in+cerebellar+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Distinct roles of neuroepithelia-like and radial glia-like progenitor cells in cerebellar regeneration.</a> Development. 144 (8), 1462-1471 (2017).</li>
<li>McCutcheon, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+model+of+traumatic+brain+injury+in+adult+zebrafish+demonstrates+response+to+injury+and+treatment+comparable+with+mammalian+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">A novel model of traumatic brain injury in adult zebrafish demonstrates response to injury and treatment comparable with mammalian models.</a> Journal of Neurotrauma. 34 (7), 1382-1393 (2017).</li>
<li>Skaggs, K., Goldman, D., Parent, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitotoxic+brain+injury+in+adult+zebrafish+stimulates+neurogenesis+and+long-distance+neuronal+integration%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Excitotoxic brain injury in adult zebrafish stimulates neurogenesis and long-distance neuronal integration.</a> Glia. 62 (12), 2061-2079 (2014).</li>
<li>Kishimoto, N., Shimizu, K., Sawamoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+regeneration+in+a+zebrafish+model+of+adult+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Disease+Models+%26+Mechanisms%22%5BJournal%5D)">Neuronal regeneration in a zebrafish model of adult brain injury.</a> Disease Models & Mechanisms. 5 (2), 200-209 (2012).</li>
<li>Kroehne, V., Freudenreich, D., Hans, S., Kaslin, J., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+the+adult+zebrafish+brain+from+neurogenic+radial+glia-type+progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Regeneration of the adult zebrafish brain from neurogenic radial glia-type progenitors.</a> Development. 138 (22), 4831-4841 (2011).</li>
<li>Marmarou, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+diffuse+brain+injury+in+rats.+Part+I%3A+Pathophysiology+and+biomechanics%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A new model of diffuse brain injury in rats. Part I: Pathophysiology and biomechanics.</a> Journal of Neurosurgery. 80 (2), 291-300 (1994).</li>
<li>Mussulini, B. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Seizures+induced+by+pentylenetetrazole+in+the+adult+zebrafish%3A+a+detailed+behavioral+characterization%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Seizures induced by pentylenetetrazole in the adult zebrafish: a detailed behavioral characterization.</a> PloS One. 8 (1), 54515(2013).</li>
<li>Kalueff, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+a+comprehensive+catalog+of+zebrafish+behavior+1.0+and+beyond%5BTitle%5D)+AND+%22Zebrafish%22%5BJournal%5D)">Towards a comprehensive catalog of zebrafish behavior 1.0 and beyond.</a> Zebrafish. 10 (1), 70-86 (2013).</li>
<li>Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+traumatic+brain+injuries%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Animal models of traumatic brain injuries.</a> Nature Reviews Neuroscience. 14, 128-142 (2013).</li>
<li>Amamoto, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+axolotls+can+regenerate+original+neuronal+diversity+in+response+to+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">Adult axolotls can regenerate original neuronal diversity in response to brain injury.</a> eLife. 5, 13998(2016).</li>
<li>Yamamoto, S., Levin, H., Prough, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mild%2C+moderate+and+severe%3A+terminology+implications+for+clinical+and+experimental+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Neurology%22%5BJournal%5D)">Mild, moderate and severe: terminology implications for clinical and experimental traumatic brain injury.</a> Current Opinion in Neurology. 31 (6), 672-680 (2008).</li>
<li>Lund, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Moderate+traumatic+brain+injury%2C+acute+phase+course+and+deviations+in+physiological+variables%3A+an+observational+study%5BTitle%5D)+AND+%22Scandinavian+Journal+of+Trauma+Resuscitation+and+Emergency+Medicine%22%5BJournal%5D)">Moderate traumatic brain injury, acute phase course and deviations in physiological variables: an observational study.</a> Scandinavian Journal of Trauma Resuscitation and Emergency Medicine. 24, 77(2016).</li>
<li>Levin, H., Arrastia, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diagnosis%2C+prognosis%2C+and+clinical+management+of+mild+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet+Neurology%22%5BJournal%5D)">Diagnosis, prognosis, and clinical management of mild traumatic brain injury.</a> The Lancet Neurology. 14 (5), 506-517 (2015).</li>
<li>Ruff, R. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+diagnosing+a+mild+traumatic+brain+injury%3A+a+National+Academy+of+Neuropsychology+education+paper%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Clinical+Neuropsychology%3A+The+Official+Journal+of+the+National+Academy+of+Neuropsychologists%22%5BJournal%5D)">Recommendations for diagnosing a mild traumatic brain injury: a National Academy of Neuropsychology education paper.</a> Archives of Clinical Neuropsychology: The Official Journal of the National Academy of Neuropsychologists. 24 (1), 3-10 (2009).</li>
<li>Ganz, J., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+neurogenesis+in+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Biology%22%5BJournal%5D)">Adult neurogenesis in fish.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 8 (7), 019018(2016).</li>
<li>Grandel, H., Kaslin, J., Ganz, J., Wenzel, I., Brand, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+stem+cells+and+neurogenesis+in+the+adult+zebrafish+brain%3A+origin%2C+proliferation+dynamics%2C+migration+and+cell+fate%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+Biology%22%5BJournal%5D)">Neural stem cells and neurogenesis in the adult zebrafish brain: origin, proliferation dynamics, migration and cell fate.</a> Developmental Biology. 295, 263-277 (2006).</li>
<li>Lahne, M., Nagashima, M., Hyde, D. R., Hitchcock, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reprogramming+Muller+glia+to+regenerate+retinal+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Visual+Science%22%5BJournal%5D)">Reprogramming Muller glia to regenerate retinal neurons.</a> Annual Review of Visual Science. 6, 171-193 (2020).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Las investigaciones de neurotraumatismos y secuelas asociadas se han centrado durante mucho tiempo en modelos tradicionales de roedores no regenerativos20. Sólo recientemente los estudios han aplicado diversas formas de daño del SNC a modelos regenerativos9,11,13,14,21. Aunque perspicaces, estos modelos están limitados por el uso de un ...

Las lesiones cerebrales traumáticas (LCT) son una crisis de salud mundial y una de las principales causas de muerte y discapacidad. En los Estados Unidos, aproximadamente 2.9 millones de personas experimentan una LCT cada año, y entre 2006-2014 la mortalidad debido a una LCT o secuelas de LCT aumentó en más del 50%1. Sin embargo, las LCT varían en su etiología, patología y presentación clínica debido en gran parte al mecanismo de lesión (MOI), que también influye en las estrategias de tratamiento y el pronóstico previsto2. Aunque las LCT pueden ser el resultado de varios MOI, son predominantemente el resultado de un trauma penetrante o de fuerza contundente. Los traumatismos penetrantes representan un pequeño porcentaje de LCT y generan una lesión grave y focal que se localiza en las regiones cerebrales empaladas inmediatas y circundantes3. Por el contrario, las LCT de fuerza contundente son más comunes en la población general, abarcan una variedad de gravedades (leve, moderada y grave) y producen una lesión difusa, heterogénea y global que afecta a múltiples regiones cerebrales1,4,5.
El pez cebra (Danio rerio) se ha utilizado para examinar una amplia gama de insultos neurológicos que abarcan el sistema nervioso central (SNC)6,7,8,9. El pez cebra también posee, a diferencia de los mamíferos, una respuesta regenerativa innata y robusta para reparar el daño del SNC10. Los modelos actuales de trauma del pez cebra utilizan varios métodos de lesión, incluyendo penetración, escisión, insulto químico u ondas de presión11,12,13,14,15,16. Sin embargo, cada uno de estos métodos utiliza un MOI que rara vez es experimentado por la población humana, no es escalable en una variedad de gravedades de lesiones y no aborda la heterogeneidad o las secuelas de TBI dependientes de la gravedad reportadas después de una TBI de fuerza contundente. Estos factores limitan el uso del modelo de pez cebra para comprender los mecanismos subyacentes de las patologías asociadas con la forma más común de LCT en la población humana (lesiones leves por fuerza contundente).
Nuestro objetivo fue desarrollar un modelo de pez cebra TBI de fuerza contundente rápido y escalable que proporcione vías para investigar la patología de la lesión, la progresión de las secuelas de TBI y la respuesta regenerativa innata. Modificamos la caída de peso del roedor de uso común Marmarou17 y la aplicamos al pez cebra adulto. Este modelo produce un rango reproducible de severidades que van desde leves, moderadas a graves. Este modelo también recapitula múltiples facetas de la patología de TBI humana, de una manera dependiente de la gravedad, incluidas convulsiones, edema, hematomas subdurales e intracerebrales, muerte celular neuronal y déficits cognitivos, como el deterioro del aprendizaje y la memoria. Días después de la lesión, las patologías y los déficits se disipan, volviendo a niveles similares a los controles no dañados. Además, este modelo de pez cebra muestra una respuesta robusta de proliferación y regeneración neuronal a través del neuroeje con respecto a la gravedad de la lesión.
Aquí, proporcionamos detalles sobre la configuración e inducción del trauma por fuerza contundente, la puntuación de las convulsiones postraumáticas, la evaluación de las lesiones vasculares, las instrucciones sobre la preparación de las secciones cerebrales, los enfoques para cuantificar el edema y la comprensión de la respuesta proliferativa después de la lesión.

<table><tbody><tr><td>2-fenoxietanol</td><td>Sigma Alderich</td><td>77699</td><td></td></tr><tr><td>#00 perdigones</td><td>Remington</td><td>RMS23770</td><td>3,3 g de peso para perdigones sTBI</td></tr><tr><td>#3</td><td>Remington</td><td>RMS23776</td><td>1,5 g de peso para miTBI/moTBI</td></tr><tr><td>#5 Pinzas Dumont</td><td>WPI</td><td>14098</td><td></td></tr><tr><td>5-etinil-2'-desoxiuridina</td><td>Life Technologies</td><td>A10044</td><td>EdU</td></tr><tr><td>Frasco de vidrio de 5 ml</td><td>VWR</td><td>66011-063</td><td></td></tr><tr><td>Click-iT EdU Kit de proliferación</td> celular <td>Life Technologies</td><td>C10340</td><td></td></tr><tr><td>CytoOne Placa de 12 pocillos</td><td>USA Scientific</td><td>CC7682-7512</td><td></td></tr><tr><td>Instant Ocean</td><td>Instant Ocean</td><td>SS15-10</td><td></td></tr><tr><td>Super frost Portaobjetos cargados postivamente Bolígrafo</td><td>VWR</td><td>48311-703</td><td></td></tr><tr><td>Super PAP Bloqueador de líquidos</td><td>Ted Pella</td><td>22309</td><td></td></tr><tr><td>Medio de congelación de tejidos</td><td>VWR</td><td>15148-031</td><td></td></tr></tbody></table>

un modelo escalable para estudiar los efectos de la lesión por fuerza contundente en peces cebra adultos

A Scalable Model to Study the Effects of Blunt-Force Injury in Adult Zebrafish

Las lesiones cerebrales traumáticas por fuerza contundente (LCT) son la forma más común de traumatismo craneal, que abarca una variedad de gravedades y da como resultado efectos secundarios complejos y heterogéneos. Si bien no existe un mecanismo para reemplazar o regenerar las neuronas perdidas después de una lesión cerebral traumática en humanos, el pez cebra posee la capacidad de regenerar neuronas en todo su cuerpo, incluido el cerebro. Para examinar la amplitud de las patologías exhibidas en el pez cebra después de una LCT de fuerza contundente y estudiar los mecanismos subyacentes a la respuesta regenerativa neuronal posterior, modificamos la caída de peso de Marmarou en roedores de uso común para el uso en peces cebra adultos. Nuestro modelo de LCT de fuerza contundente simple es escalable, induciendo una LCT leve, moderada o grave, y recapitula muchos de los fenotipos observados después de la LCT humana, como convulsiones de contacto y postraumáticas, edema, hematomas subdurales e intracerebrales y deficiencias cognitivas, cada una de las cuales se muestra de una manera dependiente de la gravedad de la lesión. Las secuelas de LCT, que comienzan a aparecer a los pocos minutos de la lesión, desaparecen y vuelven a niveles de control casi intactos dentro de los 7 días posteriores a la lesión. El proceso regenerativo comienza tan pronto como 48 horas después de la lesión (hpi), con el pico de proliferación celular observado por 60 hpi. Por lo tanto, nuestro modelo de LCT de fuerza contundente del pez cebra produce patologías características de LCT de lesión primaria y secundaria similares a la LCT humana, lo que permite investigar el inicio y la progresión de la enfermedad, junto con los mecanismos de regeneración neuronal que son exclusivos del pez cebra.

La preparación de la plataforma de inducción de lesiones permite un medio rápido y simplista de entregar una LCT escalable de fuerza contundente al pez cebra adulto. La gravedad graduada del modelo de lesión proporciona varias métricas fácilmente identificables de una lesión exitosa, aunque la lesión vascular es una de las patologías más fáciles y prominentes (Figura 3). La cepa de pescado utilizada durante la lesión puede hacer que este indicador sea más fácil o más difícil de identificar. ...

Modificamos el modelo de caída de peso de Marmarou para peces cebra adultos para examinar una amplia gama de patologías después de una lesión cerebral traumática por fuerza contundente (LCT) y los mecanismos subyacentes a la regeneración neuronal posterior. Este modelo de LCT de fuerza contundente es escalable, induce una LCT leve, moderada o grave y recapitula la heterogeneidad de lesiones observada en una LCT humana.

Un modelo escalable para estudiar los efectos de la lesión por fuerza contundente en peces cebra adultos

Blunt-force traumatic brain injuries (TBI) are the most common form of head trauma, which spans a range of severities and results in complex and ...

Este protocolo proporciona un método simple, rápido y reproducible para inducir una lesión cerebral traumática por fuerza contundente escalable en peces cebra adultos. Los peces cebra adultos que sufren esta lesión cerebral traumática de fuerza contundente exhiben muchas de las características observadas en humanos que sufren de una lesión cerebral traumática de fuerza contundente. Demostrando el procedimiento estarán el Sr. James Hentig y la Sra. Kaylee Cloghessy, dos estudiantes de doctorado de mi laboratorio.Comience llenando una placa de Petri con arcilla de modelado. Luego use los dedos o la parte posterior de un par de fórceps para crear una plataforma elevada con arcilla de modelado adicional. Divida la plataforma elevada longitudinalmente en dos mitades aproximadamente iguales con una cuchilla de afeitar.Forma las dos mitades en un canal, de modo que se adapte a la longitud de un pez adulto. Use arcilla adicional para construir paredes para asegurar 2/3 del cuerpo del pez con la cabeza expuesta. Moldee un pequeño soporte en la región de la cabeza expuesta perpendicular a las paredes para evitar la rotación o el retroceso de la cabeza en caso de lesión.Asegúrese de que los lados del canal no impidan la caída de peso. Use un mini taladro para crear un disco de acero de 3 milímetros a partir de un destello de acero de calibre 22. Coloque un pez anestesiado que no responda al pellizco de la cola en el molde de arcilla dentro del canal con su lado dorsal hacia arriba para que su cuerpo esté asegurado a los lados.Coloque el disco de acero de calibre 3 milímetros y 22 en la cabeza, centrado sobre el punto de impacto deseado. Alinee el pez perpendicularmente para evitar que su cabeza se incline hacia un lado, lo que podría causar un impacto desigual. Use un soporte de anillo estándar y una abrazadera de brazo para asegurar el tubo de acero o plástico, asegurándose de que esté recto, de modo que la parte inferior del tubo esté a 1,5 centímetros por encima de la cabeza del pez cebra.Mire hacia abajo el tubo para asegurarse de que esté alineado por encima de la placa de acero. Elija el rodamiento de bolas adecuado en función de la gravedad deseada de la lesión. Deje caer el rodamiento de bolas desde una altura predeterminada por el tubo sobre la placa de acero.Luego coloque los peces heridos en el tanque de recuperación para ser monitoreados. Llene una placa de Petri con arcilla de modelado y cree una pequeña cavidad para apoyar el cuerpo durante la disección. Coloque el pescado en el molde de arcilla con el lado dorsal hacia arriba.Coloque dos pasadores de disección, uno a través de la línea media hasta la mitad del cuerpo y el otro alrededor de 5 milímetros detrás de la base de la cabeza. Use un par de fórceps Dumont para cortar sin rodeos el nervio óptico y extirpar los ojos. Coloque un extremo de las 5 pinzas debajo de la placa parietal derecha.Haga una acción deliberada de tijera moviéndose hacia el extremo rostral y retire la placa frontal derecha. Luego gire el pez 90 grados en el sentido de las agujas del reloj. Coloque un extremo de las 5 pinzas debajo de la placa parietal izquierda y use el mismo movimiento de tijera para eliminar las placas parietal y frontal izquierda, exponiendo todo el aspecto dorsal del cerebro.Use las 5 pinzas para transectar sin rodeos el maxilar de modo que los bulbos olfativos se conserven y no se dañen. Usando los mismos fórceps, retire el opérculo derecho, el preopérculo, el interórculo y el subópercleo. Luego reseque sin rodeos la musculatura en el extremo caudal del calvario para exponer la médula espinal.Usando los fórceps, transecte sin rodeos la médula espinal. Coloque los fórceps cuidadosamente debajo del cerebro y retire suavemente el cerebro del calvario. Diseccionar todo el cerebro o la región de interés utilizando las instrucciones del manuscrito de texto, y colocar el cerebro inmediatamente en un pequeño bote de pesaje con fórceps finos, teniendo cuidado de no apuñalar o raspar el cerebro.Transfiera el cerebro al bote de pesaje de secado de alquitranes y registre el peso húmedo del cerebro. Oriente los cerebros para colocarlos planos en el bote de pesaje con el lado dorsal hacia arriba. Luego coloque el cerebro y el bote de pesaje de secado en un horno de hibridación a 60 grados centígrados durante ocho horas.Para transferir el cerebro a un nuevo bote de pesaje pequeño alquitranado una vez que esté seco, pellizque las pinzas finas juntas y, comenzando en el lado ventral del cerebro, recoja en un movimiento ascendente. Haga una incisión parcial en una esponja húmeda. Coloque un pez a la vez en la abertura con el lado ventral hacia arriba y use una aguja de calibre 30 para inyectar aproximadamente 40 microlitros de EdU milimolar en el cuerpo del pez.Luego devuelva los peces al tanque de retención lleno de agua del sistema. Recoja los cerebros como se mencionó anteriormente y colóquelos como un grupo en un vial de vidrio de 9 mililitros que contenga 2 mililitros de nueve partes 100% etanol a una parte 37% formaldehído. Fije los cerebros a 4 grados centígrados en una plataforma basculante.Use un mandril de criostato para incrustar los cerebros en TFM en la orientación deseada sobre hielo seco. Se encontró que la lesión vascular es una de las patologías más fáciles y prominentes para identificar lesiones exitosas a través de este modelo. La capacidad de identificar el indicador cambió con la tensión de los peces utilizados durante la lesión.La identificación de la lesión vascular en el tipo AB silvestre fue difícil de distinguir entre LCT leve o moderada y peces de control no dañados debido a la pigmentación. Después de la lesión, los peces TBI leves mostraron abrasiones superficiales mínimas, mientras que los peces TBI moderados exhibieron una hemorragia cerebral limitada. El alcance de la lesión fue evidente en peces con LCT grave.Por el contrario, la lesión vascular se puede identificar fácilmente cuando se usa pescado albino o Casper. La hinchazón del cerebro debido a una lesión se evaluó mediante edema. En contraste, tanto la LCT moderada como la LCT grave tuvieron edema significativo, 1 dpi y 3 dpi, pero el contenido de líquido tanto de la LCT moderada como de la LCT grave volvió a niveles que se asemejaban a los controles no dañados en 5 dpi.Esta lesión por fuerza contundente resultó en una respuesta robusta de proliferación celular que abarca el neuroeje. Se observó un aumento del marcado de EdU en las zonas ventricular y subventricular del cerebro anterior en comparación con los controles no dañados. Los cerebros lesionados mostraron un aumento en el etiquetado de EdU en la zona gris periventricular, los lóbulos tecttales ópticos y aspectos del hipotálamo anterior en comparación con el cerebro de pez no dañado.Después de una LCT grave, las regiones neurogénicas en el cerebro posterior exhibieron una mayor proliferación celular en comparación con el cerebro no dañado. Para una inducción adecuada de la lesión, asegúrese de que los peces estén asegurados y estables en el molde, y que el tubo esté recto para evitar un impacto descentrado o alterar la trayectoria de caída de peso. Este procedimiento proporciona un método de inducción de lesión por fuerza contundente rápido y rentable aplicado a un modelo regenerativo que sería especialmente aplicable para traumatismos craneales repetidos o estudios regenerativos inducidos por lesiones.

a-scalable-model-to-study-effects-blunt-force-injury-adult

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Este video muestra un método para investigar la lesión cerebral de las larvas de pez cebra utilizando microscopía electrónica de transmisión de barrido (STEM) a gran escala, una técnica que combina elementos de microscopía electrónica de barrido (SEM) y microscopía electrónica de transmisión (TEM) para producir imágenes de alta resolución. Describe los pasos involucrados en la preparación de muestras y la adquisición de imágenes STEM de alta resolución para identificar lesiones cerebrales.

Investigación de una lesión cerebral de larva de pez cebra mediante microscopía electrónica de transmisión de barrido a gran escala

En este video, los embriones fertilizados de pez cebra se descorionan bajo un microscopio estereoscópico y luego se exponen a un inhibidor de la síntesis de colesterol, lo que lleva al desarrollo de rupturas de vasos sanguíneos y hemorragias cerebrales en las larvas. Las larvas hemorrágicas, identificables por manchas rojas distintivas, se separan posteriormente bajo un microscopio para su posterior análisis.

Modelado de hemorragia inducida por fármacos en larvas de pez cebra

Para arrojar luz sobre los mecanismos celulares y moleculares de la neurogénesis y regeneración del pez cebra adulto, desarrollamos un protocolo para la cirugía invasiva que causa lesiones mecánicas en el telencéfalo adulto del pez cebra y el posterior seguimiento de los cambios en el hemisferio apuñalado mediante inmunohistoquímica o hibridación in situ.

Puñalada de Lesiones de la herida del pez cebra Telencéfalo adultos: un método para investigar Vertebrados Cerebro neurogénesis y Regeneración

Este artículo describe un método para crear una lesión mecánica en un vaso en embriones de pez cebra. Este modelo de lesión proporciona una plataforma para estudiar la hemostasia, la inflamación relacionada con la lesión y la cicatrización de heridas en un organismo ideal para la microscopía en tiempo real.

Lesiones Embarcaciones mecánica en embriones de pez cebra

Aquí, Describimos 3 modelos de lesión del pez cebra adulto y su uso combinado con tratamiento inmunosupresor. Proporcionamos orientación en proyección de imagen de regenerar los tejidos y en la detección de la mineralización ósea en esto.

Pez cebra adulto lesión modelos para estudiar los efectos de la prednisolona en regeneración de tejido óseo

Aquí presentamos un protocolo para cuantificar la lesión cerebral, los déficits locomotores y la neuroinflamación después del sangrado en el cerebro en larvas de pez cebra, en el contexto de hemorragia intracerebral humana (ICH).

El uso de larvas de pez cebra para estudiar las consecuencias patológicas de accidente cerebrovascular hemorrágico

Este protocolo describe los procedimientos para inducir lesiones renales agudas (AKI) en peces cebra adultos utilizando cisplatino como agente nefrotoxico. Detallamos los pasos para evaluar la reproducibilidad de la técnica y dos técnicas para analizar la inflamación y la muerte celular en el tejido renal, la citometría de flujo y tunel, respectivamente.

Modelo de lesión renal aguda inducida por cisplatino en pez cebra adulto

Se describe un modelo mecánico de lesión cerebral en el pez cebra adulto para investigar los mecanismos moleculares que regulan su alta capacidad regenerativa. El método explica crear una lesión por arma blanca en el tectum óptico de múltiples especies de peces pequeños para evaluar las respuestas regenerativas utilizando inmunotinción fluorescente.

Modelo de lesión por puñalada del Tectum óptico adulto utilizando pez cebra y medaka para el análisis comparativo de la capacidad regenerativa

Capaz de recuperarse funcionalmente después de una lesión de la médula espinal, el pez cebra adulto es un sistema modelo de primer nivel para dilucidar los mecanismos innatos de regeneración neuronal. Aquí, describimos la resistencia a la natación y los ensayos de comportamiento de natación como lecturas funcionales de la regeneración de la médula espinal.

Evaluación de la resistencia a la natación y el comportamiento de natación en peces cebra adultos

Este protocolo describe un modelo de criolesión para inducir daño profundo de varios miómeros caudales en peces cebra adultos. Este método proporciona un nuevo enfoque para estudiar la regeneración del músculo esquelético después de una pérdida severa de tejido en vertebrados no mamíferos.

Un modelo de criolesión para estudiar la regeneración del músculo esquelético del pedúnculo caudal en peces cebra adultos

Este protocolo ofrece un método para estudiar la dinámica celular utilizando una sencilla técnica de cultivo in vitro . Proporciona una oportunidad para que los investigadores y educadores del pez cebra estudien los procesos celulares, como los relacionados con la homeostasis ósea y la biología celular básica, mediante la visualización de núcleos fluorescentes y células apoptóticas dentro de las escamas.

Técnica de cultivo in vitro para el estudio de la dinámica celular en escamas de pez cebra

Aprende a inducir lesiones por fuerza contundente en peces cebra adultos usando el modelo Marmarou modificado. Este método escalable permite estudiar patologías y mecanismos de regeneración neuronal tras traumatismos craneoencefálicos de distinta severidad.

Un modelo escalable para estudiar los efectos de la lesión por fuerza contundente en peces cebra adultos

Explorar más videos