Name: Establecimiento de un paro circulatorio hipotérmico profundo en ratas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-12-16T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 39 s
Description: Aprenda a establecer paro circulatorio hipotérmico profundo en ratas para investigar respuestas fisiológicas y neuroinflamación. Este protocolo validado facilita estudios de isquemia/reperfusión en modelos animales.

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Los autores agradecen a Liang Zhang por ayudar a recopilar los datos de video durante el experimento. Este estudio fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (número de subvención: 82070479) y los Fondos de Investigación Fundamental para las Universidades Centrales (número de subvención: 3332022128).

Los protocolos se sometieron a una revisión institucional y recibieron la aprobación del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales, Hospital Fuwai, Academia China de Ciencias Médicas (FW-2021-0005). Todos los procedimientos experimentales se realizaron de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio publicada por los Institutos Nacionales de Salud.
NOTA: Las ratas macho Sprague-Dawley (peso: 500-600 g, edad: 12-14 semanas) se mantuvieron en condiciones estándar de laboratorio con libre acceso a alimentos y agua. Las ratas fueron asignadas aleatoriamente en dos grupos (n = 6, cada grupo): el grupo DHCA y el grupo CPB de temperatura normal (grupo NtCPB).
1. Trabajos preparatorios
<ol><li>Esterilizar los instrumentos quirúrgicos (fórceps, tijeras, microfórceps, un electrocoagulador, una afeitadora, etc.) antes del experimento (Figura 1).</li>
	<li>Asegurar la disponibilidad de los consumibles, que incluyen seda 2-0, una cánula 16 G (catéter endotraqueal), una cánula 22 G, una cánula casera 16-G (catéter intravenoso multiorificio), jeringas de inyección, gasa y cinta. NOTA: Para la cánula casera de 16 G, use un bisturí para cortar dos o tres orificios de 2 mm de diámetro en la punta de la cánula, lo que ayudará a suavizar el drenaje venoso.</li>
	<li>Asegurar la disponibilidad de sevoflurano, lidocaína al 2%, solución salina, heparina (5 UI/ml, 250 UI/ml), epinefrina (40 μg/ml), norepinefrina (20 μg/ml), hidroxietil almidón y bicarbonato.</li>
	<li>Asegúrese de que los circuitos DHCA contengan un depósito (modificado del gotero de Murphy), una bomba de rodillos, un intercambiador de calor, un oxigenador de membrana, tubos de conexión y un tanque de agua (Figura 2). Conecte el circuito y mezcle 12 ml de hidroxietil almidón con 1 ml de heparina sódica (250 UI) y 1 ml de solución salina. Prepare el circuito con 14 ml de la solución de cebado con la bomba de rodillos girando suavemente (10-40 ml / min). NOTA: El reservorio se remodela a partir de un dispositivo de transfusión de sangre con gotero de Murphy. La parte de entrada venosa del gotero permanece a 10-15 cm, y la parte de salida venosa permanece a 10 cm.</li>
</ol>2. Anestesia y canulación
<ol><li>Anestesiar a las ratas con 2% -3% de sevoflurano, y luego probar la falta del reflejo conjuntival y la relajación muscular después de que la rata pierde el conocimiento. NOTA: El reflejo conjuntival se refiere al cierre instantáneo del párpado cada vez que se toca la córnea. Use un hisopo de algodón para tocar ligeramente la córnea. Cuando la profundidad de la anestesia es suficiente, los párpados no se cerrarán.</li>
	<li>Realizar intubación endotraqueal con una cánula de 16 G después de que el reflejo conjuntival desaparece y no se observa resistencia muscular. Conecte el tubo a un ventilador y ajuste los parámetros haciendo clic en los botones del ventilador (volumen corriente: 1.0-1.2 ml / 100 g, frecuencia cardíaca: 80 latidos por minuto [lpm], I: E = 1: 1, fracción de oxígeno inspirado: 60%).</li>
	<li>Coloque una manta térmica eléctrica debajo de la rata y fije la rata con cinta adhesiva. Aplique ungüento oftálmico en los ojos para evitar la sequedad. Afeite el pelo en la región inguinal izquierda, la región cervical derecha y la cola con una afeitadora. Luego, desinfecte la piel tres veces con yodo y alcohol.</li>
	<li>Verifique la profundidad de la anestesia antes de pasar a los siguientes pasos. Si la frecuencia respiratoria es más alta que la establecida por el ventilador (80 lpm), o si hay rigidez muscular, aumente la concentración de salida de sevoflurano. NOTA: Cuando la profundidad de la anestesia es adecuada, el ritmo respiratorio debe sincronizarse con el ventilador y los músculos deben estar completamente relajados sin tensión. Verifique la profundidad de la anestesia cada 30 minutos para asegurarse de que la rata no experimente ningún retorno de la conciencia durante todo el procedimiento.</li>
	<li>Use un bisturí para cortar la piel en la región inguinal izquierda (aproximadamente 1 cm) y disecte suavemente el músculo y el tejido para exponer la vena femoral izquierda y la arteria. Separe la arteria cuidadosamente.</li>
	<li>Canular un catéter intravenoso de 22 G en la arteria femoral izquierda. Ligate la arteria y el catéter con una seda 2-0 (en la región de la canulación ). Use heparina que contenga solución salina (5 UI/ml) para enjuagar la cánula y evitar la coagulación. Conecte el catéter con el sensor de presión para controlar la presión arterial.</li>
	<li>Corte la piel de la cola (aproximadamente 1,5 cm) y luego use un bisturí para cortar la fascia superficial de la arteria de la cola para exponer la arteria de la cola, que se encuentra en el medio del campo quirúrgico.</li>
	<li>Canular la arteria de la cola con un catéter intravenoso de 22 G. Ligate la arteria y el catéter con una seda 2-0 (en la región de la canulación ). Use heparina que contenga solución salina (5 UI/ml) para enjuagar el catéter y evitar la coagulación. NOTA: Al canular el catéter intravenoso, la mano izquierda sostiene la arteria/vena con fórceps, y la mano derecha perfora la arteria/vena con la aguja dentro del catéter y luego coloca la cánula en la arteria.</li>
	<li>Corte la piel de la vena yugular derecha (aproximadamente 2 cm) y luego separe el músculo y el tejido para exponer la vena. Inserte un catéter intravenoso multiorificio casero de 16 G en la vena yugular externa derecha y colóquelo cuidadosamente en la vena cava inferior derecha o en la aurícula derecha. NOTA: La vena femoral izquierda y la arteria están debajo de la superficie de la región inguinal izquierda. La vena es más gruesa que la arteria, y el color de la sangre de las arterias es rojo brillante. La vena yugular derecha está en el medio de la región cervical derecha; Cuando se corta la piel y se separan los músculos, se puede ver la vena (aproximadamente 0.3-0.4 cm de ancho). Cuando la punta del catéter toca la aurícula derecha, la onda de presión arterial fluctuará. Luego, después de tirar un poco del catéter hacia atrás, la punta del catéter estará en la vena cava superior.</li>
	<li>Administrar heparina sódica (500 UI/kg) por vía externa derecha. Cubra cada región canulada con una gasa húmeda para evitar la contaminación. NOTA: Coloque una caja debajo de la mesa de operaciones para elevarla unos 40 cm.</li>
</ol>3. Inicio de DHCA
<ol><li>Conecte primero el circuito DHCA con el catéter en la arteria de la cola y mantenga el caudal de la bomba a 1-2 ml / min. Luego, conecte el reservorio con el catéter en la vena yugular externa derecha. Asegúrese de que siempre haya un nivel sanguíneo de aproximadamente 1 cm en el reservorio.</li>
	<li>Encienda el tanque de agua y ajuste primero la temperatura del agua a 37 ° C.</li>
	<li>Después de que la presión arterial esté estable, aumente suavemente el flujo de la bomba hasta 80-100 ml / kg / min para bombear la sangre.</li>
</ol>4. Enfriamiento
<ol><li>Ajuste la temperatura ambiente a unos 20 °C. Coloque cubitos de hielo en guantes desechables y luego colóquelos en la cabeza y los lados de la rata. Ajuste la temperatura del tanque en tiempo real de acuerdo con la temperatura rectal de las ratas.</li>
	<li>Recoja 0.1 ml de sangre de la arteria femoral izquierda y colóquela en la máquina de gases en sangre para el análisis de gases en sangre. Cambie los parámetros relevantes del ventilador adecuadamente de acuerdo con los resultados del análisis de gases en sangre (por ejemplo, PaCO2). NOTA: La frecuencia cardíaca y la presión arterial pueden cambiar, y la tasa de flujo de la bomba debe ajustarse en consecuencia. El gradiente de temperatura entre el tanque de agua y la rata debe ser inferior a 10 ° C. Asegúrese de que la temperatura se puede reducir a 15-20 ° C en 30 minutos. El rango normal de PaCO2 es de 35-45 mmHg. Si los resultados de gases en sangre muestran un PaCO2 más bajo, se puede disminuir el volumen corriente y viceversa.</li>
</ol>5. Paro circulatorio hipotérmico profundo
<ol><li>Cuando la temperatura rectal descienda a 15-20 °C, cambie los guantes desechables (que contienen hielo) para asegurar el mantenimiento de la hipotermia profunda durante el paro circulatorio.</li>
	<li>Detenga la bomba de rodillos, mantenga el depósito en contacto con el medio ambiente y drene la sangre lentamente desde la vena yugular externa hasta el depósito.</li>
	<li>Preste atención a la forma de onda de la presión arterial. Cuando la presión arterial y la frecuencia cardíaca sean 0, detenga el drenaje y mantenga el reservorio cerrado. Apague el ventilador. NOTA: La duración del paro circulatorio varía según el propósito del experimento.</li>
</ol>6. Calentamiento y reperfusión
<ol><li>Quítese todos los guantes desechables y aumente la temperatura ambiente a 25 °C. Restablezca la ventilación del oxigenador de membrana mientras mantiene el clipaje del tubo de drenaje venoso. Encienda la bomba de rodillos para asegurarse de que la sangre en el depósito regrese lentamente al cuerpo de la rata.</li>
	<li>Encienda el ventilador. Una vez que el nivel de sangre en el reservorio permanezca en 1 cm, afloje el tubo de drenaje y drene la sangre de la aurícula derecha al reservorio lentamente.</li>
	<li>Encienda la lámpara de calefacción, la almohadilla térmica y el tanque de agua. Ajuste la temperatura del tanque de agua a 25 ° C en primer lugar, y luego ajuste su temperatura de salida de manera oportuna de acuerdo con la temperatura rectal de la rata. NOTA: La lámpara de calentamiento debe dirigirse a los vasos sanguíneos grandes en la cavidad torácica de la rata, y debe mantenerse a cierta distancia para evitar quemar los tejidos. Preste atención a la diferencia de temperatura entre la temperatura de salida y la temperatura rectal de la rata (<10 °C). Si es necesario, pruebe la gasometría sanguínea y luego ajuste los parámetros del ventilador en consecuencia, y administre bicarbonato, electrolitos, etc.</li>
	<li>Retire la lámpara de calefacción después de que la temperatura rectal vuelva a 34 °C. NOTA: Este paso, como continuación del proceso de recalentamiento rápido, debe ser lento. En esta etapa, los parámetros del equipo del vaporizador de sevoflurano, el ventilador mecánico y la bomba de rodillos se pueden restaurar a los niveles al comienzo del CPB.</li>
</ol>7. Destete del CPB
<ol><li>Reduzca lenta y gradualmente el caudal de la bomba de rodillos y ajuste la velocidad de drenaje venoso hasta que el caudal se reduzca a 1 ml / min. NOTA: Cada ajuste del caudal debe observarse durante 3-5 min.</li>
	<li>Mantenga el depósito en contacto con el medio ambiente (quitando la tapa del depósito). Infundir la sangre restante en el circuito con un caudal de 1 ml/min.</li>
	<li>Detenga la oxigenación por membrana y la bomba de rodillos.</li>
	<li>Eutanasia a la rata después de un período de ventilación mecánica bajo anestesia profunda. NOTA: Este es un procedimiento terminal. La duración entre el destete del CEC y la eutanasia varía según los diferentes protocolos de estudio. Recuerde desinfectar las heridas con yodo y alcohol y luego cubrir cada región canulada con una gasa húmeda para evitar la contaminación antes de la eutanasia. Aumentar la concentración de salida de sevoflurano para aumentar la profundidad de la anestesia.</li>
</ol>

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<li>Jenke, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((AdipoRon+attenuates+inflammation+and+impairment+of+cardiac+function+associated+with+cardiopulmonary+bypass-induced+systemic+inflammatory+response+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Heart+Association%22%5BJournal%5D)">AdipoRon attenuates inflammation and impairment of cardiac function associated with cardiopulmonary bypass-induced systemic inflammatory response syndrome.</a> Journal of the American Heart Association. 10 (6), 018097(2021).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La canulación es el procedimiento más fundamental para establecer DHCA en ratas. Antes de la canulación , remojar la arteria con 0,5 ml de lidocaína al 2% facilitará la canulación de la lobra. Después de la canulación es necesaria la heparinización con 500 UI/kg de heparina vía vena yugular externa para evitar la formación de microtrombos17. Hemos encontrado repetidamente que esta dosis de heparina puede lograr el objetivo de un tiempo de coagulación activado (ACT) >480 s. El período de r...

El paro circulatorio hipotérmico profundo (DHCA) se ha utilizado en cirugía cardíaca desde 19531. DHCA implica reducir la temperatura central del paciente a niveles profundamente hipotérmicos (15-22 ° C) antes de interrumpir globalmente el flujo sanguíneo al cuerpo2. El paro circulatorio puede proporcionar un campo operativo relativamente incruento. La hipotermia profunda disminuye el metabolismo, especialmente en el cerebro y el miocardio, que es un método eficaz de protección contra la isquemia3. DHCA se aplica comúnmente durante cirugías para cardiopatías congénitas complejas, enfermedad del arco aórtico e incluso tumores renales o suprarrenales con trombo de vena cava 4,5. Por lo tanto, el establecimiento de modelos animales de DHCA proporciona una referencia importante para el refinamiento del procedimiento y la prevención de complicaciones en entornos clínicos.
Aunque se pueden establecer modelos con caninos6, conejos7 y otros animales, es preferible usar ratas debido a su operatividad y bajo costo. El modelo de rata DHCA fue descrito por primera vez en 2006 por Jungwirth et al.8. Se encontró que la duración del paro circulatorio tuvo un impacto en los resultados neurológicos. Desde entonces, los modelos de ratas DHCA se han investigado ampliamente. Se ha aclarado que la DHCA podría provocar el síndrome de respuesta inflamatoria sistémica (SRIS)9. En estudios posteriores, los farmacólogos encontraron que la neuroinflamación relacionada con DHCA inducida por SIRS podría ser atenuada por resveratrol10 y triptolida11. Nuestro equipo también encontró que la neuroinflamación relacionada con DHCA podría atenuarse al inhibir la proteína de unión al ARN12 inducible por el frío. En el sistema cardiovascular, la superóxido dismutasa tiene un efecto cardioprotector sobre las lesiones por isquemia/reperfusión (I/R) durante la DHCA13. Estos resultados ampliaron la comprensión de los procesos fisiopatológicos relacionados con la DHCA y ofrecieron nuevas direcciones para mejorar los resultados de la DHCA. Sin embargo, los resultados con respecto a la endotoxemia, el estrés oxidativo y la autofagia después de DHCA no son concluyentes. La DHCA utiliza la misma tecnología operacional que el bypass cardiopulmonar (BPC)14, pero su estrategia de manejo es diferente, y los pasos para generar DHCA difieren entre varios equipos 8,9,10,11. El presente estudio tiene como objetivo proporcionar un método para establecer el procedimiento DHCA en ratas.

<table><tbody><tr><td>Intercambiador</td><td>de calor Xi' un Xijing Medical Appliance Co., Ltd</td><td>Animal-M</td><td></td></tr><tr><td>Oxigenador de membrana</td><td>Dongguan Kewei Medical Instrument Co., Ltd.</td><td>Monitor Micro-M</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Chengdu Techman Co., Ltd</td><td>BL-420S</td><td></td></tr><tr><td>Bomba de rodillo</td><td>Changzhou Prefluid Technology Co., Ltd</td><td>BL100</td><td></td></tr><tr><td>SD Rat</td><td>HFK Bioscience Co., Ltd.</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Sevoflurano</td><td>Maruishi Pharmaceutical Co., Ltd</td><td>H20150020</td><td></td></tr><tr><td>Afeitadora</td><td>Hangzhou Huayuan Pet Products Co., Ltd.</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizador</td><td>SPACECABS/</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ventilador</td><td>Shanghai Alcott Biotech Co., Ltd</td><td>ALC-V8S Tanque de</td><td></td></tr><tr><td>agua</td><td>Maquet Critical Care AB</td><td>Jostra HCU20-600</td><td></td></tr></tbody></table>

establecimiento de un paro circulatorio hipotérmico profundo en ratas

Establishment of Deep Hypothermic Circulatory Arrest in Rats

El paro circulatorio hipotérmico profundo (DHCA) se aplica rutinariamente durante las cirugías para la cardiopatía congénita compleja y la enfermedad del arco aórtico. El presente estudio tiene como objetivo proporcionar un método para establecer DHCA en ratas. Para evaluar el impacto del proceso DHCA en los signos vitales, se utilizó como control un modelo de rata de derivación cardiopulmonar (CEC) a temperatura normal sin paro circulatorio. Como era de esperar, DHCA condujo a una disminución significativa de la temperatura corporal y la presión arterial media. El análisis de gases en sangre indicó que el DHCA aumentó los niveles de ácido láctico, pero no influyó en el pH sanguíneo y las concentraciones de hemoglobina, hematocrito, Na+, Cl-, K+ y glucosa. Además, en comparación con las ratas CPB de temperatura normal, los resultados de la microscopía electrónica de transmisión mostraron un leve aumento de los autofagosomas del hipocampo en las ratas DHCA.

Como grupo control, las ratas CPB de temperatura normal (NtCPB) sin paro circulatorio mostraron una presión arterial media (PAM) y temperatura corporal estables durante todo el procedimiento, mientras que la PAM de las ratas DHCA disminuyó durante el paro cardíaco (p &lt; 0,01, Figura 3A). La temperatura de las ratas DHCA disminuyó rápidamente durante la fase de enfriamiento y se recuperó gradualmente durante la fase de recalentamiento. Al destetar a las ratas de los circuitos de DH...

Este protocolo presenta el establecimiento de una parada circulatoria hipotérmica profunda en ratas, que puede aplicarse para investigar el síndrome de respuesta inflamatoria sistémica, lesión por isquemia/reperfusión, estrés oxidativo, neuroinflamación, etc.

Establecimiento de un paro circulatorio hipotérmico profundo en ratas

Deep hypothermic circulatory arrest (DHCA) is routinely applied during surgeries for complex congenital heart disease and aortic arch disease. The present ...

Establecimiento de paro circulatorio hipotérmico profundo en rata. Paro circulatorio hipotérmico profundo, DHCA se aplica rutinariamente durante cirugías de cardiopatía congénita compleja y enfermedad del arco aórtico. El presente estudio tiene como objetivo proporcionar un método para establecer DHCA en ratas.Los protocolos recibieron una revisión institucional y obtuvieron la aprobación del Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales, Hospital Fuwai, Academia China de Ciencias Médicas. Trabajos preparatorios. Asegúrese de que los circuitos CPB contengan un depósito modificado de gotero morfo, bomba de rodillos, intercambiador de calor, oxigenador de membrana, tubo de conexión y un tanque de agua conectado al circuito y produzca 12 mililitros de hidroxialmidón con un mililitro de heparina sódica y un mililitro de solución salina que prepare el circuito con una solución de cebado de 40 mililitros con la bomba de rodillos girando suavemente.Dos, anestesia y canulación Conecte el tubo con el ventilador y los parámetros laterales. Coloque una manta calefactora eléctrica y la derecha y mire hacia la derecha con cinta adhesiva.Aplique ungüento oftálmico en los ojos para evitar la

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Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

Un modelo de gran alcance para los cuidados perioperatorios y críticos relacionados con la insuficiencia renal aguda se presenta. Utilizando todo el cuerpo hipoperfusión inducida por paro cardíaco, es posible reproducir casi los cambios histológicos y funcionales de la clínica AKI.

Arresto normotérmica cardiaca y reanimación cardiopulmonar: un modelo de ratón de la lesión por isquemia-reperfusión

Oclusión de la carótida bilateral junto con hipotensión sistémica produce isquemia cerebral global en la rata, lo que resulta en daños en el hipocampo con la gravedad reproducibles. Temas de animales se deterioran con patrones predecibles de daño cerebral, que se recuperan convenientemente, y las tasas de mortalidad son relativamente bajos.

2 vasos Oclusión / Hipotensión: un modelo de rata de isquemia cerebral global

Precondicionamiento isquémico remoto (RIP) es un método de acondicionamiento de tejidos contra el estrés perjudicial. Hemos establecido un método de isquemia a distancia hacia la extremidad posterior, inflando un manguito del esfigmomanómetro durante 5-10 minutos. Las capacidades neuroprotectoras de RIP se han demostrado en un modelo de degeneración de la retina en los roedores.

Limb remoto Preacondicionamiento Isquémico: una técnica neuroprotector en roedores

Este artículo describe cómo realizar la derivación cardiopulmonar en ratones. Este nuevo modelo facilitará la investigación de los mecanismos moleculares implicados en el daño del órgano.

Puente cardiopulmonar en un modelo de ratón: un nuevo enfoque

Aquí, presentamos un protocolo para describir un modelo de recuperación simple puente cardiopulmonar sin transfusión o agentes inotrópicos en una rata. Este modelo permite el estudio de largo plazo múltiples secuelas órgano de puente cardiopulmonar.

Un modelo de derivación cardiopulmonar de recuperación sin transfusión o agentes inotrópicos en ratas

Aquí se presenta un protocolo para establecer infarto agudo de pontina en un modelo de rata a través de la estimulación eléctrica con un solo pulso.

Establecimiento del Infarto Pontino Agudo en Ratas por Estimulación Eléctrica

Este artículo describe dos métodos de inducción de hipotermia de corta duración de cuerpo entero en ratas. El primer método, de inducción rápida, emplea el enfriamiento activo utilizando ventiladores y aerosol de etanol para una rápida disminución de la temperatura. El segundo método es un método de enfriamiento gradual. Esto se logra utilizando la combinación de anestesia con isoflurano y la reducción de los ajustes de temperatura en la estera de calor homeotérmica. Esto resulta en una...

Inducción de hipotermia de corta duración en ratas utilizando modelos para estudios que examinan la relevancia clínica y los mecanismos

El presente estudio muestra el establecimiento de tres modelos diferentes de donación pulmonar (donación post-muerte encefálica, donación post-muerte circulatoria y donación post-shock hemorrágico). Compara los procesos inflamatorios y los trastornos patológicos asociados a estos eventos.

Estudio de modelos experimentales de donación de órganos para trasplante pulmonar

Este protocolo describe la recolección, sutura y monitoreo de colgajos fasciocutáneos en ratas que permiten una buena visualización y manipulación del flujo sanguíneo a través de los vasos epigástricos inferiores superficiales mediante el pinzamiento y la ligadura de los vasos femorales. Esto es crítico para los estudios que involucran preacondicionamiento isquémico.

El colgajo axial superficial de la arteria epigástrica inferior para estudiar los efectos del preacondicionamiento isquémico en un modelo de rata

El objetivo es desarrollar un nuevo modelo de perfusión pulmonar ex vivo (EVLP) en ratas que pueda mantener una función pulmonar constante durante 4 h durante todo el EVLP y proporcionar a la industria detalles de implementación que ofrecerán un método robusto para aplicar EVLP a modelos de roedores.

Establecimiento de un nuevo sistema de perfusión pulmonar ex vivo para pulmones de rata después de la muerte circulatoria

Aprenda a establecer paro circulatorio hipotérmico profundo en ratas para investigar respuestas fisiológicas y neuroinflamación. Este protocolo validado facilita estudios de isquemia/reperfusión en modelos animales.

Establecimiento de un paro circulatorio hipotérmico profundo en ratas

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