Name: Limpieza óptica de tejidos vegetales para imágenes de fluorescencia (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-01-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 55 s
Description: Aprende a limpiar tejidos vegetales con ClearSee y ClearSeeAlpha para obtener imágenes de fluorescencia en profundidad sin seccionar. Este método no invasivo preserva la morfología intacta y acelera el descubrimiento de nuevos fenómenos en biología vegetal.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este trabajo fue apoyado por la Sociedad Japonesa para la Promoción de la Ciencia (Grant-in-Aid for Scientific Research on Innovative Areas (JP16H06464, JP16H06280 to T.H.), Grant-in-Aid for Scientific Research (B, JP17H03697 to D.K.), Grant-in-Aid for Challenging Exploratory Research (JP18K19331 to D.K.), Grant-in-Aid for Scientific Research on Innovative Areas (JP20H05358 for D.K.)) y la Agencia Japonesa de Ciencia y Tecnología (programa PRESTO (JPMJPR15QC a Y.M., JPMJPR18K4 a D.K.)). Los autores están agradecidos con el Live Imaging Center del Instituto de Biomoléculas Transformadoras (WPI-ITbM) de la Universidad de Nagoya por apoyar los estudios microscópicos y Editage (www.editage.com) para la edición en inglés.

1. Preparación de soluciones de compensación
<ol><li>Para preparar la solución de CS, disuelva el 10% (p/v) de xilitol, el 15% (p/v) desoxicolato de sodio y el 25% (p/v) de urea en agua destilada en un agitador magnético. NOTA: El polvo de desoxicolato de sodio debe pesarse en una cámara de tiro, ya que flota fácilmente en el aire. CS se puede almacenar a temperatura ambiente en la oscuridad durante más de 1 año.</li>
	<li>Para preparar la solución csa, agregue sulfito de sodio (concentración final de 50 mM) a la solución CS obtenida anteriormente. NOTA: Agregue sulfito de sodio a la solución de CS justo antes de usarlo, ya que el agente reductor se desactiva fácilmente.</li>
</ol>2. Preparación de la solución fijadora
<ol><li>Transfiera 40 ml de agua esterilizada a un tubo cónico y agregue 2 g de paraformaldehído. Añadir 200 μL de 2 N NaOH para aumentar el pH de la solución. Después de cerrar y sellar el tubo con parafilm, incubar a 60 °C con inversiones ocasionales hasta que todo se disuelva.</li>
	<li>Después de enfriar la solución a temperatura ambiente, agregue 5 ml de solución salina tamponada con fosfato (PBS) 10x para ajustar el pH a 7.4. Agregue agua esterilizada para completar el volumen a 50 ml. NOTA: Se prefiere una solución fijadora recién preparada. La solución también se puede almacenar a -30 °C durante varios meses.</li>
</ol>3. Fijación de muestras
<ol><li>Sumergir muestras de plantas en la solución fijadora en un microtubo (Figura 1A), asegurando que el volumen de la solución fijadora sea más de cinco veces el volumen de la muestra.</li>
	<li>Selle el microtubo con una película parapelícula y haga agujeros con una aguja. No deje el tubo abierto debido al riesgo de derrame de la muestra durante la descompresión al vacío.</li>
	<li>Coloque el microtubo en un desecador y ajuste lentamente el grado de vacío (~ 690 mmHg) para que las burbujas aparezcan gradualmente a partir de las muestras (Figura 1B-C). Apague la bomba de vacío después de evacuar el desecador. Deje el microtubo sin molestar durante 30 minutos a temperatura ambiente.</li>
	<li>Ventile el desecador con cuidado para evitar que se perturben las muestras. Vuelva a encender la bomba de vacío y apáguela después de evacuar el desecador. Deje el microtubo sin molestar durante 30 minutos a temperatura ambiente. NOTA: Se debe tener cuidado para evitar daños en las muestras al ventilar el desecador. La penetración de la solución fijadora en las muestras se ve reforzada por dos tratamientos de vacío. El tratamiento de vacío adicional ayuda a penetrar la solución fijadora en muestras más gruesas.</li>
	<li>Abra el desecador con cuidado sin golpear la solución fijadora en el microtubo. Usando una micropipeta, retire la solución fijadora y agregue 1x PBS. Después de almacenar durante 1 minuto, reemplace el PBS antiguo con el nuevo PBS 1x (Figura 1D).</li>
</ol>4. Compensación
<ol><li>Después de quitar PBS, agregue cinco veces el volumen de muestra de la solución de limpieza.</li>
	<li>Selle el microtubo con parafilm y haga agujeros con una aguja. Coloque las muestras en el desecador, evacue como en el paso 3.3 y apague la bomba de vacío. Deje el microtubo sin molestar durante 60 minutos a temperatura ambiente.</li>
	<li>Abra el desecador suavemente. Cierre el microtubo con parafilm y guárdelo a temperatura ambiente en la oscuridad para evitar el fotoblanqueo de proteínas fluorescentes. Invierta el microtubo cada 1-2 días para acelerar el proceso de limpieza.</li>
	<li>Cuando la solución de limpieza se vuelva verde, reemplácela con nuevas soluciones de limpieza hasta que la solución permanezca incolora (Figura 1E-H).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63428/63428fig01.jpg"> Figura 1: Procedimiento para el tratamiento del SC. (A) Plántula de Arabidopsis en solución de PFA (paraformaldehído) al 4%. (B) La muestra se coloca en un desecador. (C) La plántula se fija al vacío. (D) La plántula se empapa en la solución de PFA después del tratamiento al vacío. (E) Plántula resultante tratada con solución de limpieza de 3 días. Observe el color verde de la solución de limpieza. (F) La solución de limpieza se reemplaza 3 días después del tratamiento. (G) Plántula tratada con solución de limpieza resultante de 5 días. (H) La solución de limpieza se reemplaza 5 días después del tratamiento. Barras de escala: 1 cm (A,C-H) y 5 cm (B). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63428/63428fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
5. Tinción química de tinte
<ol><li>Al microtubo, añadir Hoechst 33342 (concentración final de 10 μg/mL) para la tinción nuclear o Calcofluor White (concentración final de 1 mg/ml) para la tinción de la pared celular y esperar 1 h. Después de retirar la solución de tinte, lave la muestra con una solución de limpieza fresca durante 1 h. NOTA: La tinción y el lavado durante la noche pueden mejorar la penetración del tinte fluorescente en los tejidos y reducir la fluorescencia de fondo. Varios colorantes fluorescentes son compatibles con la solución CS como Basic Fuchsin9 (lignina), Auramine O9 (lignina, suberina y cutina), Nile Red9 (suberina), Direct Yellow 969, Direct Red 239 y SR220010,11 (paredes celulares).</li>
</ol>6. Observación
<ol><li>Corte la lámina de caucho de silicona con una cuchilla de afeitar para preparar un marco para el espaciador (Figura 2A). NOTA: Ajuste el grosor de la lámina de caucho de silicio de acuerdo con el grosor de la muestra. Como las muestras tratadas con solución de limpieza son suaves, se dañarán si se cubren directamente con el vidrio de la cubierta.</li>
	<li>Coloque el marco de silicona sobre el vidrio de la cubierta (por ejemplo, 25 x 60 mm) (Figura 2B). Coloque las muestras tratadas dentro del marco y agregue ~ 100 μL de solución de limpieza para eliminar cualquier burbuja en el marco. Cubra con otra cubierta de vidrio (18 x 18 mm o 24 x 24 mm) para evitar la evaporación de la solución de limpieza (Figura 2C).</li>
	<li>Observe las muestras bajo un microscopio fluorescente. Después de la observación, devuelva las muestras a la solución de limpieza tomada en un microtubo y guárdelas a temperatura ambiente en la oscuridad.</li>
</ol><img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63428/63428fig02.jpg"> Figura 2: Preparación de muestras para observación microscópica. (A) Cortar una lámina de silicona de 0,2 mm de espesor en un marco. (B) Coloque el marco de la hoja de silicona sobre el vidrio de la cubierta. (C) Coloque la muestra tratada con solución de limpieza (marcada por un borde punteado) dentro del marco y cúbrala con un vidrio de cubierta. Barras de escala: 5 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63428/63428fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

<ol><li>Vogelmann, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+within+the+plant%5BTitle%5D)+AND+%22Photomorphogenesis+in+Plants%22%5BJournal%5D)">Light within the plant.</a> Photomorphogenesis in Plants. , 491-535 (1994).</li>
<li>Krause, G. H., Weis, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chlorophyll+fluorescence+and+photosynthesis%3A+The+basics%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Plant+Physiology+and+Plant+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Chlorophyll fluorescence and photosynthesis: The basics.</a> Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology. 42 (1), 313-349 (1991).</li>
<li>Pourcel, L., Routaboul, J., Cheynier, V., Lepiniec, L., Debeaujon, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flavonoid+oxidation+in+plants%3A+from+biochemical+properties+to+physiological+functions%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Plant+Science%22%5BJournal%5D)">Flavonoid oxidation in plants: from biochemical properties to physiological functions.</a> Trends in Plant Science. 12 (1), 29-36 (2007).</li>
<li>Lersten, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+annotated+bibliography+of+botanical+clearing+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Iowa+State+Journal+of+Science%22%5BJournal%5D)">An annotated bibliography of botanical clearing methods.</a> Iowa State Journal of Science. 41 (4), 481-486 (1967).</li>
<li>Villani, T. S., Koroch, A. R., Simon, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+clearing+and+mounting+solution+to+replace+chloral+hydrate+in+microscopic+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Applications+in+Plant+Sciences%22%5BJournal%5D)">An improved clearing and mounting solution to replace chloral hydrate in microscopic applications.</a> Applications in Plant Sciences. 1 (5), 1300016(2013).</li>
<li>Becker, K., Jährling, N., Saghafi, S., Weiler, R., Dodt, H. -U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemical+clearing+and+dehydration+of+GFP+expressing+mouse+brains%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Chemical clearing and dehydration of GFP expressing mouse brains.</a> PLoS ONE. 7 (3), 33916(2012).</li>
<li>Kurihara, D., Mizuta, Y., Sato, Y., Higashiyama, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ClearSee%3A+a+rapid+optical+clearing+reagent+for+whole-plant+fluorescence+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">ClearSee: a rapid optical clearing reagent for whole-plant fluorescence imaging.</a> Development. 142 (23), 4168-4179 (2015).</li>
<li>Kurihara, D., Mizuta, Y., Nagahara, S., Higashiyama, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ClearSeeAlpha%3A+advanced+optical+clearing+for+whole-plant+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+and+Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">ClearSeeAlpha: advanced optical clearing for whole-plant imaging.</a> Plant and Cell Physiology. 62 (8), 1302-1310 (2021).</li>
<li>Ursache, R., Andersen, T. G., Marhavý, P., Geldner, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+protocol+for+combining+fluorescent+proteins+with+histological+stains+for+diverse+cell+wall+components%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Journal%22%5BJournal%5D)">A protocol for combining fluorescent proteins with histological stains for diverse cell wall components.</a> The Plant Journal. 93 (2), 399-412 (2018).</li>
<li>Tofanelli, R., Vijayan, A., Scholz, S., Schneitz, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocol+for+rapid+clearing+and+staining+of+fixed+Arabidopsis+ovules+for+improved+imaging+by+confocal+laser+scanning+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Methods%22%5BJournal%5D)">Protocol for rapid clearing and staining of fixed Arabidopsis ovules for improved imaging by confocal laser scanning microscopy.</a> Plant Methods. 15 (1), 120(2019).</li>
<li>Vijayan, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+digital+3D+reference+atlas+reveals+cellular+growth+patterns+shaping+the+Arabidopsis+ovule%5BTitle%5D)+AND+%22eLife%22%5BJournal%5D)">A digital 3D reference atlas reveals cellular growth patterns shaping the Arabidopsis ovule.</a> eLife. 10, 1-38 (2021).</li>
<li>Müller, S. M., Galliardt, H., Schneider, J., George Barisas, B., Seidel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+F%C3%B6rster+resonance+energy+transfer+by+monitoring+sensitized+emission+in+living+plant+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Plant+Science%22%5BJournal%5D)">Quantification of Förster resonance energy transfer by monitoring sensitized emission in living plant cells.</a> Frontiers in Plant Science. 4, 1-20 (2013).</li>
<li>Mizuta, Y., Kurihara, D., Higashiyama, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-photon+imaging+with+longer+wavelength+excitation+in+intact+Arabidopsis+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Protoplasma%22%5BJournal%5D)">Two-photon imaging with longer wavelength excitation in intact Arabidopsis tissues.</a> Protoplasma. 252, 1231-1240 (2015).</li>
<li>Littlejohn, G. R., Gouveia, J. D., Edner, C., Smirnoff, N., Love, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perfluorodecalin+enhances+in+vivo+confocal+microscopy+resolution+of+Arabidopsis+thaliana+mesophyll%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">Perfluorodecalin enhances in vivo confocal microscopy resolution of Arabidopsis thaliana mesophyll.</a> New Phytologist. 186 (4), 1018-1025 (2010).</li>
<li>Warner, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+optical+clearing+technique+for+plant+tissues+allowing+deep+imaging+and+compatible+with+fluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">An optical clearing technique for plant tissues allowing deep imaging and compatible with fluorescence microscopy.</a> Plant Physiology. 166 (4), 1684-1687 (2014).</li>
<li>Hasegawa, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+imaging+of+plant+organs+using+a+simple+and+rapid+transparency+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+and+Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional imaging of plant organs using a simple and rapid transparency technique.</a> Plant and Cell Physiology. 57 (3), 462-472 (2016).</li>
<li>Musielak, T. J., Slane, D., Liebig, C., Bayer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+versatile+optical+clearing+protocol+for+deep+tissue+imaging+of+fluorescent+proteins+in+Arabidopsis+thaliana%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">A versatile optical clearing protocol for deep tissue imaging of fluorescent proteins in Arabidopsis thaliana.</a> PLOS ONE. 11 (8), 0161107(2016).</li>
<li>Sakamoto, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+clearing+method+contributes+to+deep+imaging+of+plant+organs%5BTitle%5D)+AND+%22Research+Square%22%5BJournal%5D)">Improved clearing method contributes to deep imaging of plant organs.</a> Research Square. , (2021).</li>
<li>Tanaka, E., Ono, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-leaf+fluorescence+imaging+to+visualize+in+planta+fungal+structures+of+Victory+onion+leaf+rust+fungus%2C+Uromyces+japonicus%2C+and+its+taxonomic+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Mycoscience%22%5BJournal%5D)">Whole-leaf fluorescence imaging to visualize in planta fungal structures of Victory onion leaf rust fungus, Uromyces japonicus, and its taxonomic evaluation.</a> Mycoscience. 59 (2), 137-146 (2018).</li>
<li>Ohtsu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+deep+imaging+of+syncytium+induced+by+the+soybean+cyst+nematode+Heterodera+glycines%5BTitle%5D)+AND+%22Protoplasma%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal deep imaging of syncytium induced by the soybean cyst nematode Heterodera glycines.</a> Protoplasma. 254, 2107-2115 (2017).</li>
<li>Duman, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Short+de-etiolation+increases+the+rooting+of+VC801+Avocado+rootstock%5BTitle%5D)+AND+%22Plants%22%5BJournal%5D)">Short de-etiolation increases the rooting of VC801 Avocado rootstock.</a> Plants. 9 (11), 1481(2020).</li>
<li>Ho, W. W. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrative+multi-omics+analyses+of+barley+rootzones+under+salinity+stress+reveal+two+distinctive+salt+tolerance+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Communications%22%5BJournal%5D)">Integrative multi-omics analyses of barley rootzones under salinity stress reveal two distinctive salt tolerance mechanisms.</a> Plant Communications. 1 (3), 100031(2020).</li>
<li>Arsovski, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BrphyB+is+critical+for+rapid+recovery+to+darkness+in+mature+Brassica+rapa+leaves%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">BrphyB is critical for rapid recovery to darkness in mature Brassica rapa leaves.</a> bioRxiv. , (2020).</li>
<li>Doll, Y., Koga, H., Tsukaya, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+diversity+of+stomatal+development+regulation+in+Callitriche+is+related+to+the+intrageneric+diversity+in+lifestyles%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">The diversity of stomatal development regulation in Callitriche is related to the intrageneric diversity in lifestyles.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (14), (2021).</li>
<li>Eliyahu, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vegetative+propagation+of+elite+Eucalyptus+clones+as+food+source+for+honeybees+%28Apis+mellifera%29%3B+adventitious+roots+versus+callus+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Israel+Journal+of+Plant+Sciences%22%5BJournal%5D)">Vegetative propagation of elite Eucalyptus clones as food source for honeybees (Apis mellifera); adventitious roots versus callus formation.</a> Israel Journal of Plant Sciences. 67 (1-2), 83-97 (2020).</li>
<li>Kelliher, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MATRILINEAL%2C+a+sperm-specific+phospholipase%2C+triggers+maize+haploid+induction%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">MATRILINEAL, a sperm-specific phospholipase, triggers maize haploid induction.</a> Nature. 542, 105-109 (2017).</li>
<li>Aki, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytokinin+signaling+is+essential+for+organ+formation+in+Marchantia+polymorpha%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+and+Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Cytokinin signaling is essential for organ formation in Marchantia polymorpha.</a> Plant and Cell Physiology. 60 (8), 1842-1854 (2019).</li>
<li>Kinoshita, A., Koga, H., Tsukaya, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expression+profiles+of+ANGUSTIFOLIA3+and+SHOOT+MERISTEMLESS%2C+key+genes+for+meristematic+activity+in+a+one-leaf+plant+Monophyllaea+glabra%2C+revealed+by+whole-mount+in+situ+hybridization%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Plant+Science%22%5BJournal%5D)">Expression profiles of ANGUSTIFOLIA3 and SHOOT MERISTEMLESS, key genes for meristematic activity in a one-leaf plant Monophyllaea glabra, revealed by whole-mount in situ hybridization.</a> Frontiers in Plant Science. 11, 1-11 (2020).</li>
<li>Okazawa, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localization+of+planteose+hydrolysis+during+seed+germination+of+Orobanche+minor%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Localization of planteose hydrolysis during seed germination of Orobanche minor.</a> bioRxiv. , 448768(2021).</li>
<li>Chen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((VAPYRIN+attenuates+defence+by+repressing+PR+gene+induction+and+localized+lignin+accumulation+during+arbuscular+mycorrhizal+symbiosis+of+Petunia+hybrida%5BTitle%5D)+AND+%22New+Phytologist%22%5BJournal%5D)">VAPYRIN attenuates defence by repressing PR gene induction and localized lignin accumulation during arbuscular mycorrhizal symbiosis of Petunia hybrida.</a> New Phytologist. 229 (6), 3481-3496 (2021).</li>
<li>Chu, T. T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sub-cellular+markers+highlight+intracellular+dynamics+of+membrane+proteins+in+response+to+abiotic+treatments+in+rice%5BTitle%5D)+AND+%22Rice%22%5BJournal%5D)">Sub-cellular markers highlight intracellular dynamics of membrane proteins in response to abiotic treatments in rice.</a> Rice. 11, 23(2018).</li>
<li>Alaguero-Cordovilla, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+auxin-mediated+regulatory+framework+for+wound-induced+adventitious+root+formation+in+tomato+shoot+explants%5BTitle%5D)+AND+%22Plant%2C+Cell+%26+Environment%22%5BJournal%5D)">An auxin-mediated regulatory framework for wound-induced adventitious root formation in tomato shoot explants.</a> Plant, Cell & Environment. 44 (5), 1642-1662 (2021).</li>
<li>Okuda, A., Matsusaki, M., Masuda, T., Urade, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+characterization+of+GmPDIL7%2C+a+soybean+ER+membrane-bound+protein+disulfide+isomerase+family+protein%5BTitle%5D)+AND+%22The+FEBS+Journal%22%5BJournal%5D)">Identification and characterization of GmPDIL7, a soybean ER membrane-bound protein disulfide isomerase family protein.</a> The FEBS Journal. 284 (3), 414-428 (2017).</li>
<li>Kim, D. -R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mutualistic+interaction+between+Streptomyces+bacteria%2C+strawberry+plants+and+pollinating+bees%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">A mutualistic interaction between Streptomyces bacteria, strawberry plants and pollinating bees.</a> Nature Communications. 10 (1), 4802(2019).</li>
<li>Wu, J., Mock, H. -P., Giehl, R. F. H., Pitann, B., Mühling, K. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Silicon+decreases+cadmium+concentrations+by+modulating+root+endodermal+suberin+development+in+wheat+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Hazardous+Materials%22%5BJournal%5D)">Silicon decreases cadmium concentrations by modulating root endodermal suberin development in wheat plants.</a> Journal of Hazardous Materials. 364, 581-590 (2019).</li>
<li>Isoda, M., Oyama, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+a+duckweed+species%2C+Wolffiella+hyalina%2C+for+whole-plant+observation+of+physiological+behavior+at+the+single-cell+level%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Use of a duckweed species, Wolffiella hyalina, for whole-plant observation of physiological behavior at the single-cell level.</a> Plant Biotechnology. 35 (4), 387-391 (2018).</li>
<li>Ben-Targem, M., Ripper, D., Bayer, M., Ragni, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Auxin+and+gibberellin+signaling+cross-talk+promotes+hypocotyl+xylem+expansion+and+cambium+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Botany%22%5BJournal%5D)">Auxin and gibberellin signaling cross-talk promotes hypocotyl xylem expansion and cambium homeostasis.</a> Journal of Experimental Botany. 72 (10), 3647-3660 (2021).</li>
<li>Shwartz, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+VIL+gene+CRAWLING+ELEPHANT+controls+maturation+and+differentiation+in+tomato+via+polycomb+silencing%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">The VIL gene CRAWLING ELEPHANT controls maturation and differentiation in tomato via polycomb silencing.</a> bioRxiv. , (2021).</li>
<li>Levin, K. A., Tucker, M. R., Strock, C. F., Lynch, J. P., Mather, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+imaging+reveals+that+positions+of+cyst+nematode+feeding+sites+relative+to+xylem+vessels+differ+between+susceptible+and+resistant+wheat%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional imaging reveals that positions of cyst nematode feeding sites relative to xylem vessels differ between susceptible and resistant wheat.</a> Plant Cell Reports. 40 (2), 393-403 (2021).</li>
<li>Nouri, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphate+suppression+of+arbuscular+mycorrhizal+symbiosis+involves+gibberellic+acid+signaling%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+and+Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Phosphate suppression of arbuscular mycorrhizal symbiosis involves gibberellic acid signaling.</a> Plant and Cell Physiology. 62 (6), 959-970 (2021).</li>
<li>Evangelisti, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Artificial+intelligence+enables+the+identification+and+quantification+of+arbuscular+mycorrhizal+fungi+in+plant+roots%5BTitle%5D)+AND+%22bioRxiv%22%5BJournal%5D)">Artificial intelligence enables the identification and quantification of arbuscular mycorrhizal fungi in plant roots.</a> bioRxiv. , 434067(2021).</li>
</ol>

ClearSee se comercializa (Fujifilm Wako Pure Chemical Corporation, Japón). La Universidad de Nagoya posee una patente (JP6601842) sobre el reactivo de compensación ClearSee. D. Kurihara es el inventor de la patente. Los autores no declaran intereses financieros contrapuestos.

Este método consiste en la fijación, el lavado y la limpieza. La fijación es un paso crítico en este protocolo. Si la proteína fluorescente no se observa después de la fijación de PFA, no se observará después del tratamiento con solución de limpieza. La penetración de la solución de PFA en los tejidos es crítica, pero no se recomienda el tratamiento de alto vacío porque puede destruir la estructura celular. Las condiciones de vacío y los períodos de fijación deben optimizarse para cada tipo de tejido y especie. Se recomienda verificar las proteínas fluorescentes incluso después de la fijación. Aunque las muestras generalmente se fijaron durante 30-60 minutos a temperatura ambiente, se pueden fijar a 4 ° C durante más tiempo (durante la noche o más).
Como se muestra en la Figura 6A, algunos desoxicolatos de sodio tenían un color amarillo pálido cuando se disuelven. Tales soluciones de desoxicolato de sodio mostraron una fuerte autofluorescencia en la región de 400-600 nm después de la excitación a 380 nm (Figura 6B). Esta autofluorescencia evita la limpieza óptica y las imágenes de fluorescencia. Los usuarios deben verificar el color de la solución de desoxicolato de sodio, ya que la calidad del reactivo puede diferir debido a la pureza, la variación de lote a lote u otras razones.
Las soluciones de limpieza utilizadas aquí tienen altas concentraciones de desoxicolato de sodio, lo que podría destruir la estructura de la membrana. El marcador de membrana plasmática (RPS5Apro::tdTomato-LTI6b) se observó incluso después del tratamiento con SC7. Sin embargo, podría ser mejor reducir la concentración de desoxicolato de sodio, dependiendo de la estructura y el tejido de interés. De hecho, se obtuvieron imágenes con mayor claridad para pistilos de Arabidopsis con CS modificado, en los que la concentración de desoxicolato de sodio se reduce a la mitad; sin embargo, las concentraciones reducidas de desoxicolato de sodio requirieron tiempos de tratamiento prolongados (por ejemplo, 1 mes para arabidopsis pistilos).
El SC puede reducir la autofluorescencia roja (>610 nm) para eliminar la clorofila en las muestras tratadas. Sin embargo, la autofluorescencia del rango de 500-600 nm (amarillo a naranja) se mantuvo incluso en muestras tratadas con CS7. Se cree que esta autofluorescencia se deriva de la pared celular y otros componentes celulares, como la lignina12,13. Por lo tanto, es difícil hacer que los tejidos, como los tallos con paredes secundarias desarrolladas, sean completamente transparentes mediante el tratamiento de CS.
Se han desarrollado varios reactivos de limpieza además de los utilizados aquí para observar proteínas fluorescentes en plantas utilizando microscopía fluorescente14,15,16,17. En comparación con estos métodos, CS y CSA eliminan la clorofila y reducen la autofluorescencia, haciendo que los tejidos de las plantas sean más transparentes. Recientemente, Sakamoto et al. desarrollaron un método mejorado, iTOMEI, para la fijación, la limpieza del detergente y el montaje para ajustar el desajuste del índice de refracción18. En las plántulas de Arabidopsis, iTOMEI limpió el tejido dentro de las 26 h.
CS es aplicable a una amplia gama de especies de plantas, como Arabidopsis thaliana, Physcomitrium patens7, Chrysanthemum morifolium, Cucumis sativus, Nicotiana benthamiana, Nicotiana tabacum, Torenia fournieri8, Allium ochotense19, Astragalus sinicus20, avocado21, barley22, Brassica rapa23, Callitriche 24, Eucalyptus25, maize26, Marchantia polymorpha27, Monophyllaea glabra28, Orobanche minor29, petunia30, rice31, Solanum lycopersicum32, soybean33, strawberry34, wheat35, y Wolffiella hyalina36. Para tejidos más gruesos, el SC también puede hacer que las secciones del vibratoma sean transparentes37,38. Este método permitió estudiar la estructura celular y los patrones de expresión génica en plantas37,38. Además, también se observaron infecciones por nematodos20,39, infecciones fúngicas y simbiosis19,40,41 en el interior de los tejidos tratados con SC. Por lo tanto, este método es útil para imágenes de tejido completo de micro a macroescalas y podría ayudar a descubrir nuevas interacciones entre varias células, tejidos, órganos y organismos.

La visualización de las estructuras celulares y la localización de proteínas en organismos vivos es importante para aclarar sus funciones in vivo. Sin embargo, dado que el cuerpo vivo no es transparente, es difícil observar la estructura interna de los organismos vivos sin disección. Especialmente, en el caso de los tejidos vegetales, que son multicapa con células de diferentes formas, el desajuste del índice causado por su estructura y la presencia de pigmentos que absorben la luz es problemático. Por ejemplo, las hojas de las plantas tienen una estructura compleja que les permite utilizar eficientemente la luz que entra en sus cuerpos para la fotosíntesis1, mientras que la estructura también causa un desajuste del índice de refracción, lo que las hace difíciles de observar. Sin embargo, las hojas tienen muchos pigmentos que absorben la luz, como la clorofila, que emiten una fuerte fluorescencia roja y los pigmentos parduscos se producen por oxidación2,3. Estos pigmentos también dificultan las observaciones de microscopía de fluorescencia de montaje completo en las plantas. Por lo tanto, para observar la estructura interna de las plantas, la decoloración y fijación por alcohol y el desbroce con hidrato de cloral se han utilizado durante mucho tiempo para eliminar el desajuste del índice de refracción y la autofluorescencia4,5. Estos métodos convencionales se han adoptado durante muchos años, pero tienen el inconveniente de eliminar la fluorescencia de las proteínas fluorescentes al mismo tiempo6,7. Esto es problemático ya que las proteínas fluorescentes se han vuelto indispensables en las imágenes fluorescentes actuales.
Por lo tanto, ClearSee (CS) y ClearSeeAlpha (CSA) se han desarrollado como reactivos de limpieza óptica para tejidos vegetales. Ambos reactivos reducen la autofluorescencia de la clorofila manteniendo la estabilidad de las proteínas fluorescentes7,8. CSA es particularmente útil cuando se producen pigmentos marrones debido a la oxidación de los tejidos. Usando estos reactivos de limpieza, es posible observar la estructura celular y la localización de proteínas dentro del cuerpo de la planta sin seccionamiento físico.

<table><tbody><tr><td>Calcofluor White</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F3543</td><td>Abrillantador Fluorescente 28; 100 mg/mL en H2O</td></tr><tr><td>ClearSee</td><td></td><td></td><td>10% (p/v) de xilitol, 15% (p/v) de desoxicolato de sodio, 25% (p/v) de urea</td></tr><tr><td>Cubreobjetos de vidrio (18 veces; 18 No.1)</td><td>MATSUNAMI</td><td>C018181</td><td></td></tr><tr><td>Cubierta de vidrio (24 veces; 24 No.1)</td><td>MATSUNAMI</td><td>C024241</td><td></td></tr><tr><td>Cubierta de vidrio (25 veces; 60 No.1)</td><td>MATSUNAMI</td><td>C025601</td><td></td></tr><tr><td>Desecador</td><td>AS One</td><td>1-5801-11</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>DOJINDO</td><td>346-07951</td><td>1 mg/mL en aguja de H2O</td></tr><tr><td></td><td>TERUMO</td><td>NN-2238S</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Bemis</td><td>PM-996</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehído</td><td>Nacalai Tesque</td><td>26126-25</td><td></td></tr><tr><td>Fosfato tamponado solución salina, pH 7.4</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lámina de caucho de silicona</td><td>AS One</td><td>6-9085-12</td><td></td></tr><tr><td>Desoxicolato de sodio</td><td>Industria química de Tokio</td><td>C0316</td><td>Figura 6_1; Lote PSGYK-QB</td></tr><tr><td>Desoxicolato de sodio</td><td>Kishida Chemical</td><td>260-71412</td><td>Figura 6_2; Lote C05543H</td></tr><tr><td>Desoxicolato de sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D6750</td><td>Figura 6_3; Lote SLBS7362</td></tr><tr><td>Desoxicolato de sodio</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>30970</td><td>Figura 6_4; Lote BCBW0612</td></tr><tr><td>Desoxicolato de sodio</td><td>Nacalai Tesque</td><td>10712-96</td><td>Figura 6_5; Lote M5R3403</td></tr><tr><td>Desoxicolato de sodio</td><td>FUJIFILM Wako Pure Chemical</td><td>194-08311</td><td>Figura 6_6; Lote LKL0648</td></tr><tr><td>Hidróxido de sodio</td><td>Nacalai Tesque</td><td>31511-05</td><td></td></tr><tr><td>Sulfito de sodio</td><td>FUJIFILM Wako Pure Chemical</td><td>190-03411</td><td></td></tr><tr><td>Urea</td><td>FUJIFILM Wako Pure Chemical</td><td>211-01213</td><td></td></tr><tr><td>Bomba de vacío</td><td>BUCHI</td><td>V-700</td><td></td></tr><tr><td>Xilitol</td><td>FUJIFILM Wako Pure Chemical</td><td>248-00545</td><td></td></tr></tbody></table>

limpieza óptica de tejidos vegetales para imágenes de fluorescencia

Optical Clearing of Plant Tissues for Fluorescence Imaging

Es difícil observar directamente la estructura interna de especímenes de plantas de múltiples capas y opacas, sin disección, bajo un microscopio. Además, la autofluorescencia atribuida a la clorofila dificulta la observación de proteínas fluorescentes en las plantas. Durante mucho tiempo, se han utilizado varios reactivos de limpieza para hacer que las plantas sean transparentes. Sin embargo, los reactivos de limpieza convencionales disminuyen las señales fluorescentes; por lo tanto, no ha sido posible observar las estructuras celulares e intracelulares con proteínas fluorescentes. Se desarrollaron reactivos que pueden limpiar los tejidos vegetales mediante la eliminación de la clorofila mientras se mantiene la estabilidad de las proteínas fluorescentes. Aquí se proporciona un protocolo detallado para la limpieza óptica de tejidos vegetales utilizando reactivos de limpieza, ClearSee (CS) o ClearSeeAlpha (CSA). La preparación de los tejidos vegetales despejados implica tres pasos: fijación, lavado y limpieza. La fijación es un paso crucial en el mantenimiento de las estructuras celulares y la estabilidad intracelular de las proteínas fluorescentes. El tiempo de incubación para la limpieza depende del tipo de tejido y la especie. En Arabidopsis thaliana, el tiempo requerido para el aclaramiento con CS fue de 4 días para hojas y raíces, 7 días para plántulas y 1 mes para pistilos. CS también requirió un tiempo relativamente corto de 4 días para hacer que las hojas gametofíticas de Physcomitrium patens fueran transparentes . En contraste, los pistilos en el tabaco y la torenia produjeron pigmento marrón debido a la oxidación durante el tratamiento de CS. CSA redujo el pigmento marrón al prevenir la oxidación y podría hacer que los pistilos de tabaco y torenia fueran transparentes, aunque tomó un tiempo relativamente largo (1 o 2 meses). CS y CSA también fueron compatibles con la tinción utilizando colorantes químicos, como DAPI (4',6-diamidino-2-fenilindol) y Hoechst 33342 para ADN y Calcofluor White, SR2200 y Direct Red 23 para la pared celular. Este método puede ser útil para que las imágenes de toda la planta revelen la morfología intacta, los procesos de desarrollo, las interacciones planta-microbio y las infecciones por nematodos.

CS puede limpiar hojas de varias especies (Figura 3A-H). Es difícil para la solución de CS penetrar en una hoja de arroz porque la superficie de la hoja está cubierta por cera cuticular en esta planta. Sin embargo, después de extraer la cera cuticular sumergiéndola en cloroformo durante 10 s, CS podría limpiar las hojas de arroz (Figura 3H). Sin embargo, CS no pudo penetrar en las hojas de Chamaecyparis obtusa que son menos permeables a CS (Figura 3I, J). En las hojas de crisantemo, se observó pigmentación marrón inducida por la oxidación de polifenoles en las hojas tratadas con CS (Figura 3K, L). Del mismo modo, los pistilos de tabaco y torenia mostraron pigmentación marrón durante el tratamiento de CS (Figura 3M, O). Como el componente de sulfito de sodio en CSA previene la oxidación de polifenoles debido al efecto reductor, CSA podría eliminar los pistilos de tabaco y torenia sin pigmentación marrón (Figura 3N, P).
Las Figuras 4B muestran que el tratamiento con CS redujo el color verde pálido de la hoja de Arabidopsis H2B-mClover (campo brillante) y mejoró la intensidad de fluorescencia de H2B-mClover en comparación con la incubación de PBS (Figura 4A). Además de las plantas con flores, la CS también es aplicable a las plantas de musgo (Figura 4C); después de 4 días de tratamiento con CS, la fluorescencia de H2B-mRFP se detectó claramente para todo el gametóforo con autofluorescencia de clorofila reducida. Las figuras 4D,E muestran imágenes de reconstrucción en 3D del pistilo H2B-mClover en Nicotiana benthamiana despejado con CSA. La profundidad de la muestra fue de 440 μm. Como muestra la imagen de proyección de máxima intensidad codificada en profundidad, CSA permite obtener imágenes profundas de tejidos desafiantes, como los pistilos de tabaco.
CS y CSA también fueron compatibles con la tinción de tinte fluorescente. La Figura 5 muestra que el SC podría usarse simultáneamente para observar la proteína fluorescente (H2B-mClover) y la tinción de colorante fluorescente orgánico (Calcofluor White). Después de la reconstrucción 3D a partir de las imágenes de la pila z, se podía observar cualquier sección.
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63428/63428fig03.jpg"> Figura 3: Limpieza óptica de hojas y pistilos utilizando soluciones de limpieza. (A-L) Las hojas fijas de varias especies se incubaron en PBS (A, C, E, G, I, K) o CS (B, D, F, H, J, L) durante 8 días y CS (M, O) o CSA (N, P) durante 2 días. (A, B, O, P) Torenia fournieri, (C,D) Nicotiana tabacum, (E,F) Cucumis sativus, (G,H) Oryza sativa, (I,J) Chamaecyparis obtusa, (K,L) Chrysanthemum morifolium, (M,N) Nicotiana benthamiana. Barras de escala: 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63428/63428fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63428/63428fig04.jpg"> Figura 4: Imágenes de fluorescencia de tejidos tratados con soluciones de limpieza. (A,B) UBQ10pro::H2B-mLas hojas de Arabidopsis thaliana fueron tratadas con PBS (A) o CS (B) durante 3 días. (C) Los gametóforos frondosos H2B-mRFP de Physcomitrium patens fueron tratados con CS durante 4 días. Los núcleos fueron marcados con H2B-mRFP (verde). El tratamiento con SC redujo la autofluorescencia de clorofila (magenta). La señal H2B-mRFP en la región apical se observó claramente tanto para las imágenes combinadas de H2B-mRFP como para la autofluorescencia o campo brillante. (D,E) El estigma UBQ10pro::H2B-mClover de Nicotiana benthamiana fue tratado en CSA durante 1 mes. La proyección de máxima intensidad (D) y la proyección de máxima intensidad codificada en profundidad (E) se generaron a partir de 88 imágenes de pila z a intervalos de 5 μm. Barras de escala: 100 μm. Las imágenes se tomaron mediante microscopía de campo amplio (A, B), confocal (C) y excitación de dos fotones (D, E). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63428/63428fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63428/63428fig05.jpg"> Figura 5: La tinción de colorante fluorescente es compatible con CS. (A) Hojas tratadas con CS observadas por microscopía de excitación de dos fotones con excitación de 950 nm. La pared celular se tiñe con Calcofluor White (cian). Los núcleos están etiquetados con UBQ10pro::H2B-mClover (amarillo). Las imágenes yz (B) y xz (C) son secciones transversales en la posición indicada por las líneas discontinuas blancas en (A). Barra de escala: 100 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63428/63428fig05large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63428/63428fig06.jpg"> Figura 6: Transparencia del desoxicolato de sodio. (A) Colores de varios desoxicolatos de sodio al 15% (enumerados en la Tabla de Materiales). (B) Espectro de fluorescencia de cada desoxicolato de sodio al 15% con excitación de 380 nm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63428/63428fig06large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

Aquí, se describe un método para hacer que los tejidos vegetales sean transparentes mientras se mantiene la estabilidad de las proteínas fluorescentes. Esta técnica facilita la obtención de imágenes profundas de tejidos vegetales despejados sin seccionamiento físico.

Limpieza óptica de tejidos vegetales para imágenes de fluorescencia

It is challenging to directly observe the internal structure of multi-layered and opaque plant specimens, without dissection, under a microscope. In ...

Este método puede ser útil en imágenes de toda la planta para revelar la morfología intacta, los procesos de desarrollo y las interacciones planta-microbio. La principal ventaja de esta técnica es que podemos observar directamente el interior de un cuerpo vegetal sin infligirle daño. Como este método se aplica a una amplia gama de especies y tejidos de plantas, puede ayudar a acelerar el descubrimiento de nuevos fenómenos en la investigación biológica de las plantas.La fijación es un paso crítico en este procedimiento. Antes del paso de limpieza, uno necesita verificar la intensidad de la proteína fluorescente después de la fijación. Para comenzar a sumergir las muestras de la planta en la solución fijadora en un micro tubo, y asegúrese de que el volumen de la solución fijadora sea más de cinco veces el volumen de la muestra.Selle el micro tubo con una película parafilm y haga agujeros con una aguja. Coloque el microtubo en un desecador y ajuste lentamente el grado de vacío a alrededor de 690 milímetros de mercurio para que las burbujas aparezcan gradualmente de las muestras. Apague la bomba de vacío después de evacuar el desecador.Ventile el desecado con cuidado sin molestar las muestras. Vuelva a encender la bomba de vacío y apáguela después de evacuar el desecador. Abra el desecador con cuidado sin golpear la solución fijadora en el microtubo.Retire la solución fijadora y agregue 1x PBS con una micro pipeta. Después de almacenar durante un minuto, reemplace el PBS antiguo con el nuevo PBS 1x. Después de eliminar el PBS a cinco veces el volumen de muestra de la solución de limpieza, selle el micro tubo con parafilm y haga agujeros con una aguja.Coloque las muestras en el desecador. Evacue y apague la bomba de vacío. Abra el desecador suavemente, luego cierre el microtubo.Invierta el microtubo, cada uno o dos días para acelerar el proceso de limpieza. Para el marco espaciador, corte una lámina de caucho de silicona con una cuchilla de afeitar ajustando el grosor de la hoja de caucho de silicona de acuerdo con el grosor de la muestra. Coloque el marco de silicona en un vidrio de cubierta, luego coloque las muestras tratadas dentro del marco y agregue alrededor de 100 microlitros de solución de limpieza para eliminar cualquier burbuja.Cubra con otra cubierta de vidrio para evitar la evaporación de la solución de limpieza. Observe las muestras bajo un microscopio fluorescente. Después de la observación, devuelva las muestras a la solución de limpieza en un microtubo.Las hojas fijas de varias especies se incubaron en PBS o ClearSee durante ocho días, en ClearSee o ClearSeeAlpha durante dos días. ClearSee puede limpiar hojas de varias especies. Después de extraer el cuticular, ClearSee podría limpiar las hojas de arroz.Como el componente de sulfito de sodio en ClearSeeAlpha previene la oxidación de polifenoles debido al efecto reductor, ClearSeeAlpha podría eliminar los pistilos de tabaco y tirania sin pigmentación marrón. Las hojas promotoras de ubiquitina-10 H2B-mClover de arabidopsis thaliana se trataron con PBS o ClearSee durante tres días. El tratamiento ClearSee redujo el color verde pálido de la hoja de arabidopsis H2B-mClover y mejoró la intensidad de fluorescencia de H2B-mClover en comparación con la incubación de PBS.Las hojas tratadas con ClearSee se observaron mediante microscopía de excitación de dos fotones con excitación de 950 nanómetros. La pared celular está teñida con calcaflour-blanco. Los núcleos están marcados con el promotor de ubiquitina-10, H2B-mClover.Las imágenes Y Z y X Z son secciones transversales en la posición indicada por las líneas discontinuas blancas. La preparación de la solución fijadora es importante para fijar las muestras. Sin embargo, se debe tener cuidado para evitar daños a las muestras al vacío.Se pueden realizar imágenes microscópicas para estudiar múltiples patrones de expresión génica y comunicaciones intracelulares durante el desarrollo de la planta y la infección después de este procedimiento.

optical-clearing-of-plant-tissues-for-fluorescence-imaging

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Microscopía multifotónica de órganos enteros de ratón es posible por ópticamente despejar el órgano antes de formación de imágenes, pero no todos los protocolos de preservar la señal fluorescente de proteínas fluorescentes. El uso de un método de compensación óptica con base de etanol y alcohol bencílico deshidratación: bencil benzoato de compensación, se muestran imágenes de alta resolución multifotónica de cerebro de ratón que expresa toda YFP.

Microscopía Multiphoton de cerebro de ratón Borrado Expresando YFP

Para obtener imágenes de alta resolución de células marcadas con fluorescencia dentro de tejidos grandes, idealmente, las muestras biológicas deben ser visualizadas sin seccionar. 3DISCO es un procedimiento sencillo de limpieza de tejidos basado en la incubación secuencial con disolventes orgánicos. Al aclararse, los órganos se vuelven transparentes, lo que permite un escaneo láser de extremo a extremo del espécimen.

Borrado de imágenes Sistemas Biológicos intactos a nivel celular por 3DISCO

Las técnicas de aclarado óptico están revolucionando la forma en que se visualizan los tejidos. En este informe describimos las modificaciones del protocolo original Clear-Lipid-Exchange-Acrylamide-Hibridado-Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) que produce resultados más consistentes y menos costosos.

Clearing óptico del sistema nervioso central del ratón Utilizando CLARITY pasiva

En este protocolo, describimos las técnicas para la adecuada disección de flores de Arabidopsis y silicuas, algunas técnicas de compensación básica y seleccionado procedimientos de observaciones del conjunto de montaje de estructuras reproductivas de tinción.

Whole-mount y coloración de silicuas y órganos flor de Arabidopsis

La combinación de etiquetado de anticuerpos, limpieza óptica y microscopía de luz avanzada permite el análisis tridimensional de estructuras u órganos completos. Aquí se describe un método sencillo para combinar la inmunoetiquetado de rodajas renales gruesas, la limpieza óptica con la canela etílico y la imagen confocal que permite la visualización y cuantificación de estructuras renales tridimensionales.

Limpieza óptica e imágenes del tejido renal inmunoetiquetado

Los esferoides tumorales se utilizan cada vez más para evaluar las interacciones entre células tumorales y microambientes y la respuesta a la terapia. El presente protocolo describe un método robusto pero simple para imágenes de semi-alto rendimiento de esferoides tumorales 3D utilizando una limpieza óptica rápida.

Limpieza óptica rápida para el análisis de semi-alto rendimiento de esferoides tumorales

El presente protocolo describe una técnica de limpieza para los brotes de arroz, que son difíciles de preparar para las observaciones estructurales internas debido a la naturaleza dura, gruesa o en capas de los tejidos. Este método facilita las observaciones de fluorescencia continua y profunda, incluso en plantas de arroz adultas.

Observación de fluorescencia profunda en brotes de arroz mediante tecnología de limpieza

El presente protocolo describe un método optimizado para la observación histológica de agallas inducidas por Plasmodiophora brassicae. Las secciones de vibratomo de los hipocótilos se eliminan antes de las imágenes de fluorescencia para estudiar la participación de factores de transcripción y fitohormonas durante la progresión de la enfermedad. Este protocolo supera las limitaciones de incrustación de resina, permitiendo la visualización en planta de proteínas fluorescentes.

Combinación de microscopía de limpieza y fluorescencia para visualizar cambios en la expresión génica y respuestas fisiológicas a Plasmodiophora brassicae

Los primordios de hojas de maíz están profundamente enfundados y enrollados, lo que los hace difíciles de estudiar. Aquí, presentamos métodos para preparar secciones transversales y montajes enteros desenrollados de primordios de hojas de maíz para imágenes fluorescentes y confocales.

Métodos mejorados para preparar secciones transversales y montajes enteros desenrollados de primordios de hojas de maíz para imágenes de fluorescencia y confocales

El presente protocolo proporciona un procedimiento paso a paso para la limpieza óptica rápida y simultánea, el marcaje multirredondo y la reconstrucción volumétrica en 3D de decenas de secciones cerebrales humanas postmortem mediante la combinación de la técnica de transformación tisular corta (S WITCH - H2O2 - Antigen Retrieval - 2,2'-tiodiethanol [TDE]) con imágenes de microscopía de fluorescencia de lámina de luz en un protocolo rutinario de alto rendimiento.

Aclarado óptico y etiquetado para microscopía de fluorescencia de lámina de luz en imágenes cerebrales humanas a gran escala

Las técnicas de aclaramiento óptico, como las soluciones de moléculas absorbentes, reducen temporalmente la dispersión de la luz para mejorar la obtención de imágenes biológicas y ofrecen estrategias de imagen in vivo biocompatibles y reversibles para órganos profundamente integrados. Este protocolo presenta procedimientos experimentales detallados, así como procesamiento avanzado de imágenes para lograr imágenes dinámicas de alta calidad para la dinámica en tiempo real en animales vivos.

Aclaramiento óptico transitorio mediante moléculas absorbentes para la obtención de imágenes ex vivo e in vivo

Aprende a limpiar tejidos vegetales con ClearSee y ClearSeeAlpha para obtener imágenes de fluorescencia en profundidad sin seccionar. Este método no invasivo preserva la morfología intacta y acelera el descubrimiento de nuevos fenómenos en biología vegetal.

Limpieza óptica de tejidos vegetales para imágenes de fluorescencia

Explorar más videos