Name: Una ventana permanente para investigar la metástasis del cáncer en el pulmón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-07-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 6 s
Description: Aprende a implantar una ventana óptica permanente en el tórax murino para estudiar la metástasis pulmonar mediante imagen intravital de alta resolución. Este método permite observar en tiempo real la colonización y comportamiento de células tumorales.

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Este trabajo fue apoyado por las siguientes subvenciones: CA216248, CA013330, Ruth L. Kirschstein T32 Training Grant CA200561 de Montefiore, METAvivor Early Career Award, el Centro de Biofotónica Gruss-Lipper y su Programa integrado de imágenes, y Jane A. y Myles P. Dempsey. Nos gustaría agradecer al Centro de Imágenes Analíticas (AIF) en la Facultad de Medicina Einstein por el apoyo de imágenes.

Todos los procedimientos descritos en este protocolo se han realizado de acuerdo con las pautas y regulaciones para el uso de animales vertebrados, incluida la aprobación previa del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de la Facultad de Medicina Albert Einstein.
1. Pasivación de ventanas
<ol><li>Enjuague los marcos ópticos de las ventanas (Figura suplementaria 2) con una solución al 1% (p/v) de detergente enzimáticamente activo.</li>
	<li>Dentro de un frasco de vidrio, sumerja los marcos ópticos de las ventanas en una solución de hidróxido de sodio al 5% (p/v) durante 30 min a 70 °C.</li>
	<li>Retire y lave los marcos de las ventanas con agua desionizada.</li>
	<li>Dentro de un frasco de vidrio nuevo, sumerja los marcos ópticos de las ventanas en una solución de ácido cítrico al 7% (p/v) durante 10 min a 55 °C.</li>
	<li>Una vez más, retire y lave los marcos de las ventanas con agua desionizada.</li>
	<li>Repita el paso 1.2; luego, retire y lave los marcos de las ventanas con agua desionizada.</li>
</ol>2. Preparación para la cirugía
<ol><li>Realice la cirugía en una campana o gabinete de flujo laminar. Para evitar la contaminación del campo operatorio, asegure áreas distintas y separadas para la preparación, la cirugía y la recuperación, respectivamente.</li>
	<li>Antes de la cirugía, esterilice todos los instrumentos quirúrgicos en un autoclave. Si se planean procedimientos posteriores, vuelva a esterilizar los instrumentos con un esterilizador de cuentas calientes. Para este procedimiento quirúrgico, se utiliza una técnica de solo puntas.</li>
	<li>Encienda el esterilizador de cuentas y cuentas quirúrgicas calentadas.</li>
	<li>Anestesiar al ratón con 5% de isoflurano en la cámara de anestesia.</li>
	<li>Para eliminar el vello, aplique generosamente crema depilatoria en el sitio de la incisión torácica superior izquierda. Después de no más de 20 s, limpie firmemente el cabello y la crema depilatoria con papel de seda humedecido. Repetir según sea necesario para eliminar todo el vello del sitio quirúrgico.</li>
	<li>Usando sutura de seda 2-0, ate un nudo en la base de un catéter de 22 G, dejando colas largas de 2 pulgadas (ver Figura 1A).</li>
</ol>3. Cirugía de la ventana pulmonar
<ol><li>Lávese las manos con jabón antiséptico.</li>
	<li>Antes de cada nueva cirugía, póngase guantes estériles nuevos.</li>
	<li>Para evitar el secado corneal y el daño a los ojos del ratón, aplique ungüento oftálmico en ambos ojos.</li>
	<li>Diluir 10 μL (0,1 mg/kg) de buprenorfina en 90 μL de PBS estéril, y luego inyectar por vía subcutánea para asegurar la analgesia preoperatoria.</li>
	<li>Intubar al ratón con el catéter de 22 G atado a sutura de seda15. Usando una bombilla de inflado, confirme la intubación exitosa observando el aumento bilateral del pecho al apretar la bombilla.</li>
	<li>Asegure el catéter de intubación atando la sutura de seda 2-0 alrededor del hocico del ratón (ver Figura 1B).</li>
	<li>Coloque el ratón en el soporte quirúrgico calentado y colóquelo en el decúbito lateral derecho para exponer el tórax izquierdo.</li>
	<li>Conecte el ventilador al catéter de intubación.</li>
	<li>Asegure una ventilación controlada y estable en el ventilador y luego reduzca el isofluorano al 3%. Al inicio del procedimiento y periódicamente durante toda la duración del procedimiento, evalúe la adecuación de la anestesia mediante la realización de una prueba de pellizco del dedo del pie.</li>
	<li>Usando cinta de papel, asegure craneal y caudalmente las extremidades delanteras y traseras, respectivamente, a la etapa quirúrgica calentada. Coloque otro trozo de cinta adhesiva a lo largo de la espalda del ratón para maximizar la exposición al campo quirúrgico (ver Figura 1C).</li>
	<li>Abra todos los instrumentos quirúrgicos debajo del capó para la preservación de la esterilidad.</li>
	<li>Esterilizar el sitio quirúrgico mediante una generosa aplicación de antiséptico a la piel del ratón.</li>
	<li>Usando fórceps, levante la piel y haga una incisión circular de ~ 10 mm, ~ 7 mm a la izquierda del esternón y ~ 7 mm superior al margen subcostal (Figura 1D).</li>
	<li>Identifique cuidadosamente cualquier buque importante. Si es necesaria la división de vasos, cauterizar en ambos extremos con la pluma de electrocauterización para mantener la hemostasia.</li>
	<li>Extirpar el tejido blando que recubre las costillas.</li>
	<li>Eleve la6ª o 7ª costilla usandofórceps. Usando una sola cuchilla de las tijeras de microdisección roma, el lado redondeado hacia el pulmón, perfore cuidadosamente el músculo intercostal entre las costillas6 y7 para ingresar al espacio intratorácico(Figura 1E).</li>
	<li>Descargue delicadamente el bote de aire comprimido en el defecto para colapsar el pulmón y separarlo de la pared torácica. Dispare el aire comprimido en ráfagas cortas para evitar lesiones pulmonares iatrogénicas.</li>
	<li>Coloque la punción de biopsia sobre la herramienta de corte (Figura suplementaria 1) y maniobre cuidadosamente la base de la herramienta de corte a través de la incisión intercostal (Figura 1F).</li>
	<li>Oriente la base de la herramienta de corte de tal manera que esté paralela a la pared torácica. Perforar un orificio circular de 5 mm a través de la caja torácica (Figura 1G). NOTA: Asegúrese de que el tejido pulmonar expuesto sea rosado, sin signos de daño.</li>
	<li>Usando la sutura de seda 5-0, cree una puntada de cuerda de bolso ~ 1 mm desde el agujero, circunferencialmente, entrelazada con las costillas (Figura 1H).</li>
	<li>Coloque el marco de la ventana de tal manera que los bordes del defecto circular se alineen dentro de la ranura de la ventana (consulte la Figura 1I).</li>
	<li>Bloquee de forma segura la ventana implantada atando firmemente la sutura de seda 5-0.</li>
	<li>Cargue 100 μL de adhesivo de gel de cianoacrilato en la jeringa de 1 ml.</li>
	<li>Seque el pulmón aplicando un flujo suave y constante de aire comprimido durante ~ 10-20 s(Figura 1J).</li>
	<li>Usando pinzas para agarrar el marco de la ventana por su borde exterior, levante suavemente para garantizar la separación del pulmón de la superficie inferior del marco de la ventana.</li>
	<li>Dispensar una capa delgada de adhesivo de cianoacrilato a lo largo de la superficie inferior del marco óptico de la ventana(Figura 1K).</li>
	<li>Aumente la presión positiva al final de la espiración (PEEP) en el ventilador para inflar el pulmón.</li>
	<li>Sosteniendo durante 10-20 s, aplique una presión suave pero firme para fijar el marco de la ventana óptica al tejido pulmonar (Figura 1L).</li>
	<li>Dispense una gota de 5 mm del adhesivo de gel de cianoacrilato restante en una funda rectangular.</li>
	<li>Recoge la cubierta de 5 mm con pastillas de vacío. Sumerja la superficie inferior de la cubierta en el adhesivo y luego raspe el exceso de adhesivo tres veces contra el lado de la cubierta rectangular, de modo que solo quede una capa muy delgada(Figura 1M).</li>
	<li>Coloque cuidadosamente la cubierta para que quepa dentro del hueco en el centro del marco de la ventana óptica y se mantenga por encima del tejido pulmonar en ángulo. Sujete brevemente el ventilador para generar presión positiva, hiperinflando el pulmón. Usando un movimiento giratorio, oriente la cubierta paralela al tejido pulmonar para crear una aposición directa entre la superficie del pulmón y la superficie inferior de la cubierta. Mantenga una presión suave, permitiendo que el adhesivo de cianoacrilato se fije (~ 25 s).</li>
	<li>Utilice las pinzas para separar la cubierta de las pastillas de vacío (Figura 1N).</li>
	<li>Usando sutura de seda 5-0, vuelva a crear una puntada de cuerda de bolso, esta vez <1 mm circunferencialmente desde el borde de corte de la incisión de la piel. Coloque cualquier exceso de piel debajo del borde exterior del marco de la ventana antes de atarlo firmemente con nudos de bloqueo.</li>
	<li>Para asegurar un sellado hermético entre la cubierta y el marco de la ventana, dispense una pequeña cantidad de cianoacrilato líquido en la interfaz metal-vidrio (ver Figura 1O).</li>
	<li>Coloque una aguja estéril en una jeringa de insulina de 1 ml. Inserte la aguja debajo de la apófisis xifoidea, avanzando hacia el hombro izquierdo, entrando en la cavidad torácica a través del diafragma. Retire suavemente la jeringa para eliminar el aire residual de la cavidad torácica (consulte la Figura 1P).</li>
	<li>Retire la cinta del ratón.</li>
	<li>Apague el isoflurano.</li>
	<li>Continúe la ventilación con oxígeno al 100% hasta que el ratón parezca listo para despertar.</li>
	<li>Corte cuidadosamente la sutura de seda 2-0 alrededor del hocico del ratón y extuba al ratón.</li>
	<li>Transfiera el ratón a una jaula limpia y monitoree hasta que se recupere por completo. Eutanasiar al ratón si hay signos de dificultad para respirar.</li>
	<li>Proporcionar analgesia postoperatoria inyectando por vía subcutánea 10 μL (0,1 mg/kg) de buprenorfina diluida en 90 μL de solución tamponada con fosfato estéril (PBS).</li>
</ol>

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<li>Entenbery, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-lapsed%2C+large-volume%2C+high-resolution+intravital+imaging+for+tissue-wide+analysis+of+single+cell+dynamics%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Time-lapsed, large-volume, high-resolution intravital imaging for tissue-wide analysis of single cell dynamics.</a> Methods. 128, 65-77 (2017).</li>
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<li>Braman, S. S., Whitcomb, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endobronchial+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Internal+Medicine%22%5BJournal%5D)">Endobronchial metastasis.</a> Archives of Internal Medicine. 135 (4), 543-547 (1975).</li>
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<li>Kimura, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+of+single+cancer-cell+dynamics+of+lung+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cellular+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging of single cancer-cell dynamics of lung metastasis.</a> Journal of Cellular Biochemistry. 109 (1), 58-64 (2010).</li>
<li>Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+pyramid+approach+to+subpixel+registration+based+on+intensity%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Image+Processing%3A+A+Publication+of+the+IEEE+Signal+Processing+Society%22%5BJournal%5D)">A pyramid approach to subpixel registration based on intensity.</a> IEEE Transactions on Image Processing: A Publication of the IEEE Signal Processing Society. 7 (1), 27-41 (1998).</li>
<li>Sharma, V. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ImageJ+plugin+HyperStackReg+V5.6%5BTitle%5D)+AND+%22Zenodo%22%5BJournal%5D)">ImageJ plugin HyperStackReg V5.6.</a> Zenodo. , (2018).</li>
</ol>

Los autores no revelan conflictos de intereses.

En sitios de metástasis a distancia, como el pulmón, las imágenes ópticas de alta resolución proporcionan información sobre la dinámica elaborada de la metástasis de las células tumorales. Al permitir la visualización in vivo de células cancerosas individuales y sus interacciones con el tejido huésped, las imágenes intravitales de alta resolución han demostrado ser fundamentales para comprender los mecanismos subyacentes a la metástasis.
Aquí se describe un protocolo quirúrgico mejora...

Responsable de ~ 90% de las muertes, la metástasis es la principal causa de mortalidad relacionada con el cáncer1. Entre los principales sitios de metástasis clínicamente observados (hueso, hígado, pulmón, cerebro)2, el pulmón ha demostrado ser particularmente desafiante para las imágenes in vivo a través de microscopía intravital. Esto se debe a que el pulmón es un órgano delicado en movimiento perpetuo. El movimiento continuo de los pulmones, agravado aún más por el movimiento cardíaco intratorácico, representa una barrera sustancial para obtener imágenes precisas. Por lo tanto, debido a su relativa inaccesibilidad a las modalidades de imágenes ópticas intravitales de alta resolución, el crecimiento del cáncer dentro del pulmón a menudo se ha considerado un proceso oculto3.
En el entorno clínico, las tecnologías de imagen como la tomografía computarizada (TC), la tomografía por emisión de positrones (PET) y la resonancia magnética (IRM) permiten la visualización en lo profundo de órganos vitales intactos como el pulmón4. Sin embargo, si bien estas modalidades proporcionan excelentes vistas del órgano grueso (a menudo incluso revelando patología antes de la aparición de los síntomas clínicos), son de resolución inadecuada para detectar células tumorales diseminadas individuales a medida que avanzan a través de las primeras etapas de la metástasis. En consecuencia, en el momento en que las modalidades antes mencionadas proporcionan cualquier indicación de metástasis al pulmón, los focos metastásicos ya están bien establecidos y proliferan. Dado que el microambiente tumoral juega un papel fundamental en la progresión del cáncer y la formación de metástasis5,6, existe un gran interés en investigar los primeros pasos de la siembra metastásica in vivo. Este interés se alimenta aún más por la mayor apreciación de que las células cancerosas se diseminan incluso antes de que se detecte el tumor primario7,8 y la creciente evidencia de que sobreviven como células individuales y en un estado latente durante años o décadas antes de crecer en macrometástasis9.
Anteriormente, la obtención de imágenes del pulmón a resolución unicelular ha implicado necesariamente preparaciones ex vivo o explante10,11,12,13,limitando los análisis a puntos de tiempo únicos. Si bien estas preparaciones proporcionan información útil, no proporcionan ninguna idea de la dinámica de las células tumorales dentro del órgano conectado a un sistema circulatorio intacto.
Los recientes avances tecnológicos en imágenes han permitido la visualización intravital del pulmón intacto a resolución unicelular durante períodos de hasta 12 h14,15,16. Esto se logró en un modelo murino utilizando un protocolo que involucró ventilación mecánica, resección de la caja torácica e inmovilización pulmonar asistida por vacío. Sin embargo, a pesar de ofrecer las primeras imágenes de resolución celular única del pulmón fisiológicamente intacto, la técnica es altamente invasiva y terminal, lo que impide más sesiones de imágenes más allá del procedimiento índice. Esta limitación, por tanto, impide su aplicación al estudio de pasos metastásicos que tardan más de 12 h, como la latencia y el reinicio del crecimiento14,15,16. Además, los patrones de comportamiento celular observados utilizando este enfoque de imágenes deben interpretarse con cautela, dado que es probable que los diferenciales de presión inducidos por el vacío causen desviaciones en el flujo sanguíneo.
Para superar estas limitaciones, recientemente se desarrolló una Ventana mínimamente invasiva para imágenes de alta resolución del pulmón (WHRIL), que facilita la obtención de imágenes en serie durante un período prolongado de días a semanas, sin necesidad de ventilación mecánica17. La técnica consiste en la creación de una "caja torácica transparente" con una cavidad torácica sellada para la preservación de la función pulmonar normal. El procedimiento es bien tolerado, lo que permite que el ratón se recupere sin alteraciones significativas en la actividad y función basales. Para localizar de forma fiable exactamente la misma región pulmonar en cada sesión de imagen respectiva, se aplicó a esta ventana una técnica conocida como microcartografía18. A través de esta ventana, fue posible capturar imágenes de células a medida que llegan al lecho vascular del pulmón, cruzan el endotelio, se dividen celularmente y crecen en micrometástasis.
Aquí, el estudio presenta una descripción detallada de un protocolo quirúrgico mejorado para la implantación del WHRIL, que simplifica la cirugía al tiempo que aumenta su reproducibilidad y calidad. Si bien este protocolo fue diseñado para permitir la investigación de los procesos dinámicos subyacentes a la metástasis, la técnica puede aplicarse alternativamente a las investigaciones de numerosos procesos de biología y patología pulmonar.

<table><tbody><tr><td>Solución al 1% (p/v) de detergente enzimático</td><td>Alconox Inc</td><td>N/A</td><td>&nbsp; detergente aniónico concentrado con enzima proteasa para limpieza manual y ultrasónica</td></tr><tr><td>2 &micro; m microesferas fluorescentes</td><td>Invitrogen</td><td>F8827</td><td></td></tr><tr><td>cubreobjetos de 5 mm</td><td>Electrónica Microscopy Sciences</td><td>72296-05</td><td></td></tr><tr><td>Solución al 5% (p/v) de hidróxido de sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8045</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano al 5%</td><td>Henry Schein, Inc</td><td>29405</td><td></td></tr><tr><td>5-0 seda trenzada con aguja de corte RB-1</td><td>Ethicon, Inc.</td><td>774B</td><td></td></tr><tr><td>Solución al 7% (p/v) de ácido cítrico</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>251275</td><td></td></tr><tr><td>8 mm marco de ventana de acero inoxidable</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Hecho a medida, <fuerte>Figura suplementaria 2</fuerte></td></tr><tr><td>9 cm 2-0 corbata de seda</td><td>Ethicon, Inc.</td><td>LA55G</td><td></td></tr><tr><td>5 mm punzón de biopsia desechable</td><td>Integra</td><td>&nbsp; 33-35-SH</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de microdisección romas</td><td>Roboz</td><td>RS-5980</td><td></td></tr><tr><td>Portaherramientas de ventana de latón</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Hecho a medida, Figura complementaria 3</td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Hospira</td><td>0409-2012-32</td><td></td></tr><tr><td>Pluma de cauterización</td><td>Braintree Scientific</td><td>GEM 5917</td><td></td></tr><tr><td>Gluconato de clorhexidina</td><td>&nbsp; Becton, Dickinson and Company</td><td>260100</td><td>ChloraPrep Un solo bastoncillo de 1,75 mL</td></tr><tr><td>Bidón de aire comprimido</td><td>Falcon</td><td>DPSJB-12</td><td></td></tr><tr><td>Adhesivo de cianoacrilato</td><td>Henkel Adhesives</td><td>LOC1363589</td><td></td></tr><tr><td>Iluminador de fibra óptica</td><td>O.C. White Company</td><td>FL3000</td><td></td></tr><tr><td>Esterilizador de perlas</td><td>CellPoint Scientific</td><td>GER&nbsp; 5287-120V</td><td>Germinador 500</td></tr><tr><td>Pinzas Graefe</td><td>Roboz</td><td>RS-5135</td><td></td></tr><tr><td>Lámpara de calor infrarroja</td><td>Braintree Scientific</td><td>HL-1</td><td></td></tr><tr><td>Jeringas de insulina</td><td>Becton Dickinson</td><td>329424</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizador de isoflurano</td><td>SurgiVet</td><td>VCT302</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas Jacobson con cerradura</td><td>Kalson Surgical</td><td>T1-140</td><td></td></tr><tr><td>Aplicadores de punta larga de algodón</td><td>Medline Industries MDS202055</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td>Church & Dwight Co., Inc.</td><td></td><td></td>40002957</tr><tr><td>Neomicina/polimixina B/bacitracina</td><td>Johnson & Johnson</td><td>501373005</td><td>Pomada antibiótica</td></tr><tr><td>Ungüento oftálmico</td><td>Dechra Productos Veterinarios</td><td>17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Cinta de papel</td><td>Fisher Scientific</td><td>S68702</td><td></td></tr><tr><td>Ventilador murino</td><td>Kent Scientific</td><td>PS-02</td><td>PhysioSuite</td></tr><tr><td>Cubierta de vidrio rectangular</td><td>Corning</td><td>2980-225</td><td></td></tr><tr><td>Soporte</td> <td>de intubación para roedoresBraintree Scientific</td><td>RIS 100</td><td></td></tr><tr><td>Bulbo de inflado pulmonar para animales pequeños</td><td>Harvard Apparatus</td><td>72-9083</td><td></td></tr><tr><td>Herramienta de corte de acero inoxidable</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Hecho a medida, <fuerte>Figura suplementaria 1</fuerte></td></tr><tr><td>Sulfametoxazol y Trimetoprim antibiótico oral</td><td>Hi-Tech Pharmacal Co.</td><td>50383-823-16</td><td></td></tr><tr><td>SurgiSuite Plataforma quirúrgica multifuncional para ratones, con calentamiento</td><td>Kent Scientific</td><td>SURGI-M02</td><td>Plataforma quirúrgica calefactada</td></tr><tr><td>Catéter traqueal</td><td>Exelint International</td><td>26746</td><td>Catéter de 22 G</td></tr><tr><td>Sistema de recogida de vacío sonda de metal</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>528-112</td><td></td></tr></tbody></table>

una ventana permanente para investigar la metástasis del cáncer en el pulmón

A Permanent Window for Investigating Cancer Metastasis to the Lung

La metástasis, que representa ~ 90% de la mortalidad relacionada con el cáncer, implica la propagación sistémica de las células cancerosas desde tumores primarios a sitios secundarios como el hueso, el cerebro y el pulmón. Aunque ampliamente estudiados, los detalles mecanicistas de este proceso siguen siendo poco conocidos. Si bien las modalidades de imágenes comunes, incluida la tomografía computarizada (TC), la tomografía por emisión de positrones (PET) y la resonancia magnética (IRM), ofrecen diversos grados de visualización macroscópica, cada una carece de la resolución temporal y espacial necesaria para detectar la dinámica de las células tumorales individuales. Para abordar esto, se han descrito numerosas técnicas para la obtención de imágenes intravitales de sitios metastásicos comunes. De estos sitios, el pulmón ha demostrado ser especialmente difícil de acceder para las imágenes intravitales debido a su delicadeza y papel crítico en el mantenimiento de la vida. Aunque se han descrito previamente varios enfoques para la obtención de imágenes intravitales unicelulares del pulmón intacto, todos implican procedimientos altamente invasivos y terminales, lo que limita la duración máxima posible de la imagen a 6-12 h. Aquí se describe una técnica mejorada para la implantación permanente de una ventana óptica torácica mínimamente invasiva para imágenes de alta resolución del pulmón (WHRIL). Combinada con un enfoque adaptado a la microcartografía, la innovadora ventana óptica facilita la obtención de imágenes intravitales en serie del pulmón intacto a resolución de una sola célula en múltiples sesiones de imágenes y que abarcan varias semanas. Dada la duración sin precedentes durante el cual se pueden recopilar datos de imágenes, el WHRIL puede facilitar el descubrimiento acelerado de los mecanismos dinámicos subyacentes a la progresión metastásica y numerosos procesos biológicos adicionales dentro del pulmón.

Los pasos del procedimiento quirúrgico descritos en este protocolo se resumen e ilustran en la Figura 1. Brevemente, antes de la cirugía, los ratones son anestesiados y se elimina el vello sobre el tórax izquierdo. Los ratones son intubados y ventilados mecánicamente para permitir la supervivencia tras la ruptura de la cavidad torácica. Se extirpa el tejido blando que recubre las costillas y se crea un pequeño defecto circular, que abarca las costillas6 y7. El marco ópt...

Aquí, presentamos un protocolo para la implantación quirúrgica de una ventana óptica permanentemente permanente para el tórax murino, que permite obtener imágenes intravitales de alta resolución del pulmón. La permanencia de la ventana la hace muy adecuada para el estudio de los procesos celulares dinámicos en el pulmón, especialmente aquellos que evolucionan lentamente, como la progresión metastásica de las células tumorales diseminadas.

Una ventana permanente para investigar la metástasis del cáncer en el pulmón

Metastasis, accounting for ~90% of cancer-related mortality, involves the systemic spread of cancer cells from primary tumors to secondary sites such as ...

Este protocolo permitió responder a una pregunta importante en el campo de la metástasis del cáncer. Incluyendo, ¿cómo las células tumorales colonizan el pulmón? ¿Cómo permanecen latentes las células tumorales?Y lo que los induce a salir de la latencia y eventualmente formar metástasis. La principal ventaja de este protocolo es que el proceso metastásico dinámico se puede estudiar directamente in vivo, en tiempo real, en un microambiente real. Este método puede proporcionar información sobre varias enfermedades pulmonares, pero es particularmente útil para comprender el comportamiento de las células tumorales individuales que se diseminan al pulmón, un sitio común de metástasis.Para empezar, use una sutura de seda 2-0 para atar un nudo en la base de un catéter de calibre 22, dejando colas de 2 pulgadas de largo. Una vez que el ratón esté completamente anestesiado, mueva el ratón a la mesa de operaciones, intuba al ratón y luego asegure el catéter de intubación atando la sutura de seda 2-0 alrededor del hocico del ratón. Conecte el ventilador al catéter de intubación.Con cinta adhesiva, asegure las extremidades craneales y traseras delanteras caudalmente hasta la etapa quirúrgica ca

a-permanent-window-for-investigating-cancer-metastasis-to-the-lung

Research

Investigación

JoVE Journal

Cancer Research

Investigación del cáncer

En este artículo se describen los procedimientos de ensayo de metástasis experimental que se utiliza para determinar el potencial metastásico de líneas celulares de cáncer humano.

Ensayo experimental de metástasis

El nuevo protocolo reportados en el presente estudio permite la detección selectiva de metástasis pulmonares en la celda de resolución única en ratones por...

Visualización mejorada de metástasis pulmonares en la Resolución sola célula en ratones por Combinada<em&gt; In-situ</em&gt; La perfusión del tejido pulmonar y X-Gal tinción de<em&gt; LacZ</em&gt;-Etiquetados células tumorales

Se presenta un método para medir la velocidad del flujo sanguíneo microcirculatorio en metástasis de cáncer pulmonar de la superficie pleural en ratas de forma automatizada, utilizando microscopía intravital pulmonar a tórax cerrado. Este modelo tiene potencial para ser utilizado como una herramienta generalizada para realizar investigaciones fisiológicas sobre metástasis pulmonares en roedores.

Medición Automatizada de la microcirculación de la sangre Velocidad del caudal en metástasis pulmonar de ratas

Se describe un método relativamente simple para ex vivo de imágenes en vivo de las interacciones célula-estroma tumoral dentro de la metástasis de pulmón, utilizando reporteros fluorescentes en ratones. Uso de hilado de disco microscopía confocal, esta técnica permite la visualización de células vivas durante al menos 4 horas y podría adaptarse para estudiar otras condiciones inflamatorias pulmonares.

Ex vivo de imágenes en vivo de metástasis pulmonar y su microambiente

Este protocolo describe el uso de la microscopía multifotónica para realizar imágenes unicelulares de alta resolución a largo plazo del pulmón intacto en tiempo real utilizando una ventana de imagen estabilizada por vacío.

A largo plazo de alta resolución Microscopia intravital en el pulmón con una ventana de imagen vacío Estabilizado

El objetivo de este artículo es proporcionar una descripción detallada del protocolo para el ensayo de metástasis pulmonar (PuMA). Este modelo permite a los investigadores a estudiar el crecimiento de células de osteosarcoma metastásico (OS) en el tejido del pulmón usando un widefield fluorescencia o un microscopio de escaneo láser confocal.

Consideraciones prácticas en el estudio de colonización pulmonar metastásico en Osteosarcoma usando el ensayo de metástasis pulmonar

Un modelo animal es necesario para descifrar el papel de las células del tumor (CTC) en la promoción de la colonización durante la metástasis del cáncer de pulmón en circulación. Aquí, hemos establecido y realizado con éxito un en vivo ensayo a prueba específicamente el requisito de fibronectina poliméricos (polyFN) Asamblea CTC para la colonización del pulmón.

El establecimiento de un ensayo de colonización pulmonar para la visualización de células tumorales en tejidos pulmonares de la circulación

Aquí, presentamos un protocolo para un ex vivo lung cáncer modelo que imita los pasos de progresión del tumor y ayuda a aislar un tumor primario, circulación de las células tumorales y las lesiones metastáticas.

Modelo de pulmón acelular y celular para el estudio de metástasis de Tumor

La inyección intravenosa de células cancerosas se usa a menudo en la investigación de metástasis, pero la carga tumoral metastásica puede ser difícil de analizar. Aquí, demostramos un modelo de metástasis de inyección en la vena de la cola e incluimos un enfoque novedoso para analizar la carga tumoral de pulmón metastásica resultante.

Análisis patológico de metástasis pulmonares después de la inyección lateral de células tumorales en la vena de la cola

El manuscrito describe una metodología para el establecimiento y seguimiento longitudinal del crecimiento de las metástasis pulmonares espontáneas de tumores de mama inyectados ortotópicamente, susceptibles de intervención en todas las etapas de la cascada metastásica.

In vivo Diagnóstico por imágenes para medir la metástasis pulmonar espontánea de células tumorales de mama inyectadas ortotópicamente

Presentamos un método para estudiar la rediseminación de células tumorales a partir de metástasis pulmonares que implica un protocolo quirúrgico para la fotoconversión selectiva de metástasis pulmonares, seguido de la identificación de células tumorales rediseminadas en órganos terciarios.

Seguimiento de la diseminación de células tumorales a partir de metástasis pulmonares mediante fotoconversión

Aprende a implantar una ventana óptica permanente en el tórax murino para estudiar la metástasis pulmonar mediante imagen intravital de alta resolución. Este método permite observar en tiempo real la colonización y comportamiento de células tumorales.

Una ventana permanente para investigar la metástasis del cáncer en el pulmón

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