Name: Enfoques de fenotipado múltiple para caracterizar los sistemas radiculares de la caña de azúcar (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 21 s
Description: Aprenda enfoques de fenotipado múltiple para caracterizar sistemas radiculares de Saccharum spp. mediante excavación, imagen digital y análisis de software. Este método integra plataformas viables para mejorar el conocimiento de raíces de caña de azúcar.

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1. Excavación de campo por muestreo de zanjas
<ol>
	<li>Cultivar híbridos comerciales de caña de azúcar (en lo sucesivo denominados "variedades") en el campo a partir de esquejes de dos yemas plantados con una separación entre hileras de 120 cm, con 90 cm dentro de las hileras, siguiendo el paquete de prácticas recomendadas (COP) para asegurar un buen establecimiento y crecimiento de los cultivos.</li>
	<li>Al final de la fase de madurez del cultivo, emplee una excavadora para cavar una zanja (1,5 m de profundidad y 1,0 m de ancho) en el campo. A través de un chorro de agua continuo, asegúrese de que los suelos de las zonas de raíces se limpien sin dañar las raíces (Figura 1).</li>
	<li>Cuando la tierra adherida se afloje, arranque la caña junto con el sistema radicular y llévela al laboratorio para la medición manual del número de raíces, la longitud de la raíz, el volumen y el peso.</li>
</ol>
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig01.jpg"> 
Figura 1: Método de muestreo de zanjas para la excavación de raíces en el campo. (A) Zanja excavada lateralmente a lo largo del campo, (B) chorro de agua y (C) vista interior que muestra la profundidad de la zanja. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
2. Muestreador de núcleo de raíz para reducir los errores de muestreo
<ol>
	<li>Utilice un muestreador cilíndrico de raíz de 61 cm de altura y 16 cm de diámetro con un peso de 8 kg, fabricado con material de acero dulce (MS) para el muestreo de raíz de caña de azúcar en el campo. Proporcione un borde afilado en el borde inferior del muestreador para facilitar la penetración mientras se inserta en el suelo. Proporcione a la parte superior collares de 3 cm de diámetro para levantar el muestreador (Figura 2).</li>
	<li>Cultive variedades de caña de azúcar en el campo a partir de esquejes de dos yemas plantadas a una distancia entre hileras de 120 cm, con 90 cm dentro de las hileras, siguiendo el COP recomendado para garantizar un buen establecimiento y crecimiento del cultivo.</li>
	<li>En la fase de madurez del cultivo, fije el borde superior del muestreador al brote/caña primario y martillee continuamente para alcanzar la profundidad de suelo deseada (45 cm). Levante toda la masa de tierra en el muestreador y lávela cuidadosamente con agua corriente para separar las raíces adheridas.</li>
	<li>Después de lavar a fondo las raíces, registre el volumen, la superficie, la longitud y el peso mediante medición manual, así como extendiendo las raíces en bandejas transparentes para escanear y analizar las imágenes digitalizadas correspondientes utilizando el software de referencia (consulte la Tabla de materiales).</li>
</ol>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig02.jpg"> 
Figura 2: Muestreador de núcleo raíz. (A) dimensiones, (B) vista superior y (C) sitio de muestreo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig02large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
3. Estructura del fenotipado radicular para facilitar el muestreo en diferentes fenofases
<ol>
	<li>Construir una estructura de fenotipado radicular que comprenda tres compartimentos adyacentes de dimensiones 4.5 m x 10.1 m para el muestreo de las raíces de la caña de azúcar, con provisiones para el desmantelamiento manual de las paredes laterales para revelar el sistema radicular subterráneo (hasta una profundidad de 80-100 cm) (Figura 3). Construir los muros laterales con losas prefabricadas de 1,8 m de largo, 30 cm de ancho y 4 cm de espesor.</li>
	<li>Rellene y compacte la estructura con tierra de campo, dejando un espacio libre de ~ 20 cm, con orificios de drenaje adecuados para facilitar la aireación del suelo.</li>
	<li>Siembre las yemas de los clones de germoplasma que comprenden Saccharum officinarum L., Saccharum spontaneum L., Saccharum barberi Jesw., Saccharum sinense Roxb., y Saccharum robustum Brandes y Jeswiet ex Grassl. (en lo sucesivo denominados "clones de Saccharum spp.") y dejarlos germinar durante 30 días en protrayentes que comprendan medios de enraizamiento (tierra roja: estiércol de granja: arena = 2:2:1). Trasplante los asentamientos uniformes y saludables a la estructura con un espaciamiento entre hileras de 90 cm, con 60 cm dentro de las hileras, siguiendo el POP recomendado para asegurar un buen establecimiento y crecimiento del cultivo.</li>
	<li>Durante las fases de formación (60-120 días después de la siembra [DAP]) y de gran crecimiento (120-150 DAP), se deben retirar manualmente los muros laterales formados por las losas prefabricadas, seguidas de una pulverización continua del chorro de agua para exponer las raíces.</li>
	<li>Desarraigue todo el sistema radicular y llévelo al laboratorio para la medición manual de la longitud, el volumen y el peso, y extienda las raíces en bandejas transparentes para escanear y analizar las imágenes digitalizadas correspondientes en el software de referencia (consulte la Tabla de materiales).</li>
	<li>Imponga el estrés por sequía reteniendo el riego en uno de los compartimentos y tape los orificios de drenaje en el segundo compartimento para mantener la saturación del suelo y simular el estrés del anegamiento. Regar el tercer compartimento de acuerdo con el COP recomendado para mantener la capacidad del campo y servir de control.</li>
</ol>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig03.jpg"> 
Figura 3: Estructura del fenotipado de la raíz. (A) Dimensiones, (B) vista general de los tres compartimentos y (C) vista de un compartimento. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig03large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
4. Cultivo hidropónico de plantas para estudiar la biología de la rizosfera
<ol>
	<li>Fabricar un sistema hidropónico interno en un invernadero de ambiente controlado propicio para el cultivo de caña de azúcar para estudiar los detalles más finos de la biología de las raíces. Agregue ~ 15 L de solución nutritiva de Hoagland modificada (Tabla 1) a tanques de vidrio de dimensiones 20 cm x 20 cm x 50 cm, con aireación proporcionada por bombas de acuario (Figura 4).</li>
	<li>Siembre las yemas de las variedades de caña de azúcar y clones de Saccharum spp. y déjelas germinar durante 30 días en protrayentes compuestas por médula de coco compostada. Trasplante las sedimentaciones uniformes y saludables a tanques hidropónicos con una frecuencia de tres sedimentaciones por tanque, teniendo cuidado de colocar toda la raíz en la solución nutritiva. Cubra los tanques con un paño negro para asegurarse de que las raíces no estén expuestas a la luz. Use una malla de plástico (20 cm x 20 cm) en el borde de los tanques de vidrio para sostener las plantas en posición vertical.</li>
	<li>Al final de la fase de germinación (60 días), recoja los exudados de las raíces sumergiendo las raíces de las plantas intactas en 50 mL de solución trampa (agua estéril de doble destilación) durante 4 h (0800 h a 1200 h) durante el tiempo de máxima actividad fotosintética. Filtre la solución recolectada a través de papel de filtro Whatman, luego pásela a través de columnas de vidrio llenas de intercambio aniónico seguido de resinas de intercambio catiónico12. Evapore las fracciones eluidas hasta que se sequen y almacene a -20 °C hasta su posterior procesamiento.</li>
	<li>Analizar las muestras de exudado radicular procesadas por HPLC para la determinación de ácidos orgánicos12 y por espectrofotometría para la estimación de fenólicos totales13, proteínas14, azúcares15 y aminoácidos16 según protocolo estándar.</li>
	<li>Controle el crecimiento de la raíz a intervalos semanales para registrar la pigmentación de la punta de la raíz y la densidad del pelo de la raíz. Evaluar la actividad de las enzimas, peroxidasa17 y superóxido dismutasa18, y el contenido fenólico total19 al 3er mes según el protocolo estándar.</li>
	<li>Evalúe la respuesta a la lesión de la raíz mediante la aplicación de un corte longitudinal en la raíz primaria hasta la punta de la raíz con una cuchilla quirúrgica estéril y controle los cambios periódicamente.</li>
</ol>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Químico</td>
			<td>Concentración final</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrato de potasio</td>
			<td>0,608 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nitrato de calcio</td>
			<td>1.415 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dihidrógeno fosfato de potasio</td>
			<td>0,164 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfato de magnesio</td>
			<td>0,560 g· L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA-sal monosódica férrica</td>
			<td>6.00 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ácido bórico</td>
			<td>1,43 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cloruro de manganeso tetrahidratado</td>
			<td>0,91 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sulfato de zinc</td>
			<td>0,11 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Supfato cúprico</td>
			<td>0,04 g·250L-1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ácido molibdico</td>
			<td>0.01 g250L-1</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabla 1: Composición de la solución nutritiva modificada para el cultivo hidropónico de caña de azúcar.
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/63596/63596fig04.jpg"> 
Figura 4: Configuración hidropónica. La configuración (A) personalizada para el cultivo de caña de azúcar y (B) cultivo de 5 meses (tela negra quitada solo con fines fotográficos). Esta figura ha sido modificada a partir de Hari et al.9. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/63596/63596fig04large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>

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<li>Sharma, S., Borah, P., Meena, M. K., Bindraban, P., Pandey, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+genotypic+variation+for+growth+of+rice+seedlings+under+optimized+hydroponics+medium%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Genetics+and+Plant+Breeding%22%5BJournal%5D)">Evaluation of genotypic variation for growth of rice seedlings under optimized hydroponics medium.</a> Indian Journal of Genetics and Plant Breeding. 78 (3), 292-301 (2018).</li>
<li>Soumya, P. R., Singh, D., Sharma, S., Singh, A. M., Pandey, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+diverse+wheat+%28Triticum+aestivum%29+and+triticale+%28%C3%97+Triticosecale%29+genotypes+for+low+phosphorus+stress+tolerance+in+soil+and+hydroponic+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Soil+Science%22%5BJournal%5D)">Evaluation of diverse wheat (Triticum aestivum) and triticale (× Triticosecale) genotypes for low phosphorus stress tolerance in soil and hydroponic conditions.</a> Journal of Soil Science. 21, 1236-1251 (2021).</li>
<li>Ganie, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolite+profiling+and+network+analysis+reveal+coordinated+changes+in+low-N+tolerant+and+low-N+sensitive+maize+genotypes+under+nitrogen+deficiency+and+restoration+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Plants%22%5BJournal%5D)">Metabolite profiling and network analysis reveal coordinated changes in low-N tolerant and low-N sensitive maize genotypes under nitrogen deficiency and restoration conditions.</a> Plants. 9 (11), 1459(2020).</li>
<li>Venkatraman, T. S., Thomas, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+contrivances+for+studying+root+development+in+agricultural+crops%5BTitle%5D)+AND+%22Agricultural+Journal+of+India%22%5BJournal%5D)">Simple contrivances for studying root development in agricultural crops.</a> Agricultural Journal of India. 18, 509-514 (1923).</li>
<li>Clark, R. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-throughput+two-dimensional+root+system+phenotyping+platform+facilitates+genetic+analysis+of+root+growth+and+development%5BTitle%5D)+AND+%22Plant%2C+Cell+and+Environment%22%5BJournal%5D)">High-throughput two-dimensional root system phenotyping platform facilitates genetic analysis of root growth and development.</a> Plant, Cell and Environment. 36 (2), 454-466 (2013).</li>
<li>Chopart, J. L., Rodrigues, S. R., Azevedo, M. C. B., Medina, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Estimating+sugarcane+root+length+density+through+root+mapping+and+orientation+modelling%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+and+Soil%22%5BJournal%5D)">Estimating sugarcane root length density through root mapping and orientation modelling.</a> Plant and Soil. 313, 101-112 (2008).</li>
<li>Chopart, J. L., Azevedo, M. C. B., Le Mezo, L., Marion, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+relationship+between+sugarcane+root+biomass+and+length+for+cropping+system+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Sugar+Tech%22%5BJournal%5D)">Functional relationship between sugarcane root biomass and length for cropping system applications.</a> Sugar Tech. 12 (3-4), 317-321 (2010).</li>
<li>De Silva, A. L. C., De Costa, W. A. J. M., Bandara, D. M. U. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+of+root+system+and+the+patterns+of+soil+moisture+utilization+in+sugarcane+under+rain-fed+and+irrigated+conditions+in+Sri+Lanka%5BTitle%5D)+AND+%22Sugar+Tech%22%5BJournal%5D)">Growth of root system and the patterns of soil moisture utilization in sugarcane under rain-fed and irrigated conditions in Sri Lanka.</a> Sugar Tech. 13 (3), 198-205 (2011).</li>
<li>Otto, R., Silva, A. P., Franco, H. C. J., Oliveira, E. C. A., Trivelin, P. C. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+soil+penetration+resistance+reduces+sugarcane+root+system+development%5BTitle%5D)+AND+%22Soil+and+Tillage+Research%22%5BJournal%5D)">High soil penetration resistance reduces sugarcane root system development.</a> Soil and Tillage Research. 117, 201-210 (2011).</li>
</ol>

<table><tbody><tr><td>Bomba de aireación con accesorios para tuberías</td><td>Comprado de fuentes locales</td><td>NA</td><td>Utilizado para el cultivo hidropónico de caña de azúcar</td></tr><tr><td>Ácido bórico</td><td>Laboratorios de Investigación Sisco, India</td><td>80266</td><td>Preparación de la solución de Hoagland modificada</td></tr><tr><td>Nitrato de calcio</td><td>Central Drug House, India</td><td>27606</td><td>Preparación de la solución de Hoagland modificada</td></tr><tr><td>Médula de coco compostada</td><td>Comprado de fuentes locales</td><td>NA</td><td>Utilizado para germinar los asentamientos de caña de azúcar</td></tr><tr><td>Sulfato cúprico</td><td>Laboratorios de Investigación Sisco, India</td><td>38869</td><td>Preparación de la solución de Hoagland modificada</td></tr><tr><td>DEAE-celulosa</td><td>Laboratorios de Investigación Sisco, India</td><td>10529</td><td>resina de intercambio aniónico para el procesamiento de exudados radiculares</td></tr><tr><td>EDTA-sal monosódica férrica</td><td>Laboratorios de Investigación Sisco, India</td><td>59389</td><td>Preparación de la solución de Hoagland modificada</td></tr><tr><td>Estiércol de granja</td><td>Comprado de fuentes locales</td><td>NA</td><td>Utilizado para germinar los asentamientos de caña de azúcar</td></tr><tr><td>Tanques de vidrio</td><td>Fabricado internamente</td><td>NA</td><td>Utilizado para el cultivo hidropónico de caña de azúcar</td></tr><tr><td>HPLC</td><td>Tecnologías Agilent</td><td>1200 Infinito</td><td>Cuantificación de ácidos orgánicos en exudados radiculares</td></tr><tr><td>Sulfato de magnesio</td><td>Laboratorios de Investigación Sisco, India</td><td>29117</td><td>Preparación de la solución de Hoagland modificada</td></tr><tr><td>Cloruro de manganeso</td><td>Laboratorios de Investigación Sisco, India</td><td>75113</td><td>Preparación de la solución de Hoagland modificada</td></tr><tr><td>Ácido molibdico</td><td>Laboratorios de Investigación Sisco, India</td><td>49664</td><td>Preparación de la solución de Hoagland modificada</td></tr><tr><td>Dihidrogenofosfato de potasio</td><td>Central Drug House, India</td><td>29608</td><td>Preparación de la solución de Hoagland modificada</td></tr><tr><td>Nitrato de potasio</td><td>Central Drug House, India</td><td>29638</td><td>Preparación de la solución de Hoagland modificada</td></tr><tr><td>Protrays</td><td>Fabricado internamente</td><td>NA</td><td>Utilizado para germinar los asentamientos de caña de azúcar</td></tr><tr><td>Suelo rojo</td><td>Comprado de fuentes locales</td><td>NA</td><td>Utilizado para germinar los asentamientos de caña de azúcar</td></tr><tr><td>Muestreador de núcleo raíz</td><td>Fabricado internamente</td><td>NA</td><td>Se utiliza para el muestreo de raíces in situ</td></tr><tr><td>Arena</td><td>Comprado de fuentes locales</td><td>NA</td><td>Utilizado para germinar los asentamientos de caña de azúcar</td></tr><tr><td>Seralita-120</td><td>Laboratorios de Investigación Sisco, India</td><td>14891</td><td>Resina de intercambio catiónico para el procesamiento de exudados radiculares</td></tr><tr><td>Marco de soporte</td><td>Comprado de fuentes locales</td><td>NA</td><td>Utilizado para el cultivo hidropónico de caña de azúcar</td></tr><tr><td>Motobomba de agua</td><td>Comprado de fuentes locales</td><td>NA</td><td>Utilizado para el cultivo hidropónico de caña de azúcar</td></tr><tr><td>Papel de filtro Whatman grado 1</td><td>Científico universal</td><td>1001090</td><td>Procesamiento de exudados radiculares</td></tr><tr><td>WinRhizo PRO (software)</td><td>Regent Instruments Inc., Canadá</td><td>STD4800</td><td>Escáner de raíces bidimensional con software para el análisis de raíces</td></tr><tr><td>Sulfato de zinc</td><td>Laboratorios de Investigación Sisco, India</td><td>76455</td><td>Preparación de la solución de Hoagland modificada</td></tr></tbody></table>

enfoques de fenotipado múltiple para caracterizar los sistemas radiculares de la caña de azúcar

Multipronged Phenotyping Approaches to Characterize Sugarcane Root Systems

Variación en los rasgos morfológicos de la raíz de las variedades de caña de azúcar En la Figura 5A, B se presentan imágenes representativas del sistema radicular en Co 62175, excavadas en el campo mediante muestreo en zanjas y cultivadas en una configuración hidropónica. Se observaron raíces largas (~100 cm) en las variedades Co 62175 y Co 99006, mientras que Co 99006 registró el mayor peso de raíz (127 g·chug-1). Los rasgos de la raíz se regi...

Enfoques de fenotipado múltiple para caracterizar los sistemas radiculares de la caña de azúcar

Roots are the primary conductors of water and nutrients and play a vital role in sustaining growth and yield under stressful environments. The study of ...

multipronged-phenotyping-approaches-to-characterize-sugarcane-root

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Este protocolo describe un proceso para la toma rápida de imágenes de plantas de semillero de Arabidopsis en respuesta a un estímulo de gravedad, utilizando escáneres planos disponibles en el mercado. El método permite barato, la captura de grandes volúmenes de imágenes de alta resolución susceptibles de algoritmos de análisis de aguas abajo.

El uso de escáneres planos para recopilar de alta resolución de duración transcurrido Imágenes de la gravitrópica Respuesta Arabidopsis Root

Este artículo muestra cómo cultivar plántulas de Arabidopsis thaliana en una plataforma de dos capas de microfluidos que confina la raíz principal y pelos de la raíz a un solo plano óptico. Esta plataforma puede utilizarse para imágenes ópticas en tiempo real de la morfología de la raíz fina, así en cuanto a la proyección de imagen de alta resolución por otros medios.

La morfología del pelo de la raíz de plántulas de Arabidopsis en una plataforma de microfluídica de dos capas de imagen

Se presenta un protocolo experimental para la evaluación de suelo cultivado planta raíz sistemas RGB y la proyección de imagen hyperspectral. Combinación de tiempo de imagen RGB serie con información quimiométricas de hyperspectral optimiza penetraciones en la dinámica de la raíz de planta.

RGB y la proyección de imagen espectral raíz planta Phenotyping y investigación fisiológica: montaje Experimental y protocolos de la proyección de imagen

Un sistema de análisis de imágenes basada en software proporciona un método alternativo para estudiar la morfología de la especie estolonífera y rizomatosa. Este protocolo permite la medición de la longitud y diámetro de estolones y rizomas y puede aplicarse a muestras con una gran cantidad de biomasa y una gran variedad de especies.

Medición de estolones y rizomas de céspedes mediante un sistema de análisis de imagen Digital

Ofrecemos un novedoso método para mejorar el contraste de la absorción de rayos x del maíz tejido adecuado para la exploración de la tomografía de la microcomputed ordinaria. Basado en imágenes del CT, presentamos un conjunto de flujos de trabajo de procesamiento de imágenes para diferentes materiales de maíz extraer efectivamente fenotipos microscópicos de haces vasculares del maíz.

Técnicas de microescala Phenotyping de maíz haces vasculares basados en tomografía de rayos x Microcomputed

Visualización y medición del crecimiento de raíz en situ es extremadamente difícil. Se presenta un método rhizobox personalizable para seguir el desarrollo de la raíz y proliferación en el tiempo en respuesta al enriquecimiento de nutrientes. Este método se utiliza para analizar maíz diferencias genotípicas en la plasticidad de la raíz en respuesta a una fuente de nitrógeno orgánico.

Un protocolo de Rhizobox optimizada para visualizar el crecimiento de las raíces y la capacidad de respuesta a nutrientes localizadas

Parasponia andersonii es un árbol tropical de rápido crecimiento que pertenece a la familia Cannabis (Cannabaceae) y puede formar nódulos radiculares fijados al nitrógeno en asociación con el rizobio. Aquí, describimos un protocolo detallado para análisis genéticos inversos en P. andersonii basado en Agrobacterium tumefaciens-mediada transformación estable y edición del genoma basada en CRISPR/Cas9.

Transformando, Edición del Genoma y Fenotipando el árbol tropical de cannabaceae de fijación de nitrógeno Parasponia andersonii

El protocolo aquí describe los métodos para la evaluación de los patrones de colonización de micorrizas arbusculares y la estrategia en raíces para dos especies: Zea mays y Festuca rubra. El uso del método MycoPatt permite el cálculo de parámetros, la conversión de estructuras micorrízicas en datos digitales y el mapeo de su posición real en raíces.

Mapas de micorrizas como herramienta para explorar patrones de colonización y estrategias fúngicas en las raíces de Festuca rubra y Zea mays

Utilizamos herramientas de laboratorio simples para examinar la arquitectura del sistema radicular (RSA) de Arabidopsis y Medicago. Las plántulas se cultivan hidropónicamente sobre malla y se extienden usando un pincel artístico para revelar el RSA. Las imágenes se toman mediante escaneo o una cámara de alta resolución, luego se analizan con ImageJ para mapear rasgos.

Un protocolo simple para mapear los rasgos de arquitectura del sistema radicular de la planta

Diseñamos un protocolo de fenotipado basado en imágenes para determinar las respuestas morfológicas y fisiológicas a tratamientos únicos y combinados de calor, sequía y encharcamiento. Este enfoque permitió la identificación de respuestas tempranas, tardías y de recuperación a nivel de toda la planta, particularmente en las partes aéreas, y destacó la necesidad de utilizar múltiples sensores de imagen.

Fenotipado basado en imágenes de alto rendimiento para determinar las respuestas morfológicas y fisiológicas a estreses simples y combinados en patata

Aprenda enfoques de fenotipado múltiple para caracterizar sistemas radiculares de Saccharum spp. mediante excavación, imagen digital y análisis de software. Este método integra plataformas viables para mejorar el conocimiento de raíces de caña de azúcar.

Enfoques de fenotipado múltiple para caracterizar los sistemas radiculares de la caña de azúcar

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