Name: Modelo de perforación endovascular para hemorragia subaracnoidea combinada con resonancia magnética (IRM) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-12-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 30 s
Description: Aprende un modelo de perforación endovascular para hemorragia subaracnoidea en ratones combinado con resonancia magnética. Este método permite verificar el sitio de sangrado y cuantificar volúmenes para análisis de subgrupos.

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SL fue apoyado por el Consejo chino de Becas. KT fue apoyado por la beca BIH-MD del Instituto de Salud de Berlín y la Sonnenfeld-Stiftung. RX cuenta con el apoyo del Programa de Científicos Clínicos de BIH-Charité, financiado por la Charité -Universitätsmedizin Berlin y el Instituto de Salud de Berlín. Agradecemos el apoyo de la Fundación Alemana de Investigación (DFG) y el Fondo de Publicación de Acceso Abierto de Charité - Universitätsmedizin Berlin.

Los experimentos se realizaron de acuerdo con las directrices y regulaciones establecidas por Landesamt fuer Gesundheit und Soziales (LaGeSo), Berlín, Alemania (G0063/18). En este estudio, se utilizaron ratones machos C57Bl / 6J (8-12 semanas de edad) con un peso de 25 ± 0.286 g (promedio de ± s.e.m.).
1. Preparación animal
<ol><li>Inducir la anestesia inyectando ketamina (70 mg/kg) y xilazina (16 mg/kg) por vía intraperitoneal. Mantener la temperatura corporal normal, contribuyendo a la rápida inducción de la anestesia profunda. Pruebe la sedación adecuada con un estímulo de dolor, como un pellizco en el dedo del pie, y verifique la ausencia de una reacción.</li>
	<li>Afeite cuidadosamente el pelo del cuello del ratón con una maquinilla de afeitar, límpielo con etanol al 70% seguido de betadina / clorhexidina y aplique lidocaína al 1% en la superficie de la piel para el control local del dolor.</li>
	<li>Coloque el ratón en posición supina. Use cinta adhesiva para fijar las extremidades y la cola, estirando suavemente la piel del cuello hacia el lado opuesto de la cirugía. Simultáneamente, eleve el cuello ligeramente.</li>
	<li>Use ungüento oftálmico (por ejemplo, dexpantenol al 5%) para prevenir la deshidratación de los ojos durante la operación.</li>
</ol>2. Inducción de HSA
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63150/63150fig01.jpg"> Figura 1: Imágenes paso a paso de la técnica quirúrgica. (A) Representación de la anatomía de la arteria carótida derecha expuesta: se identifican el CCA y su bifurcación en ICA y ECA, así como las pequeñas ramas del ECA (OA y STA). (B) El ECA se moviliza desde el tejido circundante y se liga con dos suturas antes de cortarlo. Una tercera ligadura debe colocarse libremente cerca de la bifurcación sin ocluirla. (C) El ICA y el CCA se ocluyen temporalmente (con ligadura o clips) para evitar un sangrado excesivo cuando el ECA se incide cuidadosamente. D) El filamento se inserta en el ACE y se avanza en el CCA. La ligadura preestablecida debe apretarse cuidadosamente para que no se produzca derrame de sangre, pero sigue siendo posible avanzar por el filamento. E) Se reabren el ICA y el CCA, y el muñón del ECA debe ajustarse a una dirección craneal. Al empujar el filamento ~ 9 mm hacia adelante en el ICA, se alcanzará la bifurcación ACA-MCA, y el recipiente se perfora empujando el filamento ~ 3 mm más. (F) El filamento se retira después de asegurar una re-ligadura temporal del CCA. La ligadura preestablecida de la ECA se ocluye rápidamente y la CCA se reabre para permitir la reperfusión. Abreviaturas: ACA = arteria cerebral anterior, CCA = arteria carótida común, ECA = arteria carótida externa, MCA = arteria cerebral media, ICA = arteria carótida interna, OA = arteria occipital, PPA = arteria pterigopalatina, STA = arteria tiroidea superior. Barra de escala = 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63150/63150fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<ol><li>Abra la piel del cuello con un bisturí estéril, desde la barbilla hasta el borde superior del esternón (1,5 cm), y separe sin rodeos las glándulas salivales de su tejido conectivo circundante.</li>
	<li>Separe el grupo muscular a lo largo de un lado [en este caso, el lado derecho] de la tráquea, exponiendo la vaina de la arteria carótida común (CCA) cubierta con vasos sanguíneos y vénulas nutritivas. El CCA y el nervio vago se encuentran muy cerca el uno del otro.</li>
	<li>Disociar el CCA y dejar un 8-0 libre sutura de seda alrededor del CCA sin ligarlo de antemano. Preste atención a la protección del nervio vago, ya que se daña fácilmente (Figura 1A).</li>
	<li>Una triple bifurcación del CCA, el ICA y el ECA es visible a lo largo del tercio inferior posterior de la diástasis. Diseccionar el extremo distal de la ECA y ligar el vaso dos veces más lejos posible.</li>
	<li>Desconecte el ECA en el punto medio del segmento dos veces ligado, creando un muñón de vaso.</li>
	<li>Prearorganice un ligamento para el filamento alrededor del muñón ECA, no lo cierre hasta la inserción exitosa del filamento.</li>
	<li>Utilice una sutura o microclip para ocluir el ICA y el CCA temporalmente (Figura 1B).</li>
	<li>Haga una pequeña incisión (aproximadamente la mitad del diámetro de la ECA) en la ECA usando tijeras microvasculares. Inserte un filamento de proleno 5-0 (alternativamente 4-0) en el ECA y avance hacia el CCA.</li>
	<li>Cierre ligeramente la ligadura en el ECA mientras afloja el micro clip en el ICA y el CCA (Figura 1C).</li>
	<li>Tire suavemente hacia atrás del filamento y ajuste el muñón ECA en la dirección craneal, invaginando el filamento a través de la bifurcación en el ICA (Figura 1D).</li>
	<li>Apunte la punta del filamento medialmente en un ángulo de ~30° a la línea media traqueal y ~30° al plano horizontal. Empuje el filamento hacia adelante dentro del ICA. Después de alcanzar la bifurcación ACA-MCA, se encuentra resistencia (~ 9 mm).</li>
	<li>Avanza el filamento 3 mm más, perforando el ACA derecho. Retire rápidamente el filamento al muñón ECA, permitiendo el flujo sanguíneo hacia el espacio subaracnoideo.</li>
	<li>Mantenga el filamento en esta posición durante unos 10 s (Figura 1E). La presencia de temblores musculares, miosis ipsilateral, jadeo por respirar, ritmo cardíaco alterado e incontinencia urinaria pueden ser evidencia de apoyo de una cirugía exitosa.</li>
	<li>Cierre temporalmente el CCA para evitar la pérdida excesiva de sangre. Extraiga el filamento instantáneamente y ligate el ECA con la sutura preestablecida. Vuelva a abrir el CCA y permita la reperfusión y una mayor efusión de sangre en el espacio subaracnoideo (Figura 1F).</li>
	<li>Después de verificar si hay fugas de sangrado, desinfecte la piel que rodea la herida para prevenir infecciones cutáneas postoperatorias y suture la herida con una sutura de fibra de poliéster 4-0 no absorbible.</li>
	<li>Coloque el ratón en una caja térmica hasta que se recupere la conciencia. Espere hasta que el animal esté completamente despierto y asegúrese de que haya recuperado la conciencia suficiente para mantener la reclinación esternal. No devuelva a los animales a la compañía de otros ratones hasta que se recuperen por completo.</li>
	<li>Administrar 200-300 mg/kg de paracetamol de peso corporal para el alivio del dolor postoperatorio.</li>
	<li>Revise a los ratones diariamente después de la cirugía.</li>
</ol>3. Medición por resonancia magnética
<ol><li>24 h después de la cirugía, realice una resonancia magnética utilizando un escáner de roedores (Tabla de materiales) y un resonador de cabeza de ratón dedicado: aquí, se utilizó un resonador de volumen de cuadratura de transmisión / recepción de 20 mm.</li>
	<li>Coloque el ratón sobre una manta de agua circulante calentada para garantizar una temperatura corporal constante de ~ 37 ° C. Inducir anestesia con isoflurano al 2,5 % en una mezcla de O2/N2O (30%/70%) y mantener con isoflurano al 1,5-2 % mediante mascarilla bajo monitorización continua de ventilación.</li>
	<li>Primero realice un escaneo de referencia rápido adquiriendo 3 paquetes de corte ortogonales (Tri-Pilot-Multi, FLASH con tiempo de repetición TR / tiempo de eco TE = 200 ms / 3 ms, 1 promedio, ángulo de giro FA = 30 °, campo de visión FOV = 28 mm x 28 mm, matriz MTX = 256 x 256, grosor de corte 1 mm, tiempo total de adquisición TA = 30 s).</li>
	<li>A continuación, utilice una secuencia de eco de espín turbo 2D ponderada en T2 de alta resolución para la obtención de imágenes (parámetros de imagen TR/TE = 5505 ms/36 ms, factor RARE 8, 6 promedios, 46 rodajas axiales contiguas con un grosor de rebanada de 0,35 mm para cubrir todo el cerebro, FOV = 25,6 mm x 25,6 mm, MTX = 256 x 256, TA = 13 min).</li>
	<li>Si el resultado no está claro, utilice una secuencia de eco de gradiente ponderado T2* desencadenada por respiración adicional con la misma isodistancia que la exploración T2w (2D FLASH, TR/TE = 600 ms/6,3 ms, FA = 30°, 1 promedio, 20 rodajas axiales con 0,35 mm de espesor, FOV y MTX idénticos a T2w, TA = 5-10 min dependiendo de la frecuencia respiratoria).</li>
	<li>Transfiera los datos al formato de imagen DICOM y utilice el software ImageJ para la clasificación SAH y la volumetría de coágulos sanguíneos. Los detalles sobre la cuantificación se enumeran como una guía paso a paso en el material complementario (Figura suplementaria 1).</li>
</ol>

<ol><li>Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Spontaneous subarachnoid haemorrhage.</a> The Lancet. 389 (10069), 655-666 (2017).</li>
<li>van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage.</a> The Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).</li>
<li>Abraham, M. K., Chang, W. -T. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Emergency+Medicine+Clinics+of+North+America%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid hemorrhage.</a> Emergency Medicine Clinics of North America. 34 (4), 901-916 (2016).</li>
<li>Schertz, M., Mehdaoui, H., Hamlat, A., Piotin, M., Banydeen, R., Mejdoubi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incidence+and+mortality+of+spontaneous+subarachnoid+hemorrhage+in+martinique%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">Incidence and mortality of spontaneous subarachnoid hemorrhage in martinique.</a> PLOS ONE. 11 (5), 0155945(2016).</li>
<li>Okazaki, T., Kuroda, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage%3A+intensive+care+for+improving+neurological+outcome%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Intensive+Care%22%5BJournal%5D)">Aneurysmal subarachnoid hemorrhage: intensive care for improving neurological outcome.</a> Journal of Intensive Care. 6 (1), 28(2018).</li>
<li>Kilbourn, K. J., Levy, S., Staff, I., Kureshi, I., McCullough, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+characteristics+and+outcomes+of+neurogenic+stress+cadiomyopathy+in+aneurysmal+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurology+and+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Clinical characteristics and outcomes of neurogenic stress cadiomyopathy in aneurysmal subarachnoid hemorrhage.</a> Clinical Neurology and Neurosurgery. 115 (7), 909-914 (2013).</li>
<li>de Oliveira Manoel, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+critical+care+management+of+spontaneous+intracranial+hemorrhage%3A+a+contemporary+review%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Care%22%5BJournal%5D)">The critical care management of spontaneous intracranial hemorrhage: a contemporary review.</a> Critical Care. 20 (1), 272(2016).</li>
<li>Schneider, U. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microglia+inflict+delayed+brain+injury+after+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Neuropathologica%22%5BJournal%5D)">Microglia inflict delayed brain injury after subarachnoid hemorrhage.</a> Acta Neuropathologica. 130 (2), 215-231 (2015).</li>
<li>Delgado, T. J., Brismar, J., Svendgaard, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Subarachnoid+haemorrhage+in+the+rat%3A+angiography+and+fluorescence+microscopy+of+the+major+cerebral+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries.</a> Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).</li>
<li>Piepgras, A., Thomé, C., Schmiedek, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+an+anterior+circulation+rat+subarachnoid+hemorrhage+model%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model.</a> Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).</li>
<li>Suzuki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heme+oxygenase-1+gene+induction+as+an+intrinsic+regulation+against+delayed+cerebral+vasospasm+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Heme oxygenase-1 gene induction as an intrinsic regulation against delayed cerebral vasospasm in rats.</a> Journal of Clinical Investigation. 104 (1), 59-66 (1999).</li>
<li>Dudhani, R. V., Kyle, M., Dedeo, C., Riordan, M., Deshaies, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Low+mortality+rat+model+to+assess+delayed+cerebral+vasospasm+after+experimental+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A Low mortality rat model to assess delayed cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (71), e4157(2013).</li>
<li>Iuliano, B. A., Pluta, R. M., Jung, C., Oldfield, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endothelial+dysfunction+in+a+primate+model+of+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Endothelial dysfunction in a primate model of cerebral vasospasm.</a> Journal of Neurosurgery. 100 (2), 287-294 (2004).</li>
<li>Barry, K. J., Gogjian, M. A., Stein, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+model+for+investigation+of+subarachnoid+hemorrhage+and+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Small animal model for investigation of subarachnoid hemorrhage and cerebral vasospasm.</a> Stroke. 10 (5), 538-541 (1979).</li>
<li>Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+blood+flow+and+cerebral+perfusion+pressure+in+a+new+noncraniotomy+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat.</a> Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).</li>
<li>Veelken, J. A., Laing, R. J. C., Jakubowski, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Sheffield+model+of+subarachnoid+hemorrhage+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The Sheffield model of subarachnoid hemorrhage in rats.</a> Stroke. 26 (7), 1279-1284 (1995).</li>
<li>Sugawara, T., Ayer, R., Jadhav, V., Zhang, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+grading+system+evaluating+bleeding+scale+in+filament+perforation+subarachnoid+hemorrhage+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">A new grading system evaluating bleeding scale in filament perforation subarachnoid hemorrhage rat model.</a> Journal of Neuroscience Methods. 167 (2), 327-334 (2008).</li>
<li>Egashira, Y., Shishido, H., Hua, Y., Keep, R. F., Xi, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+grading+system+based+on+magnetic+resonance+imaging+in+a+mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">New grading system based on magnetic resonance imaging in a mouse model of subarachnoid hemorrhage.</a> Stroke. 46 (2), 582-584 (2015).</li>
<li>Mutoh, T., Mutoh, T., Sasaki, K., Nakamura, K., Taki, Y., Ishikawa, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Value+of+three-dimensional+maximum+intensity+projection+display+to+assist+in+magnetic+resonance+imaging+%28MRI%29-based+grading+in+a+mouse+model+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+Science+Monitor%22%5BJournal%5D)">Value of three-dimensional maximum intensity projection display to assist in magnetic resonance imaging (MRI)-based grading in a mouse model of subarachnoid hemorrhage.</a> Medical Science Monitor. 22, 2050-2055 (2016).</li>
<li>Kothari, R. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ABCs+of+measuring+intracerebral+hemorrhage+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Stroke%22%5BJournal%5D)">The ABCs of measuring intracerebral hemorrhage volumes.</a> Stroke. 27 (8), 1304-1305 (1996).</li>
<li>Leclerc, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparison+of+pathophysiology+in+humans+and+rodent+models+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">A comparison of pathophysiology in humans and rodent models of subarachnoid hemorrhage.</a> Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71(2018).</li>
<li>Titova, E., Ostrowski, R. P., Zhang, J. H., Tang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+of+subarachnoid+hemorrhage+for+studies+of+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22Neurological+Research%22%5BJournal%5D)">Experimental models of subarachnoid hemorrhage for studies of cerebral vasospasm.</a> Neurological Research. 31 (6), 568-581 (2009).</li>
<li>Marbacher, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+review+of+in+vivo+animal+models+of+subarachnoid+hemorrhage%3A+Species%2C+standard+parameters%2C+and+outcomes%5BTitle%5D)+AND+%22Translational+Stroke+Research%22%5BJournal%5D)">Systematic review of in vivo animal models of subarachnoid hemorrhage: Species, standard parameters, and outcomes.</a> Translational Stroke Research. 10 (3), 250-258 (2019).</li>
<li>Marbacher, S., Fandino, J., Kitchen, N. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Standard+intracranial+in+vivo+animal+models+of+delayed+cerebral+vasospasm%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Standard intracranial in vivo animal models of delayed cerebral vasospasm.</a> British Journal of Neurosurgery. 24 (4), 415-434 (2010).</li>
<li>Thompson, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+cerebral+aneurysm+models%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgical+Focus%22%5BJournal%5D)">In vivo cerebral aneurysm models.</a> Neurosurgical Focus. 47 (1), 1-8 (2019).</li>
<li>Frontera, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prediction+of+symptomatic+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage%3A+The+modified+fisher+scale%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Prediction of symptomatic vasospasm after subarachnoid hemorrhage: The modified fisher scale.</a> Neurosurgery. 59 (1), 21-26 (2006).</li>
<li>Fisher, C. M., Kistler, J. P., Davis, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relation+of+cerebral+vasospasm+to+subarachnoid+hemorrhage+visualized+by+computerized+tomographic+scanning%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Relation of cerebral vasospasm to subarachnoid hemorrhage visualized by computerized tomographic scanning.</a> Neurosurgery. 6 (1), 1-9 (1980).</li>
<li>Wilson, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+and+quantitative+method+to+predict+symptomatic+vasospasm+after+subarachnoid+hemorrhage+based+on+computed+tomography%3A+Beyond+the+fisher+scale%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">A simple and quantitative method to predict symptomatic vasospasm after subarachnoid hemorrhage based on computed tomography: Beyond the fisher scale.</a> Neurosurgery. 71 (4), 869-875 (2012).</li>
<li>Schüller, K., Bühler, D., Plesnila, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+murine+model+of+subarachnoid+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">A murine model of subarachnoid hemorrhage.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. (81), e50845(2013).</li>
</ol>

Sin conflictos de intereses

En resumen, un modelo estandarizado de ratón de HSA inducido por operación de perforación de filamento endovascular se presenta con invasión menor, tiempo quirúrgico corto y tasas de mortalidad aceptables. La resonancia magnética se realiza 24 h después de la operación para asegurar el sitio de sangrado correcto y la exclusión de otras patologías intracraneales relevantes. Además, se clasificaron diferentes grados de sangrado de HSA y se midieron los volúmenes de sangrado, lo que permitió realizar análisis de subgrupos a...

La hemorragia subaracnoidea (HSA) es causada por la ruptura de un aneurisma intracraneal y plantea una emergencia potencialmente mortal, asociada con una morbilidad y mortalidad sustanciales, que representan aproximadamente el 5% de los accidentes cerebrovasculares 1,2. Los pacientes con HSA presentan cefaleas severas, disfunción neurológica y alteración progresiva de la conciencia3. Alrededor del 30% de los pacientes con HSA mueren dentro de los primeros 30 días después del evento hemorrágico inicial4. Clínicamente, el 50% de los pacientes experimentan lesión cerebral retardada (DBI) después de una lesión cerebral temprana. La DBI se caracteriza por isquemia cerebral retardada y déficits neurológicos retardados. Los estudios actuales han demostrado que los efectos sinérgicos de varios factores diferentes conducen a la pérdida de la función neurológica, incluida la destrucción de la barrera hematoencefálica, la contracción de arterias pequeñas, la disfunción microcirculatoria y la trombosis 5,6.
Un aspecto único de la HSA es que la patogénesis se origina en una ubicación extraparenquimatosa, pero luego conduce a cascadas perjudiciales dentro del parénquima: la patología comienza con la acumulación de sangre en el espacio subaracnoideo, desencadenando una multitud de efectos intraparenquimatosos, como neuroinflamación, apoptosis de células neuronales y endoteliales, despolarización de propagación cortical y formación de edema cerebral7, 8.
La investigación clínica está limitada por varios factores, lo que hace que el modelo animal sea un elemento crítico para imitar de manera consistente y precisa los cambios pathomecanicistas de la enfermedad. Se han propuesto diferentes protocolos modelo de HSA, por ejemplo, inyección de sangre autóloga en la cisterna magna (ACM). También, un método modificado con una doble inyección de sangre autóloga en la cisterna magna y cisterna de quiasma óptico (APC) respectivamente 9,10. Si bien la inyección autóloga en sangre es una forma sencilla de simular el proceso patológico del vasoespasmo y las reacciones inflamatorias después de la hemorragia subaracnoidea, el siguiente aumento de la presión intracraneal (PIC) es relativamente lento, y no se inducen cambios notables en la permeabilidad de la barrera hematoencefálica11,12. Otro método, la colocación de sangre periarterial, generalmente utilizada en modelos grandes de HSA (por ejemplo, monos y perros), consiste en colocar sangre autóloga anticoagulada o productos sanguíneos comparables alrededor del vaso. Los cambios de diámetro de la arteria se pueden observar con un microscopio, que sirve como indicador de vasoespasmo cerebral después de laHSA 13.
Barry et al. describieron por primera vez un modelo de perforación endovascular en 1979 en el que la arteria basilar se expone después de extirpar el cráneo; luego se perfora la arteria con microelectrodos de tungsteno, utilizando una técnica estereotáctica microscópica14. En 1995, Bederson y Veelken modificaron el modelo Zea-Longa de isquemia cerebral y establecieron la perforación endovascular, que se ha mejorado continuamente desdeel año 15,16. Este método se basa en el hecho de que ratones y humanos comparten una red vascular intracraneal similar, conocida como el círculo de Willis.
Para la evaluación postoperatoria y la calificación de la HSA en el modelo de ratón, se han propuesto diferentes enfoques. Sugawara et al. desarrollaron una escala de clasificación que ha sido ampliamente utilizada desde 200817. Este método evalúa la gravedad de la HSA en función de los cambios morfológicos. Sin embargo, para este método, la morfología del tejido cerebral del ratón debe examinarse bajo visión directa y, por lo tanto, el ratón debe sacrificarse para su evaluación. Además, se han establecido varios métodos para determinar la gravedad de la HSA in vivo. Los enfoques van desde la puntuación neurológica simple hasta el monitoreo de la presión intracraneal (PIC) y varias técnicas de imagen radiológica. Además, la clasificación por resonancia magnética se ha demostrado como una nueva herramienta no invasiva para calificar la gravedad de la HSA, correlacionándose con la puntuación neurológica18,19.
Aquí, se presenta un protocolo para un modelo de HSA causado por perforación endovascular, combinado con resonancia magnética postoperatoria. En un intento de establecer un sistema para objetivar la cantidad de sangrado en un entorno in vivo , también desarrollamos un sistema para la clasificación de la HSA y la cuantificación del volumen sanguíneo total basado en la resonancia magnética ponderada en T2 de alta resolución de 7.0 T. Este enfoque asegura la correcta inducción de la HSA y la exclusión de otras patologías como el ictus, la hidrocefalia o la hemorragia intracerebral (ICH) y complicaciones.

<table><tbody><tr><td>Crema para el contorno de ojos</td><td>Bayer</td><td>815529836</td><td>Bepanthen</td></tr><tr><td>Software de análisis de imágenes</td><td>ImageJ</td><td></td><td>Incluido con Java 1.8.0_172</td></tr><tr><td>Sutura de ligadura (5-0)</td><td>SMI</td><td></td><td>Silk negro USP</td></tr><tr><td>Fuente de luz para microscopio</td><td>Zeiss</td><td>CL 6000 LED</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>CP-pharma</td><td>797-037</td><td>100 mg/mL</td></tr><tr><td>MRI</td><td>Bruker</td><td>Pharmascan 70/16</td><td>&nbsp; 7</td></tr><tr><td>imágenes de resonancia magnética de Tesla software adquirido</td><td>Bruker</td><td></td><td>Bruker Paravision 5.1</td></tr><tr><td>Paracetamol (40 mg/mL)</td><td>bene Arzneimittel</td><td>4993736</td><td></td></tr><tr><td>Filamento Prolene (5-0)</td><td>Erhicon</td><td>EH7255</td><td></td></tr><tr><td>Navaja</td><td>Wella</td><td>HS61</td><td></td></tr><tr><td>Instrumento quirúrgico (Tijeras finas)</td><td>FST</td><td>14060-09</td><td></td></tr><tr><td>Instrumental quirúrgico (pinzas#1)</td><td>AESCULAP</td><td>FM001R</td><td></td></tr><tr><td>Instrumental quirúrgico (pinzas#2)</td><td>AESCULAP</td><td>FD2855R</td><td></td></tr><tr><td>Instrumental quirúrgico (pinzas#3)</td><td>Hammacher</td><td>HCS 082-12</td><td></td></tr><tr><td>Instrumental quirúrgico (Portaagujas)</td><td>FST</td><td>91201-13</td><td></td></tr><tr><td>Instrumental quirúrgico (Tijeras de resorte Vannas)</td><td>FST</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio</td> <td>quirúrgicoZeiss</td><td>Stemi 2000 C</td><td></td></tr><tr><td>Monitoreo de ventilación</td><td>Stony Brook</td><td></td><td>Monitoreo de animales pequeños & Sistema de compuerta</td></tr><tr><td>Sutura de herida(4-0)</td><td>Erhicon</td><td>CB84D</td><td></td></tr><tr><td>Xylavet</td><td>CP-pharma</td><td>797-062</td><td>20 mg/mL</td></tr></tbody></table>

modelo de perforación endovascular para hemorragia subaracnoidea combinada con resonancia magnética (irm)

Endovascular Perforation Model for Subarachnoid Hemorrhage Combined with Magnetic Resonance Imaging (MRI)

El modelo de perforación de filamento endovascular para imitar la hemorragia subaracnoidea (HSA) es un modelo de uso común, sin embargo, la técnica puede causar una alta tasa de mortalidad, así como un volumen incontrolable de HSA y otras complicaciones intracraneales como accidente cerebrovascular o hemorragia intracraneal. En este protocolo, se presenta un modelo estandarizado de ratón SAH, inducido por perforación de filamento endovascular, combinado con imágenes de resonancia magnética (MRI) 24 h después de la operación para asegurar el sitio de sangrado correcto y excluir otras patologías intracraneales relevantes. Brevemente, los ratones C57BL/6J son anestesiados con una inyección intraperitoneal de ketamina/xilazina (70 mg/16 mg/kg de peso corporal) y colocados en posición supina. Después de la incisión del cuello en la línea media, se exponen la arteria carótida común (CCA) y la bifurcación carotídea, y se inserta una sutura de polipropileno monofilamento no absorbible 5-0 de manera retrógrada en la arteria carótida externa (ECA) y se avanza hacia la arteria carótida común. Luego, el filamento se invagina en la arteria carótida interna (ICA) y se empuja hacia adelante para perforar la arteria cerebral anterior (ACA). Después de la recuperación de la cirugía, los ratones se someten a una resonancia magnética de 7.0 T 24 h más tarde. El volumen de sangrado se puede cuantificar y clasificar a través de una resonancia magnética postoperatoria, lo que permite un grupo experimental robusto de HSA con la opción de realizar análisis de subgrupos adicionales basados en la cantidad de sangre.

Mortalidad Para este estudio, un total de 92 ratones machos C57Bl/6J de entre 8 y 12 semanas de edad fueron sometidos a una operación de HSA; en estos, observamos una tasa de mortalidad global del 11,9% (n = 12). La mortalidad ocurrió exclusivamente dentro de las primeras 6-24 h después de la cirugía, lo que sugiere la mortalidad perioperatoria, así como el sangrado de HSA en sí mismo como los factores contribuyentes más probables.
Grado de sangrado de HSA<...

Aquí presentamos un modelo estandarizado de ratón SAH, inducido por perforación de filamento endovascular, combinado con imágenes de resonancia magnética (MRI) 24 h después de la operación para asegurar el sitio de sangrado correcto y excluir otras patologías intracraneales relevantes.

Modelo de perforación endovascular para hemorragia subaracnoidea combinada con resonancia magnética (IRM)

The endovascular filament perforation model to mimic subarachnoid hemorrhage (SAH) is a commonly used model - however, the technique can cause a high ...

El modelo de perforación endovascular combinado con resonancia magnética postoperatoria permite verificar el sangrado y excluir otras patologías intercraneales. Una de las ventajas de este enfoque es la opción de cuantificar el volumen de sangrado para un análisis adicional de subgrupos. Comience afeitando el vello del cuello del ratón.Aplique ungüento oftálmico durante el procedimiento. Desinfectar la piel con etanol al 70% seguido de betadina o clorhexidina y aplicar 1%lidocaína. Coloque el ratón en posición supina con la cabeza y el torso mirando hacia arriba.Estabilice el ratón dorsalmente usando cinta adhesiva en las cuatro extremidades. Estira la piel del cuello y levántala. Despliegue la piel del cuello desde la barbilla hasta el borde superior del esternón y separe las glándulas salivales del tejido conectivo adyacente.Exponga la vaina de la arteria carótida común separando los músculos a lo largo de un lado de la tráquea. Exponer el campo quirúrgico con un retractor o un hisopo de gasa estéril y desprender la arteria carótida y dejar un 8-0 libre sutura de seda sin ligarla, asegurando no dañar el nervio vago. Diseccionar el extremo distal de la ECA y ligar los vasos dos veces en posición distal.En el punto medio del segmento de filamento dos veces ligado se desune el ECA y crea un muñón de vaso. Deje una sutura de seda alrededor del ICA sin cerrarlo. Prearorganice una ligadura para el filamento alrededor del muñón ECA.No lo cierre hasta la inserción exitosa del filamento. Cierre el ICA y el CCA temporalmente usando una sutura o micro clip. Usando tijeras microvasculares, haga una incisión en el ECA e inserte un filamento 5-0 alternativamente 4-O Prolene, y avance hacia CCA.Cierre la ligadura en el ECA mientras separa el micro clip en el ICA y el CCA. Tire hacia atrás del filamento suavemente y ajuste el muñón ECA en la dirección craneal mientras invagina el filamento a través de la bifurcación en el ICA. Coloque la punta del filamento medialmente en un ángulo de aproximadamente 30 grados con respecto a la línea media traqueal en plano horizontal y empuje dentro de ICA.En la bifurcación ACA-MCA, se observa resistencia. Mueva el filamento hacia adelante hasta tres milímetros y perfore el ACA derecho. Retire rápidamente el filamento al muñón ECA permitiendo el flujo sanguíneo en el espacio subaracnoideo.Coloque el filamento en esta posición durante 10 segundos. Retire el filamento. El CCA se puede cerrar temporalmente de antemano para evitar la pérdida excesiva de sangre y luego retirar el filamento.Ligar el ECA usando suturas preestablecidas y volver a abrir el CCA si lo ha cerrado antes. La presencia de temblores musculares, miosis ipsilateral, jadeo por respirar, alteración del ritmo cardíaco e incontinencia urinaria pueden ser evidencia de apoyo de una cirugía exitosa. Asegúrese de que no haya fugas de sangrado y desinfecte la piel.Sutura la herida. Coloque el ratón en una caja térmica y espere hasta que el animal tenga la conciencia suficiente para tener reclinación esternal. Para aliviar el dolor, administre 1,2 miligramos por mililitro de paracetamol.Usando un escáner de roedores en un resonador de cabeza de ratón, realice una resonancia magnética después de 24 horas de cirugía, coloque el mouse sobre una manta de agua circulante calentada a 37 grados centígrados. Primero, realice un escaneo de referencia rápida adquiriendo tres paquetes de rebanadas ortogonales. A continuación, utilice una secuencia de eco de giro turbo turbo ponderada T2 de alta resolución para obtener imágenes.Transfiera los datos al formato de imagen DICOM y utilice el software Imagej para la clasificación SAH y la volumetría de coágulos sanguíneos. Para asegurar el sitio de sangrado correcto y excluir otras patologías intracraneales, se realizaron resonancias magnéticas 24 horas después de la operación. El grado de sangrado de LAH se cuantificó en función de las resonancias magnéticas ponderadas en T2.Entre los ratones examinados, el 14% de los animales se clasificaron como sangrado de grado cero sin evidencia radiológica de HSA o hemorragia. La mayoría de los animales mostraron grados de sangrado entre uno y tres, y el 10% mostró sangrado de cuarto grado que se definió SAH a lo largo del accidente cerebrovascular y / o ICH. Se cuantificó el volumen total de sangrado de cada grado de HSA, basado en el grosor de la HSA, lo que ayuda a determinar el área de sangrado.El volumen de sangrado calculado en función del grosor axial de la HSA mostró diferencias significativas en sus correspondientes subgrupos de grado uno a tres. A lo largo de toda la cirugía, una disección completa del tejido de conexión circundante es crucial para el posicionamiento correcto de las suturas. Asegúrese de que la longitud del muñón ECA sea suficiente para que tenga un espacio de trabajo cómodo para la ligadura, la incisión y la inserción del filamento.Nunca empuje el filamento hacia adelante cuando sienta resistencia antes de la bifurcación MCA-ACA para evitar la perforación prematura del vaso.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Hemorragia subaracnoidea aneurismática (HSA) es la hemorragia que se produce en el espacio subaracnoideo cuando un aneurisma se rompe. Mientras que la morbilidad y la mortalidad por este evento ha estado en un declive debido a la mejora de los métodos de tratamiento, el riesgo de vasoespasmo después de la hemorragia subaracnoidea continúa siendo el mismo que era hace unos años. La importancia de establecer un modelo animal completo y reproducible para identificar sucesos iniciadores de...

Una baja mortalidad modelo de rata para evaluar vasoespasmo cerebral retardado tras la hemorragia subaracnoidea experimental

Comience con un paciente diagnosticado con aneurismas cerebrales, una afección en la que los vasos sanguíneos del cerebro se abultan y se llenan de sangre.Asegure la cabeza del paciente dentro de la bobina de cabeza de una máquina de resonancia magnética. Inicie la toma de imágenes. El sistema genera un fuerte campo magnético, alineando los protones en el tejido cerebral a lo largo de su dirección. Inicie el eco de gradiente rápido preparado para la magnetización o la secuencia MPRAGE aplicando...

Imágenes por resonancia magnética de aneurismas cerebrales con MPRAGE

Los espacios perivasculares (PVS, por sus siglas en inglés) son espacios llenos de líquido alrededor de los vasos sanguíneos del cerebro que participan en el drenaje de líquidos. Para examinar las alteraciones en la EVP durante un accidente cerebrovascular de un vaso pequeño, realice una resonancia magnética (RM) de la región de los ganglios basales en el cerebro del paciente. El protocolo de imagen incluye las secuencias de eco de espín rápido ponderado en T2 y recuperación de inversión...

Imágenes por resonancia magnética de espacios perivasculares en el cerebro humano durante un accidente cerebrovascular de un vaso pequeño

El video muestra la inducción de hemorragia subaracnoidea a través de la perforación endovascular en un modelo de ratón. Se realiza una incisión en la región del cuello del ratón anestesiado para acceder a la arteria carótida común y su bifurcación. Se inserta un filamento a través de las arterias para perforar una rama de la arteria intracraneal, induciendo una hemorragia subaracnoidea.

Inducción de una hemorragia subaracnoidea en un modelo de ratón mediante perforación endovascular

Un modelo de ratón estándar de la hemorragia subaracnoidea por el Círculo de Willis intraluminal perforación se describe. Perforación de vasos y hemorragia subaracnoidea son monitoreados por el monitoreo de la presión intracraneal. Además diversos parámetros vitales se registran y se controlan para mantener las condiciones fisiológicas.

Un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

El modelo experimental de hemorragia subaracnoidea (HSA) con derivación de sangre intracraneal controlada por presión en el conejo combina los procedimientos estándar: canulación de la arteria subclavia y punción transcutánea de cisterna magna, lo que permite imitar de cerca las condiciones fisiopatológicas humanas después de la HSA. Presentamos instrucciones paso a paso y discutimos los puntos quirúrgicos clave para la creación exitosa de SAH experimental.

El Conejo Modelo Blood-shunt para el Estudio de la aguda y secuelas tardías de Hemorragia subaracnoidea: Aspectos Técnicos

El objetivo de este artículo es presentar un método que permite una reconstrucción 3 dimensional del árbol cerebrovascular en ratones después micro tomografía computada y determinación de volúmenes de segmentos de todo buque que pueden utilizarse para cuantificar el vasoespasmo cerebral en modelos murinos de hemorragia subaracnoidea.

Un método volumétrico para la cuantificación de vasoespasmo Cerebral en un modelo murino de hemorragia subaracnoidea

Describimos en este protocolo un modelo estandarizado de hemorragia subaracnoidea (SAH) mediante una doble inyección de sangre entera autóloga en la cisterna magna. El alto grado de estandarización del procedimiento de doble inyección representa un modelo de media a aguda de SAH con relativa seguridad con respecto a la mortalidad.

Doble inyección directa de sangre en la Cisterna Magna como modelo de hemorragia subaracnoidea

El objetivo de este manuscrito es presentar un método basado en la sonografía que permite la obtención de imágenes in vivo del flujo sanguíneo en las arterias cerebrales en ratones. Demostramos su uso para determinar los cambios en las velocidades del flujo de sangre asociadas al vasospasm en modelos murine de la hemorragia subaracoidea (SAH).

Análisis Del Vasospasmo Cerebral En Un Modelo Murino De Hemorragia Subaracnoidea Con Ultrasonido Dúplex Transcraneal De Alta Frecuencia

La resonancia magnética (MRI) se ha convertido en una herramienta cada vez más popular para examinar el fenotipo de los ratones alterados genéticamente. Este artículo ilustra los métodos necesarios para alcanzar un alto rendimiento fenotipo de los ratones alterados genéticamente con múltiples ratón MRI.

Múltiples imágenes del ratón neuroanatómicos de Resonancia Magnética

Aprende un modelo de perforación endovascular para hemorragia subaracnoidea en ratones combinado con resonancia magnética. Este método permite verificar el sitio de sangrado y cuantificar volúmenes para análisis de subgrupos.

Modelo de perforación endovascular para hemorragia subaracnoidea combinada con resonancia magnética (IRM)

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