Name: Detección de virus y proteínas salivales de un vector saltahojas en el huésped vegetal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-09-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 23 s
Description: Aprende a detectar proteínas salivales de saltahojas y proteínas virales en plantas huéspedes mediante SDS-PAGE y Western blot. Este método estable y replicable permite estudiar las interacciones insecto-planta y la transmisión viral en arroz.

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Este trabajo fue apoyado por subvenciones de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (31772124 y 31972239) y la Universidad de Agricultura y Silvicultura de Fujian (subvención KSYLX014).

Los saltahojas adultos no virulíferos se propagaron en el Centro de Investigación de Virus Transmitidos por Vectores en la Universidad de Agricultura y Silvicultura de Fujian, China.
1. Cría de insectos no virulíferos
<ol><li>Críe a los adultos en plántulas de arroz en una jaula cúbica de 40 cm x 35 cm x 20 cm (largo x ancho x alto). Mantenga un lado de la jaula cubierto con una red a prueba de insectos para ventilación.<ol><li>Mantener las jaulas con saltahojas en una incubadora que contenga un controlador de humedad incorporado a 26 °C con una humedad relativa del 60-75% bajo un fotoperiodo de 16 h de luz y 8 h de oscuridad.</li>
	</ol></li>
	<li>Use un aspirador para transferir suavemente a todos los adultos de su jaula a una nueva jaula que contenga plántulas de arroz fresco cada semana.<ol><li>Deje que más de 200 adultos se apareen y pongan huevos en el arroz.</li>
		<li>Retenga las viejas plántulas de arroz para que emerjan las ninfas. Cría a estas nuevas ninfas no virulíferas a la etapa de 2 estrellas.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Adquisición de virus y recolección de insectos virulíferos
<ol><li>Transfiera cuidadosamente las ninfas no virulíferas de 2 estadios a un tubo de cultivo de vidrio (2,5 cm de diámetro por 15 cm de alto) durante 1-2 h para la inanición con el aspirador.<ol><li>Libere a las ninfas en una jaula que contenga una planta de arroz infectada con RDV cultivada en una maceta.</li>
		<li>Permita que las ninfas se alimenten de la planta de arroz infectada durante 2 días. NOTA: Riegue cuidadosamente la planta de arroz y evite lavar las ninfas. Las ninfas de 2 estrellas miden aproximadamente 1.6-2 mm de largo.</li>
	</ol></li>
	<li>Transfiera cuidadosamente estas ninfas a una nueva jaula que contenga plántulas de arroz frescas libres de virus con una humedad relativa del 60-75% bajo un fotoperíodo de 16 h de luz y 8 h de oscuridad. Permita que las ninfas se alimenten de la planta de arroz infectada durante 12 días para completar el período de transmisión circulativa de RDV.</li>
</ol>3. Recolección de proteínas salivales usando una jaula de alimentación
<ol><li>Prepare cinco pequeñas jaulas de alimentación en forma de tubo (2,5 cm de diámetro por 4 cm de alto) en las que un extremo esté cubierto con una red a prueba de insectos.</li>
	<li>Confine 15-20 saltahojas en cada jaula de alimentación, y luego cubra el otro extremo de la jaula con una estera de espuma delgada.<ol><li>Fije una plántula de arroz (5-6 cm de altura) entre el extremo de la jaula y una estera de espuma con cintas. Asegúrese de que los saltahojas en la jaula de alimentación puedan alimentarse de las plántulas de arroz expuestas al interior de la jaula.</li>
	</ol></li>
	<li>Sumerja las raíces de las plántulas en agua para que la planta de arroz permanezca viva. Permita que los saltahojas se alimenten de ellos durante 2 días.</li>
	<li>Retire los saltahojas de sus jaulas de alimentación y recoja las plántulas de arroz de las que se alimentaron. Corte las partes de las plántulas fuera de la jaula y recupere las regiones de alimentación de las plántulas. NOTA: Esta muestra se puede almacenar a -80 °C durante 3 meses como máximo, si no se utiliza instantáneamente para la detección.</li>
</ol>4. Preparación del reactivo
<ol><li>Disuelva 15.1 g de Tris-base, 94 g de glicina y 5 g de SDS en 1 L de agua estéril para preparar 5xTris-glicina tampón. Diluir 200 ml de tampón 5xTris-glicina con 800 mL de agua estéril para preparar 1xTampón Tris-glicina (ver Tabla 1 para la composición tampón).</li>
	<li>Disuelva 80 g de NaCl, 30 g de Tris-base y 2 g de KCl en 1 L de agua estéril para preparar 10xTris-buffered saline (TBS). Autoclave de la solución a 121 °C durante 15 min.</li>
	<li>Disolver 8 g de SDS, 4 ml de ß-mercaptoetanol, 0,02 g de azul de bromofenol y 40 ml de glicerol en 40 ml de 0,1 M de Tris-HCl (pH 6,8) para preparar 4x tampón de muestra de proteína.</li>
	<li>Mezcle 800 ml de tampón de tris-glicina con 200 ml de metanol para preparar el tampón de transferencia.</li>
	<li>Agregue 100 ml de solución de 10xTBS y 3 ml de Tween 20 a 900 ml de agua estéril para preparar el tampón TBS con solución de Tween 20 (TBST).</li>
</ol>5. Western blot para detectar la saliva y las proteínas virales
<ol><li>Moler 0,1 g de las muestras de arroz con nitrógeno líquido hasta que el tejido se convierta en polvo. Agregue 200 μL de tampón de muestra de proteína 4x a la muestra y hiérvala durante 10 minutos. Centrifugar las muestras a 12.000 x g durante 10 min a temperatura ambiente.<ol><li>Retire el sobrenadante y colóquelo en un vial nuevo. Cargue 10 μL de la muestra en un gel SDS-PAGE y ejecútela en tampón Tris-glicina a 150 V durante 45-60 min. NOTA: El residuo después de la centrifugación puede desecharse.</li>
	</ol></li>
	<li>Coloque una membrana de nitrocelulosa de 0,45 μm y otros suministros sándwich en el búfer de transferencia durante 30 minutos. NOTA: Este paso se puede hacer antes de que el gel haya completado su ejecución.</li>
	<li>Coloque el gel en un sándwich y transfiéralo durante 90-120 min a 100 V en el búfer de transferencia.</li>
	<li>Tome la membrana y colóquela en una solución bloqueadora de leche en polvo sin grasa al 7% en solución TBST durante 20 minutos. Agregue el anticuerpo específico contra RDV P8 o Vg a una solución al 7% de leche en polvo descremada en TBST. Incubar con el anticuerpo para teñir la membrana durante 2 h o durante la noche.</li>
	<li>Lave la membrana con solución TBST tres veces, con 5 minutos de lavado cada vez.</li>
	<li>Agregue la IgG anti-conejo de cabra como anticuerpo secundario a la leche en polvo descremada al 7% con TBST. Incubar con el anticuerpo durante 60-90 min a temperatura ambiente.</li>
	<li>Lave la membrana con solución TBST tres veces durante 5 minutos cada vez.</li>
	<li>Utilice el kit ECL Western para el método quimioluminiscente. Reactivos de detección de mezcla 1 y 2 en el kit en una proporción de 1:1 en un tubo. Coloque el reactivo mezclado en la membrana e incube el blot durante 5 min.</li>
	<li>Drene el exceso de reactivo y tome una imagen colorimétrica de la imagen quimioluminiscente. Combínalos para ver la escalera con bandas de proteínas.</li>
</ol>

<ol><li>Hogenhout, S. A., Ammar el, D., Whitfield, A. E., Redinbaugh, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insect+vector+interactions+with+persistently+transmitted+viruses%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Phytopathology%22%5BJournal%5D)">Insect vector interactions with persistently transmitted viruses.</a> Annual Review of Phytopathology. 46, 327-359 (2008).</li>
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</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La saliva secretada directamente por las glándulas salivales de los insectos perforadores-chupadores juega un papel fundamental porque predigiere y desintoxica los tejidos del huésped y los factores biológicos de los vectores en los huéspedes 1,3,4. Los factores biológicos entre reinos, incluyendo elicitores, efectores y ARN pequeño, son críticos para la comunicación insecto-huésped14,15,16<sup...

El modo de transmisión vector-huésped de los arbovirus, un problema fundamental, está en la frontera de la ciencia biológica. Muchos virus vegetales de importancia agrícola son transmitidos horizontalmente por insectos vectores1. Más de la mitad de los virus de las plantas son vectorizados por insectos hemípteros, incluidos pulgones, moscas blancas, saltahojas, saltamontes y trips. Estos insectos tienen características distintivas que les permiten transmitir eficientemente los virus de las plantas1. Poseen piezas bucales perforadoras-chupadoras y se alimentan de la savia del floema y el xilema, y secretan su saliva 1,2,3,4. Con el desarrollo y la mejora de las técnicas, la identificación y el análisis funcional de los componentes salivales se están convirtiendo en un nuevo foco de investigación intensiva. Las proteínas salivales conocidas en la saliva incluyen numerosas enzimas, como pectinesterasa, celulasa, peroxidasa, fosfatasa alcalina, polifenol oxidasa y sacarasa, entre otras 5,6,7,8,9,10,11,12,13 . Las proteínas en la saliva también incluyen elicitores que desencadenan la respuesta de defensa del huésped, alterando así el rendimiento de los insectos, y efectores que suprimen la defensa del huésped, lo que mejora la aptitud del insecto y los componentes que inducen respuestas patológicas del huésped14,15,16,17. Por lo tanto, las proteínas de la saliva son materiales vitales para la comunicación entre insectos y huéspedes. Durante la transmisión de virus, la saliva secretada por las glándulas salivales de los insectos virulíferos penetrantes y chupadores también contiene proteínas virales. Los componentes virales utilizan el flujo de saliva para liberarlos del insecto al huésped de la planta. Por lo tanto, la saliva del insecto une la interacción tritrófica virus-vector-huésped. Investigar la función biológica de las proteínas de la saliva secretadas por insectos virulíferos ayuda a comprender la relación virus-vector-huésped.
Para los virus animales, se informa que la saliva de los mosquitos media la transmisión y patogenicidad del virus del Nilo Occidental (VNO) y el virus del dengue (DENV). La proteína salival AaSG34 promueve la replicación y transmisión del virus del dengue-2, mientras que la proteína salival AaVA-1 promueve la transmisión del virus DENV y Zika (ZIKV) mediante la activación de la autofagia18,19. La proteína salival D7 de los mosquitos puede inhibir la infección por DENV in vitro e in vivo a través de la interacción directa con los viriones DENV y la proteína20 de la envoltura DENV recombinante. En virus vegetales, el begomovirus tomato yellow leaf curl virus (TYLCV) induce la proteína salival de mosca blanca Bsp9, que suprime la inmunidad mediada por WRKY33 de la planta huésped, para aumentar la preferencia y el rendimiento de las moscas blancas, aumentando eventualmente la transmisión de virus21. Debido a que los estudios sobre el papel que desempeñan las proteínas salivales de los insectos en los huéspedes de las plantas se han quedado atrás de los de los huéspedes animales, se requiere urgentemente un sistema estable y confiable para detectar las proteínas salivales en los huéspedes de las plantas.
El virus vegetal conocido como virus enano del arroz (RDV) es transmitido por el saltahojas Nephotettix cincticeps (Hemiptera: Cicadellidae) con alta eficiencia y de manera persistentemente propagativa22,23. Se informó por primera vez que el RDV era transmitido por un insecto vector y causa una enfermedad grave del arroz en Asia24,25. El virión es icosaédrico y esférico de doble capa, y la capa externa contiene la proteína22 de la cápside externa P8. El período de transmisión circulativa de RDV en N. cincticeps es de 14 días 26,27,28,29,30. Cuando el RDV llega a las glándulas salivales, los viriones se liberan en las cavidades almacenadas en saliva en las glándulas salivales a través de un mecanismo similar a la exocitosis23. La vitelogenina (Vg) es el precursor proteico vitelino esencial para el desarrollo de ovocitos en insectos hembra31,32,33. La mayoría de las especies de insectos tienen al menos una transcripción Vg de 6-7 kb, que codifica una proteína precursora de aproximadamente 220 kDa. Los precursores proteicos de Vg generalmente se pueden escindir en fragmentos grandes (140 a 190 kDa) y pequeños (<50 kDa) antes de ingresar al ovario18,19. Análisis proteómicos previos revelaron la presencia de los péptidos derivados de Vg en la saliva secretada del saltahojas Recilia dorsalis, aunque se desconoce su función (datos inéditos). Se ha informado recientemente que Vg, que es secretada por vía oral de los saltamontes, funciona como un efector para dañar las defensas de las plantas34. Se desconoce si el Vg de N. cincticeps también podría liberarse al huésped de la planta con flujo salival, y luego podría desempeñar un papel en la planta para interferir con las defensas de la planta. Para abordar si N. cincticeps explota proteínas salivales, como Vg, para inhibir o activar las defensas de la planta, el primer paso es identificar las proteínas liberadas a la planta durante la alimentación. Comprender el método para identificar las proteínas salivales presentes en la planta es potencialmente esencial para explicar la función de las proteínas de la saliva y las interacciones entre los hemípteros y las plantas.
En el protocolo presentado aquí, N. cincticeps se utiliza como ejemplo para proporcionar un método para examinar la presencia de proteínas salivales en la planta huésped introducidas a través de la alimentación de insectos. El protocolo detalla principalmente la recolección y detección de proteínas salivales y es útil para una mayor investigación en la mayoría de los hemípteros.

<table><tbody><tr><td><fuerte>Reactivos</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tris base Roche</td><td></td><td>D609K69032</td><td>para 5&veces; Tampón de tris-glicina y 10&veces; Preparación de tampón TBS</td></tr><tr><td>glicina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>WXBD0677V</td><td>para 5 veces; Preparación de tampón de tris-glicina</td></tr><tr><td>SDS</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>SLCB4394</td><td>para 5 veces; Preparación de tampón de tris-glicina</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>10019318</td><td>para 10 veces; Preparación del tampón TBS</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>10016318</td><td>para 10 veces; Preparación de tampón TBS</td></tr><tr><td>&szlig;-mercaptoetanol</td><td>Xiya Reactivo</td><td>B14492</td><td>Para 4 y veces; preparación de tampón de muestra de proteínas</td></tr><tr><td>azul de bromofenol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>SHBL3668</td><td>para 4 veces; preparación de tampón de muestra de proteínas</td></tr><tr><td>glicerol</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td></td><td>10010618 para 4 veces; preparación de tampón de muestra de proteínas</td></tr><tr><td>metanol</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>10014118</td><td>Para la preparación de tampones de transferencia</td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Coolaber SCIENCE& TeCHNoLoGY</td><td>CT30111220</td><td>Para la preparación de TBST</td></tr><tr><td>leche en polvo descremada</td><td>Becton.Dickinso y compañía</td><td>252038</td><td>Para el bloqueo de membranas, dilución de anticuerpos</td></tr> cabra <tr><td>anti-conejo IgG</td><td>Sangon Biotech</td><td>D110058-0001</td><td>Reconocimiento de la esencia primaria y</td></tr><tr><td>del cuerpo ECL Western kit</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>32209</td><td>Sustrato quimioluminiscente</td></tr><tr><td>nitrocelulosa membrana</td><td>Pall Corporation</td><td>25312915</td><td>Para la transferencia de proteínas</td></tr><tr><td><fuerte>Tampones y soluciones</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Tampón</fuerte></td><td><fuerte>Composición</fuerte></td><td></td><td><fuerte>Comentarios/Descripción</fuerte></td></tr><tr><td>&nbsp; 5&veces; Tampón de trisglicina</td><td>15,1 g Tris base 94 g glycine &nbsp; 5 g de SDS en 1 L de agua</td><td></td> estéril<td>&nbsp; Solución de stock</td></tr><tr><td>1&veces; Tampón de tris-glicina</td><td>200 mL de 5 veces; Tampón de trisglicina 800 mL de solución de trabajo de agua</td><td></td> estéril, <td>para SDS-PAGE</td></tr><tr><td>10&times; Tampón de solución salina tamponada (TBS)</td><td>80 g NaCl 30 g Tris base 2 g KCl en 1 L de agua</td><td></td> estéril <td>Solución madre</td></tr><tr><td>TBS con solución Tween 20 (TBST)</td><td>100 mL 10 mL 10&times; TBS solución 3 mL Tween 20 900 mL de agua</td><td></td> estéril <td>Solución</td></tr> de <tr><td>trabajo 4 veces; tampón de muestra de proteínas</td><td>8 g SDS 4 mL &szlig;-mercaptoetanol 0,02 g azul de bromofenol 40 mL glicerol en 40 mL 0,1 M Tris-HCl (pH 6,8)</td><td></td><td>Para la extracción de proteínas</td></tr><tr><td>Tampón de transferencia</td><td>800 mL Tampón de trisglicina 200 mL de metanol</td><td></td><td>Para transferencia</td></tr> <tr><td>de proteínasInstrumentsAzul de</td> bromofenol Sigma-Aldrich SHBL3668 para la preparación de <td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td>tampones de muestras de proteínas</td><td></td></tr><tr><td>4x Incubadora de temperatura constante</td><td>Ningbo Saifu Experimental Instrument Co., Ltd.</td><td>PRX-1200B</td><td>Para la cría de saltahojas</td></tr><tr><td>Electroforesis Tanon</td><td>Science & Tecnología Co., Ltd.</td><td>Tanon EP300</td><td>para SDS-PAGE</td></tr><tr><td>Módulo de núcleo de transferencia electroforética</td><td>BIO-RAD</td><td>1703935</td><td>para glicerol SDS-PAGE</td></tr><tr><td></td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>10010618</td><td>Para 4 veces la preparación de tampón de muestra de proteínas</td></tr><tr><td>glicina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>WXBD0677V</td><td>Para 5 veces Preparación de tampón de tris-glicina</td></tr> cabra <tr><td>anti-conejo IgG</td><td>Sangon Biotech</td><td>D110058-0001</td><td>Reconocimiento del</td></tr><tr><td>instrumento de molienda de tejido de paso alto</td><td>primario y tibody Shanghai Jingxin Industrial Development Co., Ltd.</td><td>JXFSIPRP-24</td><td>Para la molienda de tejidos vegetales</td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>10016318</td><td>Para la preparación de tampones 10x TBS</td></tr><tr><td>metanol</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>10014118</td><td>Para la preparación de tampones de transferencia</td></tr><tr><td>Mini canal de transferencia de calor húmedo</td><td>BIO-RAD</td><td>1703930</td><td>para SDS-PAGE</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd</td><td>10019318</td><td>Para la preparación de tampón TBS 10x</td></tr><tr><td>membrana de nitrocelulosa</td><td>Pall Corporation</td><td>25312915</td><td>Para la transferencia de proteínas</td></tr><tr><td>leche en polvo descremada</td><td>Becton.Dickinso y compañía</td><td>252038</td><td>Para el bloqueo de membranas, dilución de anticuerpos</td></tr><tr><td>Pierce ECL Western kit</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>32209</td><td>Sustrato quimioluminiscente</td></tr><tr><td>Instrumento de color de proteínas</td><td>GE Biociencias de la salud AB</td><td>Amersham lmager 600</td><td>Para la detección de proteínas</td></tr><tr><td>SDS</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>SLCB4394</td><td>Para 5x Preparación de tampón de tris-glicina</td></tr><tr><td>Tris base</td><td>Roche</td><td>D609K69032</td><td>Para 5x Tampón de tris-glicina y 10&veces; Preparación del tampón TBS</td></tr><tr><td>Tween 20</td><td>Coolaber SCIENCE& TeCHNoLoGY</td><td>CT30111220</td><td>para la preparación de TBST</td></tr><tr><td>Tanque de electroforesis de placa vertical</td><td>BIO-RAD</td><td>1658001</td><td>para SDS-PAGE</td></tr><tr><td>Baño de agua</td><td>Shanghai Jinghong Equipo experimental Co., Ltd.</td><td>XMTD-8222</td><td>Para hervir las muestras de proteínas</td></tr><tr><td>&beta;-mercaptoetanol</td><td>Xiya Reactivo</td><td>B14492</td><td>Para la preparación de tampones de muestras de proteínas 4x</td></tr></tbody></table>

detección de virus y proteínas salivales de un vector saltahojas en el huésped vegetal

Detecting Virus and Salivary Proteins of a Leafhopper Vector in the Plant Host

Los insectos vectores transmiten horizontalmente muchos virus vegetales de importancia agrícola. Más de la mitad de los virus de las plantas son transmitidos por insectos hemípteros que tienen piezas bucales perforadoras y chupadoras. Durante la transmisión viral, la saliva del insecto une el virus-vector-huésped porque los vectores de saliva los virus, y las proteínas del insecto, desencadenan o suprimen la respuesta inmune de las plantas de los insectos a los huéspedes de las plantas. La identificación y el análisis funcional de las proteínas salivales se están convirtiendo en una nueva área de enfoque en el campo de investigación de las interacciones arbovirus-huésped. Este protocolo proporciona un sistema para detectar proteínas en la saliva de los saltahojas utilizando la planta huésped. El vector saltahojas Nephotettix cincticeps infectado con el virus enano del arroz (RDV) sirve como ejemplo. La vitelogenina y la principal proteína P8 de la cápside externa del RDV vectorizada por la saliva de N. cincticeps se pueden detectar simultáneamente en la planta de arroz de la que se alimenta N. cincticeps. Este método es aplicable para probar las proteínas salivales que se retienen transitoriamente en el huésped de la planta después de la alimentación de insectos. Se cree que este sistema de detección beneficiará el estudio de las interacciones hemíptero-virus-planta o hemíptero-planta.

La Figura 1 ilustra todos los pasos de este protocolo: la cría de insectos, la adquisición de virus, la recolección de proteínas salivales a través de la alimentación con arroz y el western blot. Los resultados de Western blots mostraron que se observaron bandas específicas y esperadas de aproximadamente 220 kDa en las muestras de arroz y glándulas salivales de alimentación de insectos en la membrana incubada con anticuerpos contra Vg. En contraste, no se observó ninguna banda en la...

Este protocolo demuestra cómo usar la planta huésped para detectar proteínas salivales de saltahojas y proteínas virales vegetales liberadas por vectores saltahojas.

Detección de virus y proteínas salivales de un vector saltahojas en el huésped vegetal

Insect vectors horizontally transmit many plant viruses of agricultural importance. More than one-half of plant viruses are transmitted by hemipteran ...

Este protocolo proporciona una técnica para detectar las proteínas salivales de los saltahojas y los huéspedes de plantas para investigar más a fondo la función de estas proteínas en los huéspedes de la planta. Esta técnica es fácil de realizar y el sistema es estable y replicable. Este método también podría ser útil en la detección de proteínas salivales de otros hemípteros y huéspedes vegetales.Para comenzar, críe los saltahojas adultos en las plántulas de arroz en una jaula cúbica de 40 por 35 por 20 centímetros. Mantenga un lado de la jaula cubierto con una red a prueba de insectos para ventilación. Coloque las jaulas con los saltahojas en una incubadora que contenga un controlador de humedad incorporado a 26 grados centígrados con una humedad relativa del 60 al 75% bajo un período fotográfico de 16 horas de luz y ocho horas de oscuridad.Una vez a la semana, use un aspirador para transferir suavemente a todos los adultos de su jaula a una nueva jaula que contenga plántulas de arroz fresco. Permita que más de 200 adultos se apareen y pongan huevos en el arroz. Retenga las viejas plántulas de arroz para que emerjan las ninfas y críe a estas nuevas ninfas no virulíferas a la segunda etapa de estadio.Usando el aspirador, transfiera cuidadosamente las ninfas no virulíferas del segundo estadio a un tubo de cultivo de vidrio durante una o dos horas para la inanición. Luego libere a las ninfas en una jaula que contenga una planta de arroz infectada con el virus enano del arroz cultivada en una maceta y permita que las ninfas se alimenten de la planta de arroz infectada durante dos días. Después de dos días, transfiera cuidadosamente estas ninfas a una nueva jaula que contenga plántulas de arroz frescas libres de virus, y permita que las ninfas se alimenten de las plántulas de arroz libres de virus durante 12 días para completar el período de transmisión circulativa del virus enano del arroz.Para recolectar las proteínas salivales, prepare cinco pequeñas jaulas de alimentación en forma de tubería cubiertas con redes a prueba de insectos en un extremo. Después de confinar de 15 a 20 saltahojas en cada jaula de alimentación, cubra el otro extremo de la jaula con una estera de espuma delgada. Fije una plántula de arroz entre el extremo de la jaula y una estera de espuma con cintas, asegurándose de que los saltahojas en la jaula de alimentación puedan alimentarse de las plántulas de arroz expuestas al interior de la jaula.Sumerja las raíces de las plántulas en agua para que la planta de arroz permanezca viva y permita que los saltahojas se alimenten de ellas durante dos días. Después de dos días, retire los saltahojas de sus jaulas de alimentación y recoja las plántulas de arroz de las que se alimentaban los saltahojas. Cortar las plántulas fuera de la jaula y recuperar las regiones de alimentación de las plántulas.Prepare 1x tampón de Tris-Glicina diluyendo 200 mililitros del tampón 5x preparado con 800 mililitros de agua estéril. Luego prepare el tampón 10x TBS y autoclave la solución a 121 grados centígrados durante 15 minutos. A continuación, prepare el tampón de muestra de proteína 4x.Luego prepare el tampón de transferencia mezclando 800 mililitros del tampón Tris-Glycine con 200 mililitros de metanol. Finalmente, prepare la solución TBST agregando 100 mililitros de 10x TBS y tres mililitros de Tween 20 a 900 mililitros de agua estéril. Para detectar las proteínas salivales y virales, muele 0,1 gramos de las muestras de arroz con nitrógeno líquido hasta que el tejido se convierta en polvo.Luego agregue 200 microlitros del tampón de muestra de proteína 4x a la muestra y hierva durante 10 minutos. Centrifugar las muestras y transferir el sobrenadante a un nuevo vial. Cargue 10 microlitros de la muestra en un gel SDS-PAGE y ejecútela en tampón Tris-Glycine a 150 voltios durante 45 a 60 minutos.Mientras el gel está funcionando, coloque una membrana de nitrocelulosa de 0,45 micras y otros suministros de sándwich en el tampón de transferencia durante 30 minutos. Después de la ejecución, emparede el gel y transfiéralo durante 90 a 120 minutos a 100 voltios en el búfer de transferencia. Después de completar la secación, coloque la membrana en una solución de bloqueo de leche en polvo sin grasa al 7% en TBST e incube durante 20 minutos.Después de eso, agregue un anticuerpo contra el virus enano del arroz P8 o vitelogenina e incube la membrana durante dos horas o durante la noche. Después de la incubación, lave la membrana con TBST tres veces con una incubación de cinco minutos entre cada lavado. Luego agregue IgG anti-conejo de cabra como anticuerpo secundario e incube la membrana durante 60 a 90 minutos.Utilice el kit ECL Western para la detección quimioluminiscente en reactivos de detección mixtos uno y dos en el kit en una proporción de uno a uno. Coloque la membrana sobre el reactivo mezclado e incube la seca durante cinco minutos. Drene el exceso de reactivo y tome una imagen quimioluminiscente y colorimétrica de la membrana.Combine las imágenes para ver este último con bandas de proteínas. El análisis de Western blot para la detección de vitelogenina mostró bandas específicas y esperadas de aproximadamente 220 kilodaltons en la alimentación de plantas de arroz y glándulas salivales de los insectos. En contraste, no se observó banda en las plantas que no se alimentaban, lo que indica que la vitelogenina se liberó en el huésped de la planta como una proteína salival.El análisis de Western blot para la detección de la proteína P8 del virus enano del arroz mostró una banda específica y esperada de aproximadamente 46 kilodaltons en plantas de alimentación y cuerpos de insectos viruliferos. En contraste, no se observó ninguna banda en plantas no alimentadas y cuerpos de saltahojas no viruliferos, lo que demuestra que las proteínas virales también podrían detectarse en las plantas de alimentación. La carga viral en los saltahojas, el momento de detección y las réplicas deben tenerse en cuenta al realizar este protocolo.Este método también se puede aplicar para estudiar mosquitos que transmiten arbovirus.

detecting-virus-salivary-proteins-leafhopper-vector-plant

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Los áfidos son transmisores eficaces de virus de plantas. Microinyección de áfidos del virus, el procedimiento que le mostrará hoy en día, es una técnica que permite a los investigadores a inyectar el virus directamente en el hemocele del pulgón, sin pasar por el intestino, una de las dos principales barreras para la transmisión de virus de forma circulatoria. La misma técnica también se utiliza para inyectar dsRNA de RNAi.

Prueba de las barreras fisiológicas a la transmisión del virus en los áfidos con microinyección

Source: Zhang, L., et al. Immunofluorescent Labeling of Plant Virus and Insect Vector Proteins in Hemipteran Guts. J. Vis. Exp. (2021)The video demonstrates the preparation of gut tissue from a plant virus–infected insect vector for fluorescence imaging. Fixed guts were washed, permeabilized, and incubated with two fluorescent antibodies in a blocking solution—one targeting a viral antigen in vesicles, the other a vesicle-associated membrane protein. The tissue was counterstained for actin...

Immunostaining to Visualize Viral Antigen and Host Protein Colocalization in the Insect Gut

Se describe aquí un fluorescencia simple en la hibridación in situ (FISH) método para la localización de virus y bacterias en los tejidos de insectos y plantas. Este protocolo se puede ampliar para la visualización de mRNA en todo el montaje y secciones microscópicas.

Fluorescencia<em&gt; In situ</em&gt; Las hibridaciones (FISH) para la localización de los virus y las bacterias endosimbióticas en plantas e insectos tejidos

Planta las conexiones intercelulares, los plasmodesmos (Pd), juegan un papel central en la planta las interacciones planta-virus y fisiología. Crítica para el transporte de Pd son clasificación señales que dirigen las proteínas a Pd. Sin embargo, nuestro conocimiento acerca de estas secuencias es todavía en su infancia. Se describe una estrategia para identificar señales de localización de Pd en proteínas orientada a Pd.

Identificación de secuencias de localización Plasmodesmal en proteínas en Planta

Aquí, se presenta un protocolo para investigar la distribución host-tejido, el modo de transmisión, y el efecto sobre la aptitud de host de un densovirus dentro de una especie de lepidópteros, el gusano bellotero del algodón. Este protocolo también se puede utilizar para el estudio de la interacción entre otros virus transmitidos por vía oral y sus anfitriones de insectos.

Los protocolos para la investigación de la distribución original de los tejidos, modo de transmisión, y el efecto sobre la aptitud de un anfitrión Densovirus en el gusano de la cápsula del algodón

Aquí presentamos un nuevo enfoque para identificar virus con genomas de ADN de doble cadena. Usamos métodos estándar para extraer el ADN y el ARN de hojas infectadas y llevar a cabo la secuenciación de próxima generación. Herramientas bioinformáticas montan secuencias en contigs, identifican contigs representación de genomas del virus y asignan genomas a grupos taxonómicos.

La combinación de análisis de la DNA en una extracción de crudo del virión con el análisis de ARN de hojas infectadas para descubrir nuevos genomas de Virus

Aquí, presentamos los protocolos para identificar inmunomoduladores 1) virus-codificado que promueven la replicación de arbovirus y host 2) eucariotas factores que limitan la replicación de arbovirus. Estos métodos basados en fluorescencia y luminiscencia permiten a los investigadores obtener rápidamente lecturas cuantitativas de la replicación de arbovirus en análisis simplistas con proporciones bajas de señal a ruido.

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Aquí, presentamos un método de cribado modificado que se puede utilizar ampliamente para examinar rápidamente los supresores de silenciamiento de ARN en patógenos vegetales.

Detección e identificación de supresores de silenciamiento de ARN de efectos secretos de patógenos vegetales

Este protocolo para el etiquetado inmunofluorescente de proteínas de virus vegetales y proteínas de insectos vectores en intestinos de insectos extirpados se puede utilizar para estudiar las interacciones entre virus e insectos vectores, las funciones de las proteínas de insectos y los mecanismos moleculares subyacentes a la transmisión del virus.

Etiquetado inmunofluorescente de virus vegetales y proteínas vectoras de insectos en intestinos hemípteros

El presente protocolo describe un método para recolectar suficiente saliva de insectos perforantes-chupadores utilizando un medio artificial. Este es un método conveniente para recolectar saliva de insectos y estudiar la función salival en el comportamiento de alimentación de insectos y la transmisión de virus transmitidos por vectores.

Método sándwich de membrana de dos capas para la recolección de saliva de Laodelphax striatellus

Describimos un método para recolectar hemolinfa cuantificable de manera eficiente de artrópodos pequeños para su posterior análisis.

Un método preciso y cuantificable para recolectar hemolinfa de artrópodos pequeños

Aprende a detectar proteínas salivales de saltahojas y proteínas virales en plantas huéspedes mediante SDS-PAGE y Western blot. Este método estable y replicable permite estudiar las interacciones insecto-planta y la transmisión viral en arroz.

Detección de virus y proteínas salivales de un vector saltahojas en el huésped vegetal

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