Name: Un paquete de herramientas analíticas establecidas para investigar la alteración en estado sólido de excipientes basados en lípidos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-08-09T13:15:00.000+00:00
Duration: 11 min 27 s
Description: Aprende a investigar alteraciones en estado sólido de excipientes lipídicos usando calorimetría diferencial de barrido y difracción de rayos X. Esta metodología permite evaluar polimorfismo y crecimiento cristalino en formulaciones farmacéuticas.

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El Centro de Investigación de Ingeniería Farmacéutica (RCPE) está financiado en el marco de COMET - Centros de Competencia para Tecnologías Excelentes por BMK, BMDW, Land Steiermark y SFG. El programa COMET es administrado por el FFG.

1. Calorimetría diferencial de barrido (DSC)
<ol><li>Preparación del instrumento<ol><li>Utilice un calorímetro de barrido diferencial equipado con un intracooler, un muestreador automático y el software para el control del instrumento y el análisis de datos.</li>
		<li>Encienda el suministro de gas nitrógeno y ajuste la presión entre 0,2 y 0,5 bar y encienda el instrumento DSC y el cambiador automático de muestras.</li>
		<li>Abra el software y active el modo de espera haciendo clic en el botón Sí . Permitir el equilibrio del dispositivo durante al menos una hora</li>
		<li>Purgue el horno con nitrógeno, haga clic en el icono Nuevo método y vaya a Definición del método. Active la opción Modulación de temperatura en la ventana de resumen.  Vaya a la pestaña de encabezado y seleccione el método haciendo clic en "muestra".</li>
		<li>Vaya a la pestaña Programa de temperatura, seleccione Purgar 2 MFC y en MFC protector, ambos a 50 ml / min.</li>
		<li>Insértese el siguiente método de medición: en espera a 20 °C, ciclo de calentamiento a 5 K/min desde 20 °C hasta por encima de la temperatura de fusión de los lípidos, mantenimiento isotérmico a esta temperatura durante 5 min, ciclo de enfriamiento a 0 °C a 5 K/min a -20 °C, temperatura final de restablecimiento de emergencia a una temperatura de 10 grados °C por encima de la temperatura más alta del programa, y temperatura de espera final a 20 °C.</li>
		<li>Vaya a la pestaña de calibración y seleccione el archivo de temperatura y sensibilidad adecuado. Guardar el método</li>
	</ol></li>
	<li>Preparación y medición de muestras<ol><li>Pesar 3-4 mg de cada muestra en crisoles de aluminio. Registre el peso exacto cargado en cada crisol y selle el crisol de aluminio con una tapa perforada.</li>
		<li>Coloque los crisoles en la bandeja del muestreador automático y active el modo de muestreador automático en el software y el método relacionado con la carga para cada muestra.</li>
		<li>Complete la posición de la muestra, el nombre de la muestra y el peso de cada muestra, y la posición del crisol de referencia en la ventana Vista de bandeja de muestras e inicie las mediciones.</li>
	</ol></li>
	<li>Análisis de datos<ol><li>Abra los datos sin procesar utilizando el software para el análisis de datos y trace la temperatura frente al flujo de calor, haciendo clic en el botón "X-time / X-temperature"</li>
		<li>En la ventana emergente, haga clic en "Ocultar segmentos isotérmicos". En el lado izquierdo de la pantalla, seleccione solo las curvas que se van a analizar (por ejemplo, deshaga clic en los datos "Adicionales").</li>
		<li>Comprobar el comportamiento térmico de los lípidos como eventos endotérmicos y exotérmicos de energía absorbida o liberada en forma de calor, respectivamente, en función de la temperatura.</li>
		<li>Haga clic en la curva, seguida de Evaluación y Área, para calcular la entalpía de fusión como el área bajo la curva de endotermos.</li>
		<li>Seleccione los límites de integración moviendo las líneas verticales alrededor de 2 a 3 grados centígrados antes y después del inicio y el punto final del pico.</li>
		<li>Seleccione una línea base lineal para la integración de picos. El área entre la curva y la línea de base es proporcional al cambio en la entalpía. Haga clic en Aplicar para finalizar el cálculo. Del mismo modo, calcule la entalpía de cristalización como el área bajo la curva de exotermas</li>
		<li>Determine el inicio de la temperatura de fusión (To) haciendo clic en la curva a analizar y luego en Evaluación e inicio.</li>
		<li>Seleccione los límites de cuantificación moviendo las líneas verticales a la sección más recta de la curva. Esto suele ser alrededor de 5-10 ° C antes y después del pico. Luego, determine la temperatura de fusión haciendo clic en la curva a analizar, seguida de Evaluación y Pico. El valor obtenido es el máximo máximo.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Dispersión de rayos X de ángulo pequeño y gran angular (SWAXS)
<ol><li>Preparación del instrumento<ol><li>Utilice un sistema de dispersión de rayos X, componiendo una cámara de enfoque puntual fijada a un generador de rayos X de tubo sellado y equipada con una unidad de control y software relacionado.</li>
		<li>Utilice cobre (λ = 1,54 Å) a 50 kV y 1 mA como fuente de rayos X y dos detectores sensibles colocados linealmente para cubrir las regiones de dispersión de rayos X de ángulo pequeño y amplio.</li>
		<li>Garantizar los requisitos de seguridad para proteger de la exposición a los rayos X.</li>
		<li>Encienda el sistema de agua de refrigeración en la unidad de control, la bomba de vacío, las válvulas de gas y el sistema de control de potencia y seguridad.</li>
		<li>Encienda las válvulas de control de voltaje y purga para los detectores a un flujo de gas entre 10 y 20 ml / min.</li>
		<li>Encienda el tubo de rayos X y la opción de espera y espere aproximadamente 10 minutos. Apague el modo de espera y encienda el tubo de rayos X a plena potencia (>50 kV) y espere al menos 30 minutos.</li>
		<li>Inicie el software de control y haga clic en RESTABLECER TPF. Elija el filtro Tugsten y establezca la posición. Vaya a Posición para fijar la posición del filtro de tungsteno</li>
	</ol></li>
	<li>Preparación y medición de muestras<ol><li>Asegúrese de que las muestras estén disponibles como polvo fino. Si es necesario, muele las muestras suavemente a bajas temperaturas para proporcionar un polvo fino.</li>
		<li>Llene las muestras en capilares de vidrio especiales con un diámetro externo de aproximadamente 2 mm, evitando cualquier atrapamiento de aire en los capilares. Selle el capilar de vidrio con cera y colóquelo cuidadosamente en el soporte capilar.</li>
		<li>Encienda el motor para la rotación de la muestra y cierre la válvula de vacío hasta que la presión sea inferior a 5 mbar.</li>
		<li>En el software, fije la configuración de mediciones seleccionando una resolución de posición de 1024. Fijar el tiempo de exposición a 1200 s.</li>
		<li>Configure los límites de energía haciendo clic en el toque Herramientas, luego haga clic en energía y resolución, y haga clic en reiniciar. Configure los límites de energía en un rango adecuado entre 400-900.</li>
		<li>Abra el obturador de seguridad e inicie las mediciones. Asegúrese de que la ventana de medición muestre un máximo de 80 recuentos por segundo. Si esto no se da, adapte la posición del filtro.</li>
	</ol></li>
	<li>Análisis de datos<ol><li>Exporte los datos como archivos p00. Los datos consisten en la intensidad de transmisión y absorción frente al número de canales y el ángulo de difracción.</li>
		<li>Transfiera los datos para su evaluación a un software estadístico y corrija los datos normalizando las intensidades utilizando la masa de dispersión medida con el filtro de tungsteno.</li>
		<li>Crear una gráfica de intensidad normalizada frente a dos veces el ángulo de difracción [(2Θ) 2xtheta].</li>
		<li>Utilice la función de "lector de pantalla" para encontrar picos de difracción en las regiones SAXS y WAXS.</li>
		<li>Aplique la ecuación de Bragg para calcular los picos de difracción con la intensidad máxima en un espaciado d corto y largo para las regiones WAXS y SAXS, respectivamente.</li>
		<li>Calcule las proporciones de la posición máxima de la región SAXS para averiguar la simetría cristalina de los lípidos (por ejemplo, laminar, hexagonal, cúbico).</li>
		<li>Utilice el pico de difracción principal de la región SAXS para cuantificar el espesor del cristalito (D). Ajuste el pico en una función gaussiana a través de mínimos cuadrados clásicos y obtenga el FWHM haciendo clic en Análisis, Picos y líneas de base, Analizador de picos, Diálogo Abrir.</li>
		<li>En la ventana emergente, seleccione la opción "Fit Peaks Pro". Seleccione una línea base constante con y = 0, seleccione el pico de difracción principal de la región SAXS y haga clic en "Control de ajuste" para seleccionar los parámetros de ajuste máximo.</li>
		<li>Elija la función GaussAmp. Establezca los parámetros y_0, xc_1 y A_1 como fijos y obtenga el FWHM del ajuste. Usa la ecuación de Scherrer para calcular el espesor del cristalito.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Ensayos de disolución
<ol><li>Liberación de API de sistemas multipartículas recubiertos<ol><li>Utilice el aparato USP 2 (paleta) para estudios de disolución.</li>
		<li>Llenar los recipientes de prueba de disolución con tampón fosfato pH 6,8 y calentar a 37 °C.</li>
		<li>Pesar triplicados de muestras de partículas recubiertas equivalentes a una dosis única de API y colocar las muestras en recipientes de prueba de disolución.</li>
		<li>Arranque la paleta a una velocidad de 100 rpm.</li>
		<li>Configure el muestreador automático para tomar muestras de 1 ml en los siguientes puntos de muestreo: 30 min, 60 min, 90 min, 2 h, 4 h, 6 h, 8 h, 10 h, 12 h, 18 h y 24 h.</li>
		<li>Analizar las muestras mediante un método de HPLC adecuado 5,7,17.</li>
		<li>Analice los datos trazando la versión acumulativa de la API en función del tiempo.</li>
		<li>Realizar los experimentos para muestras almacenadas a largo plazo (25 °C, 60% de humedad relativa) y aceleradas (40 °C y 70% de humedad relativa).</li>
	</ol></li>
	<li>Liberación de API a partir de nanopartículas lipídicas sólidas (SLN)<ol><li>Preparar líquido pulmonar simulado (SLF) mezclando 0,02% (p/p) de dipalmitoilfosfatidilcolina en solución salina tampón fosfato de Dulbecco (D-PBS), con la siguiente composición: KCl (2,683 mM), KH 2 PO 4 (1,47 mM), NaCl (136,893 mM), Na2HPO4· 2H 2O (8.058 mM), CaCl2· 2H 2O (0.884 mM), y MgCl2· 6H2O (0.492 mM). Precalentar a 37 °C.</li>
		<li>Utilice casetes de diálisis con una bolsa de membrana de celulosa de un corte controlado de 7.000 Da por triplicado para cada muestra.</li>
		<li>Asigne un casete de diálisis para cada tiempo de muestreo: 0,5 h, 1,5 h, 3 h, 5 h, 7 h y 24 h. Hidratar los casetes de diálisis durante 2 min sumergiéndolos en SLF. Luego, seque cuidadosamente su superficie con toallas de papel suaves.</li>
		<li>Inyectar 3 ml de la muestra (nanosuspensión lipídica), equivalente a 600 μg de dexametasona, en cada casete.</li>
		<li>Sumerja cada casete en 200 ml de SLF a 37 °C (condiciones de fregadero) y agite el sistema a 125 rpm.</li>
		<li>Tome muestras de 200 mg del interior del casete utilizando una jeringa en cada momento de muestreo determinado.</li>
		<li>Determinar el contenido de la API utilizando el método HPLC-MS desarrollado18.</li>
		<li>Calcule la API liberada de SLN por balance de masa, de acuerdo con18, brevemente como la diferencia entre la cantidad total de API en SLN y la cantidad restante de API después del muestreo.</li>
		<li>Repita el proceso para las muestras almacenadas.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Sato, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crystallization+behaviour+of+fats+and+lipids+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Engineering+Science%22%5BJournal%5D)">Crystallization behaviour of fats and lipids a review.</a> Chemical Engineering Science. 56 (7), 2255-2265 (2001).</li>
<li>Becker, K., Salar-Behzadi, S., Zimmer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solvent-free+melting+techniques+for+the+preparation+of+lipid-based+solid+oral+formulations%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutical+Research%22%5BJournal%5D)">Solvent-free melting techniques for the preparation of lipid-based solid oral formulations.</a> Pharmaceutical Research. 32 (5), 1519-1545 (2015).</li>
<li>Rosiaux, Y., Jannin, V., Hughes, S., Marchaud, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid+lipid+excipients+-+Matrix+agents+for+sustained+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">Solid lipid excipients - Matrix agents for sustained drug delivery.</a> Journal of Controlled Release. 188, 18-30 (2014).</li>
<li>Siepmann, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipids+and+polymers+in+pharmaceutical+technology%3A+lifelong+companions%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Lipids and polymers in pharmaceutical technology: lifelong companions.</a> International Journal of Pharmaceutics. 558, 128-142 (2019).</li>
<li>Lopes, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microphase+separation+in+solid+lipid+dosage+forms+as+the+cause+of+drug+release+instability%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Microphase separation in solid lipid dosage forms as the cause of drug release instability.</a> International Journal of Pharmaceutics. 517 (1-2), 403-412 (2017).</li>
<li>Reitz, C., Kleinebudde, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid+lipid+extrusion+of+sustained+release+dosage+forms%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Solid lipid extrusion of sustained release dosage forms.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 67 (2), 440-448 (2007).</li>
<li>Salar-Behzadi, S., Corzo, C., Schaden, L., Laggner, P., Zimmer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+between+the+solid+state+of+lipid+coating+and+release+profile+of+API+from+hot+melt+coated+microcapsules%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Correlation between the solid state of lipid coating and release profile of API from hot melt coated microcapsules.</a> International Journal of Pharmaceutics. 565, 569-578 (2019).</li>
<li>Windbergs, M., Gueres, S., Strachan, C. J., Kleinebudde, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two-step+solid+lipid+extrusion+as+a+process+to+modify+dissolution+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22AAPS+PharmSciTech%22%5BJournal%5D)">Two-step solid lipid extrusion as a process to modify dissolution behavior.</a> AAPS PharmSciTech. 11 (1), 2-8 (2010).</li>
<li>Schertel, S., Salar-Behzadi, S., Zimmer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+surface+properties+of+core+material+on+the+stability+of+hot+melt-coated+multiparticulate+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Impact of surface properties of core material on the stability of hot melt-coated multiparticulate systems.</a> Pharmaceutics. 13 (3), 366(2021).</li>
<li>Tang, D., Marangoni, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microstructure+and+fractal+analysis+of+fat+crystal+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Oil+Chemists%27+Society%22%5BJournal%5D)">Microstructure and fractal analysis of fat crystal networks.</a> Journal of the American Oil Chemists' Society. 83, 377-388 (2006).</li>
<li>Corzo, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lipid-microparticles+for+pulmonary+delivery+of+active+pharmaceutical+ingredients%3A+Impact+of+lipid+crystallization+on+spray-drying+processability%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Lipid-microparticles for pulmonary delivery of active pharmaceutical ingredients: Impact of lipid crystallization on spray-drying processability.</a> International Journal of Pharmaceutics. 610, 121259(2021).</li>
<li>Acevedo, N. C. Characterization of the nanostructure of triacylglycerol crystal networks. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAcevedo%2C+NC+%22Structure-Function+Analysis+of+Edible+Fats%22">Structure-Function Analysis of Edible Fats</a>. Marangoni, A. G. , AOCS Press. Urbana, USA. (2012).</li>
<li>Marangoni, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure-function+analysis+of+edible+fats%5BTitle%5D)+AND+%22Structure-Function+Analysis+of+Edible+Fats%22%5BJournal%5D)">Structure-function analysis of edible fats.</a> Structure-Function Analysis of Edible Fats. , (2018).</li>
<li>Sato, K. Crystallization of lipids. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSato%2C+K+%22Fundamentals+and+Applications+in+Food%2C+Cosmetics%2C+and+Pharmaceuticals%22">Fundamentals and Applications in Food, Cosmetics, and Pharmaceuticals</a>. Sato, K. , Wiley. Blackwell, NJ, USA. (2018).</li>
<li>Acevedo, N. C., Marangoni, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toward+nanoscale+engineering+of+triacylglycerol+crystal+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Crystal+Growth+and+Design%22%5BJournal%5D)">Toward nanoscale engineering of triacylglycerol crystal networks.</a> Crystal Growth and Design. 10 (8), 3334-3339 (2010).</li>
<li>Lopes, D. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+lipid+blooming+and+crystallite+size+in+the+performance+of+highly+soluble+drug-loaded+microcapsules%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmaceutical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Role of lipid blooming and crystallite size in the performance of highly soluble drug-loaded microcapsules.</a> Journal of Pharmaceutical Sciences. 104 (12), 4257-4265 (2015).</li>
<li>Salar-Behzadi, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+approach+for+overcoming+the+stability+challenges+of+lipid-based+excipients.+Part+2%3A+Application+of+polyglycerol+esters+of+fatty+acids+as+hot+melt+coating+excipients%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 2: Application of polyglycerol esters of fatty acids as hot melt coating excipients.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 148, 107-117 (2020).</li>
<li>Corzo, C., Meindl, C., Lochmann, D., Reyer, S., Salar-Behzadi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+approach+for+overcoming+the+stability+challenges+of+lipid-based+excipients.+Part+3%3A+Application+of+polyglycerol+esters+of+fatty+acids+for+the+next+generation+of+solid+lipid+nanoparticles%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 3: Application of polyglycerol esters of fatty acids for the next generation of solid lipid nanoparticles.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 152, 44-55 (2020).</li>
<li>Tylor, A. K. Glyceryl monostearate. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTylor%2C+AK+%22Handbook+of+Pharmaceutical+Excipients%22">Handbook of Pharmaceutical Excipients</a>. Rowe, R. C., Sheskey, P. J., Quinn, M. E. , Pharmaceutical Press and American Pharmacists Association. UK, USA. 290-293 (2009).</li>
<li>Lutton, R. S., Jackson, F. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+polymorphism+of+1-+monostearin+and+1-monopalmitin%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">The polymorphism of 1- monostearin and 1-monopalmitin.</a> Journal of the American Chemical Society. 70 (7), 2445-2449 (1948).</li>
<li>Fang, W., Mayama, H., Tsujii, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+formation+of+fractal+structures+on+triglyceride+surfaces+with+reference+to+their+super+water-repellent+properties%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physical+Chemistry.+B%22%5BJournal%5D)">Spontaneous formation of fractal structures on triglyceride surfaces with reference to their super water-repellent properties.</a> The Journal of Physical Chemistry. B. 111 (3), 564-571 (2007).</li>
<li>Maleky, F., Marangoni, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoscale+effects+on+oil+migration+through+triacylglycerol+polycrystalline+colloidal+networks%5BTitle%5D)+AND+%22Soft+Matter%22%5BJournal%5D)">Nanoscale effects on oil migration through triacylglycerol polycrystalline colloidal networks.</a> Soft Matter. 7, 6012-6024 (2011).</li>
<li>Corzo, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+approach+for+overcoming+the+stability+challenges+of+lipid-based+excipients.+Part+1%3A+Screening+of+solid-state+and+physical+properties+of+polyglycerol+esters+of+fatty+acids+as+advanced+pharmaceutical+excipients%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Novel approach for overcoming the stability challenges of lipid-based excipients. Part 1: Screening of solid-state and physical properties of polyglycerol esters of fatty acids as advanced pharmaceutical excipients.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 148, 134-147 (2020).</li>
<li>Gordillo-Galeano, A., Mora-Huertas, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solid+lipid+nanoparticles+and+nanostructured+lipid+carriers%3A+A+review+emphasizing+on+particle+structure+and+drug+release%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Pharmaceutics+and+Biopharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Solid lipid nanoparticles and nanostructured lipid carriers: A review emphasizing on particle structure and drug release.</a> European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 133, 285-308 (2018).</li>
<li>Fan, Y., Marioli, M., Zhang, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analytical+characterization+of+liposomes+and+other+lipid+nanoparticles+for+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmaceutical+and+Biomedical+Analysis%22%5BJournal%5D)">Analytical characterization of liposomes and other lipid nanoparticles for drug delivery.</a> Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 192, 113642(2021).</li>
<li>Peyronel, F., Pink, D. A., Marangoni, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Triglyceride+nanocrystal+aggregation+into+polycrystalline+colloidal+networks%3A+Ultra-small+angle+X-ray+scattering%2C+models+and+computer+simulation%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Colloid+%26+Interface+Science%22%5BJournal%5D)">Triglyceride nanocrystal aggregation into polycrystalline colloidal networks: Ultra-small angle X-ray scattering, models and computer simulation.</a> Current Opinion in Colloid & Interface Science. 19 (5), 459-470 (2014).</li>
<li>Acevedo, N. C., Marangoni, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functionalization+of+non-interesterified+mixtures+of+fully+hydrogenated+fats+using+shear+processing%5BTitle%5D)+AND+%22Food+and+Bioprocess+Technology%22%5BJournal%5D)">Functionalization of non-interesterified mixtures of fully hydrogenated fats using shear processing.</a> Food and Bioprocess Technology. 7 (2), 575-587 (2014).</li>
<li>Dong, Y. D., Boyd, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+X-ray+scattering+in+pharmaceutical+science%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Applications of X-ray scattering in pharmaceutical science.</a> International Journal of Pharmaceutics. 417 (1-2), 101-111 (2011).</li>
<li>Di Cola, E., Grillo, I., Ristori, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+angle+X-ray+and+neutron+scattering%3A+Powerful+tools+for+studying+the+structure+of+drug-loaded+liposomes%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Small angle X-ray and neutron scattering: Powerful tools for studying the structure of drug-loaded liposomes.</a> Pharmaceutics. 8 (2), 10(2016).</li>
<li>Lopez, C., Lesieur, P., Bourgaux, C., Ollivin, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermal+and+structural+behavior+of+anhydrous+milk+fat.+3.+Influence+of+cooling+rate%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Dairy+Science%22%5BJournal%5D)">Thermal and structural behavior of anhydrous milk fat. 3. Influence of cooling rate.</a> Journal of Dairy Science. 88 (2), 511-526 (2005).</li>
<li>Kalnin, D., Garnaud, G., Amenitsch, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ollivon.+Monitoring+fat+crystallization+in+aerated+food+emulsions+by+combined+DSC+and+time-resolved+synchrotron+X-ray+diffraction%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Research+International%22%5BJournal%5D)">Ollivon. Monitoring fat crystallization in aerated food emulsions by combined DSC and time-resolved synchrotron X-ray diffraction.</a> Food Research International. 35 (10), 927-934 (2002).</li>
<li>Bugeat, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unsaturated+fatty+acid+enriched+vs.+control+milk+triacylglycerols%3A+Solid+and+liquid+TAG+phases+examined+by+Synchrotron+radian+X-ray+diffraction+coupled+with+DSC%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Research+International%22%5BJournal%5D)">Unsaturated fatty acid enriched vs. control milk triacylglycerols: Solid and liquid TAG phases examined by Synchrotron radian X-ray diffraction coupled with DSC.</a> Food Research International. 67, 91-101 (2015).</li>
<li>Brubach, J. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+and+thermal+characterization+of+glyceryl+behenate+by+X-ray+diffraction+coupled+to+differential+calorimetry+and+infrared+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Structural and thermal characterization of glyceryl behenate by X-ray diffraction coupled to differential calorimetry and infrared spectroscopy.</a> International Journal of Pharmaceutics. 336 (2), 248-256 (2007).</li>
<li>Chong, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermal+and+structural+behaviour+of+crude+palm+oil%3A+Crystallisation+at+very+low+cooling+rate%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Lipid+Science+and+Technology%22%5BJournal%5D)">Thermal and structural behaviour of crude palm oil: Crystallisation at very low cooling rate.</a> European Journal of Lipid Science and Technology. 109 (4), 410-421 (2007).</li>
<li>Askin, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simultaneous+differential+scanning+calorimetry-X-ray+diffraction+study+of+olanzapine+crystallization+from+amorphous+solid+dispersions%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">A simultaneous differential scanning calorimetry-X-ray diffraction study of olanzapine crystallization from amorphous solid dispersions.</a> Molecular Pharmaceutics. 17 (11), 4364-4374 (2020).</li>
<li>Clout, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+differential+scanning+calorimetry+-+synchrotron+X-ray+powder+diffraction%3A+A+powerful+technique+for+physical+form+characterization+in+pharmaceutical+materials%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Simultaneous differential scanning calorimetry - synchrotron X-ray powder diffraction: A powerful technique for physical form characterization in pharmaceutical materials.</a> Analytical Chemistry. 88 (20), 10111-10117 (2016).</li>
<li>Jendrzejewska, I., Goryczka, T., Pietrasik, E., Klimontko, J., Jampilek, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X-ray+and+thermal+analysis+of+selected+drugs+containing+acetaminophen%5BTitle%5D)+AND+%22Molecules%22%5BJournal%5D)">X-ray and thermal analysis of selected drugs containing acetaminophen.</a> Molecules. 25 (24), 5909(2020).</li>
<li>Righetti, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Crystallization+of+Polymers+Investigated+by+Temperature-Modulated+DSC%5BTitle%5D)+AND+%22Materials%22%5BJournal%5D)">Crystallization of Polymers Investigated by Temperature-Modulated DSC.</a> Materials. 10 (4), 442(2017).</li>
<li>Sauer, B. B., Kampert, W. G., Neal Blanchard, E., Threefoot, S. A., Hsiao, B. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature+modulated+DSC+studies+of+melting+and+crystallization+in+polymers+exhibiting+multiple+endotherms%5BTitle%5D)+AND+%22Polymer%22%5BJournal%5D)">Temperature modulated DSC studies of melting and crystallization in polymers exhibiting multiple endotherms.</a> Polymer. 41 (3), 1099-1108 (2000).</li>
<li>Ali, F., Kumar, R., Lal Sahu, P., Singh, G. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physicochemical+characterization+and+compatibility+study+of+roflumilast+with+various+pharmaceutical+excipients%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thermal+Analysis+and+Calorimetry%22%5BJournal%5D)">Physicochemical characterization and compatibility study of roflumilast with various pharmaceutical excipients.</a> Journal of Thermal Analysis and Calorimetry. 130, 1627-1641 (2017).</li>
</ol>

Los autores revelan todos y cada uno de los conflictos de intereses.

La difracción de rayos X en polvo y DSC se describieron en este manuscrito como estándares de oro para el análisis de estado sólido de LBE. La difracción de rayos X en polvo tiene la excelente ventaja de procesar las mediciones in situ, con una manipulación mínima del estado sólido de las muestras durante las mediciones. Además, los mismos capilares llenos se pueden almacenar en diferentes condiciones después de las mediciones iniciales para investigar la alteración del estado sólido durante el almacenamiento. E...

Los lípidos son una clase de materiales que contienen hidrocarburos alifáticos de cadena larga y sus derivados. Cubren una amplia gama de estructuras químicas, incluyendo ácidos grasos, acilgliceroles, esteroles y ésteres de esteroles, ceras, fosfolípidos y esfingolípidos1. El uso de lípidos como excipientes farmacéuticos comenzó en 1960 para incrustar fármacos en una matriz de cera para proporcionar formulaciones de liberación sostenida2. Desde entonces, los excipientes a base de lípidos (LBE) han ganado una gran atención para diversas aplicaciones, como la liberación modificada de fármacos, el enmascaramiento del sabor, la encapsulación de fármacos y la biodisponibilidad mejorada de fármacos. Los LBE se pueden aplicar en una amplia gama de formas farmacéuticas a través de procesos de fabricación versátiles, a saber, recubrimiento termofusible, secado por pulverización, extrusión de lípidos sólidos, impresión 3D, comprimidos y homogeneización a alta presión, entre otros. Formas farmacéuticas como tabletas, películas de desintegración oral, sistemas de multipartículas, nano y micropartículas, pellets y formas impresas en 3D son el resultado 2,3,4.
Los LBE poseen el estado de "General Reconocido como Seguro", baja toxicidad, buena biocompatibilidad y tolerancia mejorada del paciente. Su origen natural y su amplia disponibilidad les permiten potenciar la fabricación farmacéutica ecológica y sostenible. Sin embargo, el uso de LBE se ha asociado con formas de dosificación inestables. Las alteraciones en las propiedades de los productos a base de lípidos después del almacenamiento han sido ampliamente reportadas. El estado sólido de las EBL y la existencia de polimorfismo lipídico se consideran las principales razones de la inestabilidad de las formas de dosificación basadas en lípidos 5,6,7,8.
Las propiedades mecánicas y físicas de los lípidos están estrechamente relacionadas con sus propiedades de cristalización y la estructura de su red cristalina, que muestra distintas jerarquías de organización estructural. Cuando se utilizan lípidos en la fabricación de productos farmacéuticos, la estructura cristalina se ve afectada por los parámetros del proceso aplicados, como la temperatura, los disolventes orgánicos, el cizallamiento y las fuerzas mecánicas, lo que a su vez afecta el rendimiento del producto farmacéutico 5,7,9,10,11,12 . Para comprender esta relación estructura-función, es importante conocer los fundamentos de la cristalización lipídica y la estructura cristalina y los métodos analíticos para cribarlos.
A nivel molecular, la unidad más pequeña de un cristal lipídico se denomina "célula unitaria". Una repetición tridimensional regular de células unitarias construye las redes cristalinas, con interacciones moleculares más fuertes junto con sus direcciones laterales que las longitudinales, lo que explica la construcción en capas de cristales lipídicos. El empaquetamiento transversal repetido de las cadenas de hidrocarburos se conoce como subcelda 1,12,13 (Figura 1). Las laminillas son el empaquetamiento lateral de las moléculas lipídicas. En el paquete de cristal, las interfaces entre diferentes laminillas están hechas de grupos extremos metilo, mientras que los grupos de glicerol polar se colocan en las partes interiores de la lámina14. Para diferenciar cada cadena de ácidos grasos en la lámina, se emplea el término folio, que representa una subcapa compuesta por cadenas individuales de ácidos grasos. Los acilgliceroles se pueden organizar en longitudes de cadena de foliolas dobles (2L) o triples (3L)14. La energía superficial de las laminillas las impulsa a apilarse epitaxialmente entre sí, para proporcionar nanocristalitos. Diferentes factores de procesamiento, como la temperatura y la velocidad de enfriamiento, afectan el número de laminillas apiladas y, por lo tanto, el grosor del cristalito (~ 10-100 nm). La agregación de cristalitos conduce a la formación de esferulitas a microescala, y la agregación de esferulitas proporciona a la red cristalina de LBE un comportamiento macroscópico definido13.
Las transiciones de estado sólido comienzan a nivel molecular. La transición geométrica de una subcélula a otra se llama polimorfismo. Tres polimorfos principales de forma α, β'' y β se encuentran generalmente en los acilgliceroles, ordenados de acuerdo con el aumento de la estabilidad. La inclinación de la lámina con respecto a los grupos finales ocurre durante las transiciones polimórficas 1,13. Las transiciones polimórficas mediadas por fusión y almacenamiento son experimentadas por LBE. Las transiciones de almacenamiento ocurren cuando la forma metaestable se almacena por debajo de su temperatura de fusión, mientras que las transiciones mediadas por fusión ocurren a medida que la temperatura aumenta por encima del punto de fusión de una forma metaestable provocando la fusión y la cristalización sucesiva de la forma más estable.
Además, la separación de fases y el crecimiento de cristales también pueden ocurrir. La separación de fases es impulsada por la cristalización multifásica inicial y el crecimiento de una fase o más. Las interacciones partícula-partícula, incluyendo la sinterización, las interacciones moleculares, las características microestructurales y los componentes extraños, también pueden desencadenar el crecimiento de cristales 1,5.
El monitoreo de las transiciones de estado sólido de las EBL y su impacto en el rendimiento de las formas de dosificación es de gran importancia. Entre otros, la calorimetría diferencial de barrido (DSC) y la difracción de rayos X, específicamente la dispersión simultánea de rayos X pequeños y gran angular (SWAXS), son dos estándares de oro para evaluar el estado sólido lipídico.
DSC se usa comúnmente para medir los cambios de entalpía del material de interés asociado con el flujo de calor en función del tiempo y la temperatura. El método es ampliamente utilizado para la detección del comportamiento térmico de los lípidos, como las posibles vías de fusión y cristalización, la temperatura y la entalpía correspondientes de diferentes formas polimórficas, así como las fracciones menores y principales de las composiciones lipídicas. Estos datos pueden ser utilizados para representar la heterogeneidad, las fases múltiples y el polimorfismo lipídico 5,7,13.
Las técnicas de difracción de rayos X son los métodos más poderosos para la determinación de estructuras en estado sólido. Al poseer una nanoestructura ordenada con laminillas repetidas, la reflexión del haz de rayos X de los cristales lipídicos se puede investigar utilizando la ley de Bragg:
d = λ/2sinθ (Ecuación 1)
donde λ es la longitud de onda de rayos X de 1.542 Å, θ es el ángulo de difracción del haz disperso, y d es el espaciado interplanar de capas repetidas, definida como longitud laminar en lípidos. La región de ángulo pequeño de la radiografía se puede utilizar perfectamente para detectar el patrón de espaciado largo y calcular la longitud de la lámina (d). Cuanto mayor sea la distancia repetida d, menor será el ángulo de dispersión (1-15°, región de ángulo pequeño) ya que d es inversamente proporcional al pecado θ. La disposición subcelular de los lípidos se puede caracterizar como el patrón de espaciado corto en la región gran angular de la difracción de rayos X. Tanto los patrones de espaciado largo como corto de los lípidos (longitud de la lámina y disposición de las subcélulas) se pueden usar para indicar la transformación polimórfica monotrópica. Por ejemplo, la forma α (hexagonal) puede modificarse a β (triclínica) debido a un cambio en el ángulo de inclinación de las cadenas, con alteraciones en la longitud de la lámina (patrón de espaciado largo, en la región de ángulo pequeño, 1-15°) y en el modo de empaquetamiento de sección transversal (patrón de espaciado corto, en la región gran angular, 16-25°) (Figura 2).
La información obtenida de la región SAXS se puede utilizar para investigar el crecimiento del cristal midiendo su espesor (D) a través de la ecuación de Scherrer15:
D = Kλ/FWHMcosθ (Ecuación 2)
Donde, FWHM es el ancho en radianes del máximo de difracción medido a una altura media entre el fondo y el pico, generalmente conocido como ancho completo a medio máximo (FWHM); θ es el ángulo de difracción; λ es la longitud de onda de rayos X (1.542 Å) y K (constante de Scherrer) es un número adimensional que proporciona información sobre la forma del cristal (en caso de ausencia de información detallada de la forma K = 0.9 es una buena aproximación). Tenga en cuenta que la ecuación de Scherrer se puede utilizar para estimar tamaños medios de cristal de hasta aproximadamente 100 nm, ya que el ensanchamiento del pico es inversamente proporcional al tamaño del cristalito. Por lo tanto, su aplicación es útil para determinar el grosor de las nanoplaquetas e, indirectamente, el número de laminillas agregadas. Ejemplos del uso de este enfoque bien conocido para la detección de las propiedades cristalinas de los lípidos en el desarrollo de la formulación farmacéutica y la inestabilidad correspondiente en el rendimiento del producto se pueden encontrar en 5,12,16,17,18.
El monitoreo del estado sólido de los LBE dentro de cada etapa de desarrollo a través de técnicas analíticas bien establecidas proporciona una estrategia efectiva para diseñar procesos de fabricación de alto rendimiento y productos farmacéuticos estables a base de lípidos.
Esta publicación presenta la aplicación crítica de un análisis exhaustivo de estado sólido de las EBL para monitorear los cambios en el estado sólido y su correlación con la alteración en el perfil de liberación del ingrediente farmacéutico activo (API) de la forma farmacéutica de dosificación. Los sistemas multiparticulados basados en cristales API recubiertos de lípidos mediante recubrimiento termofusible y las suspensiones de nanolípidos producidas mediante homogeneización a alta presión se toman como casos de estudio. El enfoque de esta publicación es la aplicación de la difracción de rayos X en polvo y DSC como herramientas analíticas. Los dos primeros ejemplos muestran el efecto de la transformación polimórfica y el crecimiento de cristales, respectivamente, en la alteración en la liberación de API de muestras recubiertas. El último ejemplo revela la correlación entre el estado sólido estable de los lípidos y el rendimiento estable del producto farmacéutico en sistemas multipartículas recubiertos de lípidos y en suspensiones de nanolípidos.

<table><tbody><tr><td>CaCl2&middot; 2H2O</td> Casetes de <td>223506</td><td></td><td>Sigma-Aldrich</td></tr><tr><td>con una bolsa de membrana de celulosa con un corte de 7000 Da, Thermo Scientific Slide-A-Lyzer 7K</td><td>Fisher Scientific Inco, EE. UU.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Software de control del sistema de rayos X Equipo</td><td></td><td></td>doméstico <td>dedicado HECUS</td></tr><tr><td>Unidad de control del sistema de rayos X Equipo</td><td></td><td></td><td></td></tr> <tr><td>doméstico dedicado HECUSCalorímetro diferencial de barrido (DSC) crisoles y tapas de aluminio</td><td>Netzsch, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Calorímetro diferencial de barrido DSC 204 F1 Phoenix (NETZSCH, Alemania).</td><td>Netzsch, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dipalmitoilfosfatidilcolina (DPPC)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>850355P</td><td></td></tr><tr><td>Aparato de paleta de disolución II, Erweka DT 828 LH</td><td>Erweka GmbH, Langen, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dynasan 116</td><td>IOI OLEO</td><td></td><td>Tripalmitin</td></tr><tr><td>Geleol</td><td>Gattefosse</td><td></td><td>Monosterrato de glicerilo&nbsp;</td></tr><tr><td>KCl&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>529552</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0662</td><td></td></tr><tr><td>Kolliphor P 188</td><td>BASF Chem Trade</td><td></td><td>Poloxamer 188&nbsp;</td></tr><tr><td>MgCl2 y punto medio; 6H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M2670</td><td></td></tr><tr><td>Na2HPO4&middot; 2H2O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9763</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9888</td><td></td></tr><tr><td>Netzsch DSC 204F1 Software versión 8.0.1</td><td>Netzsch, Alemania</td><td>6.239.2-64.51.00</td><td></td></tr><tr><td>Origin Pro (OriginLab, Northampton, MA) (software estadístico</td><td>OriginLab, Northampton, MA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Software de análisis proteico</td><td>Netzsch, Alemania</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tween 65</td><td></td><td></td><td>Polisorbato 65</td></tr><tr><td>Witepsol PMF 1683</td><td>IOI OLEO</td><td></td><td>Éster de triglicerol de ácido estearaico/palmítico (parcialmente esterificado)</td></tr><tr><td>Witepsol PMF 282</td><td>IOI OLEO</td><td></td><td>Éster de diglicerol de ácido esteárico&nbsp;</td></tr><tr><td>Sistema HECUS de rayos X compuesto por una cámara de enfoque puntual y dos detectores sensibles colocados linealmente Equipo</td><td></td><td></td> <td>doméstico dedicado HECUS</td></tr></tbody></table>

un paquete de herramientas analíticas establecidas para investigar la alteración en estado sólido de excipientes basados en lípidos

A Package of Established Analytical Tools to Investigate the Solid-State Alteration of Lipid-Based Excipients

Los excipientes a base de lípidos (LBE) son poco tóxicos, biocompatibles y de base natural, y su aplicación apoya la sostenibilidad de la fabricación farmacéutica. Sin embargo, el principal desafío es su estado sólido inestable, que afecta la estabilidad del producto farmacéutico. Las propiedades físicas críticas de los lípidos para su procesamiento, como la temperatura y viscosidad de fusión, la reología, etc., están relacionadas con su estructura molecular y su cristalinidad. Los aditivos, así como el estrés térmico y mecánico involucrado en el proceso de fabricación, afectan el estado sólido de los lípidos y, por lo tanto, el rendimiento de los productos farmacéuticos de los mismos. Por lo tanto, comprender la alteración en el estado sólido es crucial. En este trabajo, la combinación de difracción de rayos X en polvo y calorimetría diferencial de barrido (DSC) se presenta como el estándar de oro para la caracterización del estado sólido de los lípidos. La difracción de rayos X es el método más eficiente para detectar el polimorfismo y el crecimiento de cristales. La disposición polimórfica y la longitud de la lámina se caracterizan en las regiones de ángulo amplio y pequeño de la difracción de rayos X, respectivamente. La región de dispersión de rayos X de ángulo pequeño (SAXS) se puede utilizar aún más para investigar el crecimiento de cristales. Se puede indicar la transición de fase y la separación. DSC se utiliza para examinar el comportamiento térmico de los lípidos, estimar la miscibilidad de aditivos y / o ingredientes farmacéuticos activos (API) en la matriz lipídica y proporcionar diagramas de fase. Se presentan cuatro estudios de caso en los que las EBL se utilizan como material de recubrimiento o como matriz de encapsulación para proporcionar sistemas multipartículas recubiertos de lípidos y nanosuspensiones lipídicas, respectivamente. El estado sólido lipídico y su posible alteración durante el almacenamiento se investigan y se correlacionan con la alteración en la liberación del API. Los métodos microscópicos cualitativos, como la microscopía de luz polarizada y la microscopía electrónica de barrido, son herramientas complementarias para investigar la cristalización a nivel micro. Se deben agregar métodos analíticos adicionales basados en el proceso de fabricación seleccionado. La relación estructura-función-procesabilidad debe entenderse cuidadosamente para diseñar productos farmacéuticos basados en lípidos robustos y estables.

Correlación entre la transición polimórfica de la liberación de lípidos y API en cristales API recubiertos de lípidos: Los cristales API recubiertos con monoestearato de glicerol se miden mediante DSC y rayos X directamente después del recubrimiento y después de 3 meses de almacenamiento en condiciones aceleradas (40 °C, 75% de humedad relativa)7. El monoestearato de glicerilo es un sistema multifásico que contiene 40% -55% monoglicéridos, 30% -45% diglicéridos y 5% -1...

Esta publicación muestra la aplicación de la difracción de rayos X y la calorimetría diferencial de barrido como estándares de oro para investigar el estado sólido de los excipientes a base de lípidos (LBE). Comprender la alteración del estado sólido en las EBL y su efecto sobre el rendimiento de los productos farmacéuticos de las mismas es el factor clave para la fabricación de formas farmacéuticas robustas basadas en lípidos.

Un paquete de herramientas analíticas establecidas para investigar la alteración en estado sólido de excipientes basados en lípidos

Lipid-based excipients (LBEs) are low-toxic, biocompatible, and natural-based, and their application supports the sustainability of pharmaceutical ...

La combinación de calorimetría diferencial de barrido y difracción de rayos X es un estándar de oro para las alteraciones investigadas del estado sólido de productos farmacéuticos basados en lípidos. La metodología combinada es una herramienta sólida para detectar el polimorfismo, el crecimiento cristalino y la transición facial de los lípidos combinados con el cribado, el comportamiento terminal y la visibilidad del fármaco con matriz lipídica. Esta metodología se puede utilizar para comprender la interacción entre el estado sólido de los lípidos y el rendimiento de su producto farmacéutico.Tales productos pueden variar desde formulaciones de nanolípidos hasta tabletas de matriz. El procedimiento será realizado por Gerfried Luschin-Ebengreuth. Gerfried es un científico de nuestro laboratorio.Para comenzar, encienda el suministro de gas nitrógeno y ajuste la presión entre 0,2 y 0,5 bar. Encienda la calorimetría diferencial de barrido o el instrumento DSC y el cambiador automático de muestras. Abra el software y haga clic en el botón sí para activar el modo de espera, y luego haga clic en ver señales.Permita una calibración del dispositivo durante al menos una hora. Purgar el horno con nitrógeno. Haga clic en el icono del nuevo método y vaya a la definición del método.Cuando se abra la ventana de resumen, active la opción de modulación de temperatura. Vaya a la pestaña de encabezado y seleccione el método haciendo clic en la muestra. Vaya a la pestaña programa de temperatura.Seleccione purgar dos MFC y MFC protector a 50 mililitros por minuto. Ajuste el modo de espera a 20 grados centígrados, el ciclo de calentamiento a cinco kelvin por minuto desde 20 grados centígrados hasta por encima de la temperatura de fusión de la retención isotérmica de lípidos a esta temperatura durante cinco minutos. Ciclo de enfriamiento a cero grados centígrados a cinco Kelvin por minuto.Ajuste la temperatura final de restablecimiento de emergencia a una temperatura de 10 grados centígrados por encima de la temperatura más alta del programa y la temperatura de espera final a 20 grados centígrados. Vaya a la pestaña de calibración y seleccione el archivo de temperatura y sensibilidad adecuado. Guarde el método.Pese de tres a cuatro miligramos de cada muestra en crisoles de aluminio y registre el peso exacto cargado en cada crisol. Selle el crisol de aluminio con una tapa perforada. Coloque los crisoles en la bandeja del muestreador automático y active el modo de muestreo automático en el software y el método relacionado con la carga para cada muestra.Complete la posición de la muestra, el nombre de la muestra y el peso de cada muestra, y la posición del crisol de referencia en la ventana de vista de la bandeja de muestras. Inicie la medición. Abra los datos sin procesar utilizando el software para el análisis de datos y plante la temperatura frente al flujo de calor haciendo clic en el botón X tiempo, X temperatura.En la ventana emergente, haga clic en ocultar segmentos isotérmicos. En el lado izquierdo de la pantalla, seleccione solo las curvas que se van a analizar. Comprobar el comportamiento térmico de los lípidos como eventos endotérmicos y exotérmicos de energía absorbida o liberada en forma de calor respectivamente en función de la temperatura.Haga clic en la curva seguida de evaluación y área. Calcular la entalpía de fusión como el área bajo la curva de endotermos. Seleccione los límites de integración moviendo las líneas verticales alrededor de dos o tres grados centígrados antes y después del inicio y el punto final del pico.Seleccione una línea base lineal para la integración de picos. El área entre la curva y la línea de base es proporcional al cambio en la entalpía. Haga clic en aplicar para finalizar el cálculo.Del mismo modo, calcule la entalpía de cristalización como el área bajo la curva de exotermas. Determine el inicio de la temperatura de fusión o el inicio en T haciendo clic en la curva a analizar. Y luego en la evaluación y el inicio.Seleccione los límites de cuantificación moviendo las líneas verticales a la sección más recta de la curva. Esto suele ser alrededor de cinco a 10 grados centígrados antes y después del pico. Luego determine la temperatura de fusión o TM haciendo clic en la curva a analizar.Seguido de la evaluación y el pico, el valor obtenido es el máximo del pico. Utilice un sistema de dispersión de rayos X compuesto por una cámara de enfoque puntual fijada a un generador de rayos X de tubo sellado y equipada con una unidad de control y el software relacionado. Utilice dos detectores sensibles colocados linealmente para cubrir las regiones de dispersión de rayos X de ángulo pequeño y ancho.Encienda el sistema de agua de refrigeración en la unidad de control, la bomba de vacío, las válvulas de gas y el sistema de control de potencia y seguridad. Luego encienda las válvulas de control de voltaje y purga para los detectores a un flujo de gas entre 10 y 20 mililitros por minuto. Encienda el tubo de rayos X y la opción de espera y espere aproximadamente 10 minutos.Apague el modo de espera y encienda el tubo de rayos X a la potencia máxima, que es superior a 50 kilovoltios. Espere al menos 30 minutos. Inicie el software de control y haga clic en restablecer TPF.A continuación, elija Filtro de tungsteno y establezca la posición. Vaya a la posición para fijar la posición del filtro de tungsteno. Llene las muestras en capilares de vidrio especiales con un diámetro externo de aproximadamente dos milímetros evitando cualquier atrapamiento de aire en los capilares.Selle el capilar de vidrio con cera y colóquelo cuidadosamente en el soporte capilar. Encienda el motor para la rotación de la muestra y cierre la válvula de vacío y espere hasta que la presión sea inferior a cinco milibares. En el software, seleccione una resolución de posición de 1024 para ambos detectores y establezca el tiempo de exposición en 1, 200 segundos.Haga clic en las herramientas de toque para configurar los límites de energía, luego haga clic en establecer límites de energía y resoluciones y reiniciar. Establezca los límites de energía en un rango adecuado entre 400 y 900. Abra el obturador de seguridad e inicie la medición.Asegúrese de que la ventana de medición muestre un máximo de 80 recuentos por segundo. Si esto no se da, adapte la posición del filtro. Exporte los datos como archivos P00.Los datos consisten en la intensidad de transmisión y absorción frente al número de canal. Transfiera los datos para su evaluación a un software estadístico y corrija los datos normalizando las intensidades utilizando la masa de dispersión medida con el filtro de tungsteno. Cree una gráfica de intensidad normalizada frente a dos veces el ángulo de difracción.Utilice la función de lector de pantalla para encontrar picos de difracción tanto en dispersión de rayos X de ángulo pequeño o SAXS como en regiones de dispersión de rayos X de amplio rango o WARS. Aplique la ecuación de Brags para calcular los picos de difracción para los cuales se alcanzó la intensidad máxima en interacción o espaciados. Calcule las proporciones de la posición máxima de la región SAXS para averiguar la simetría cristalina de los lípidos y use el pico de difracción principal de la región SAXS para cuantificar el espesor del cristalito.Ajuste el pico en una función gaussiana a través de cuadrados arrendados clásicos y obtenga el ancho completo a la mitad del máximo haciendo clic en picos de análisis y líneas de base, analizador de picos, diálogo abierto. En la ventana emergente, seleccione la opción Ajustar picos Pro. Seleccione una línea base constante con Y igual a cero.Seleccione el pico de difracción principal de la región SAXS. Haga clic en control de ajuste para seleccionar los parámetros de ajuste máximo. Elija la función Gauss Amp.Establezca los parámetros Y cero XC1 y A1 como fijos y ajuste los datos. Obtenga el ancho completo a la mitad del máximo del ajuste. Finalmente, use la ecuación del surero para calcular el espesor cristalino.Las configuraciones de diapasón y silla de una molécula de triacilglicerol, la subcélula, la laminilla y la plaqueta cristalina se muestran aquí. La imagen representativa muestra los patrones de espaciado corto y largo de la forma alfa de las regiones Tripalmitin y WAXS y SAXS. Lo mismo para la forma beta se muestra en esta imagen.El ingrediente farmacéutico activo o cristales API codificados con monoestearato de glicerol se miden a través de DSC y rayos X directamente después del recubrimiento y después de tres meses de almacenamiento en condiciones aceleradas. Los datos de DSC de muestras después de tres meses de almacenamiento bajo aceleración muestran que un endotermo en el inicio T es igual a 55.7 grados Celsius con dos eventos superpuestos a 60.2 grados Celsius para la fusión de la forma alfa restante y en TM es igual a 63.8 grados Celsius como el evento principal para la fusión de la forma beta. La transición polimórfica se confirma con los datos de rayos X mediante la detección de los espaciados D cortos típicos de la forma beta combinados con la reducción del grosor de la lámina debido a la inclinación molecular.También se observó una alteración significativa en los perfiles de liberación, lo que puede explicarse por la evidente transformación polimórfica de la forma alfa a la forma beta con una disposición de subcélulas más densa que resulta en una superficie repelente al agua. Aquí se muestran datos DSC, datos de rayos X y un perfil de lanzamiento API de cristales API codificados con PG13C16C18 parcial directamente después de la codificación y después de tres meses de almacenamiento en condiciones aceleradas. El análisis DSC de las muestras almacenadas reveló termogramas sin cambios, que no muestran polimorfismo ni separación de fases.El estado sólido estable de PG3C16C18 parcial fue confirmado por los patrones de rayos X. La región WAXS muestra un pico correspondiente a un espaciado corto de D igual a 4.15 angstrom y T0 en muestras almacenadas asociadas con la forma alfa. La región SAXS reveló un pico principal inalterado en un largo espaciado D de D igual a 63.7 angstrom correspondiente a una estructura laminar con configuración de dos L.El estado sólido estable de la matriz lipídica da como resultado el perfil de liberación estable de API a partir de la codificación. Para proporcionar datos de rayos X de alta calidad, es importante evitar el atrapamiento entre partículas al llenar los capilares. También para seleccionar un tiempo de exposición que se basa en el tipo de muestra y el equipo disponible.Durante el desarrollo de nuevos productos farmacéuticos, el cribado del estado sólido de los lípidos y su interacción con el API se utiliza para seleccionar el proceso de fabricación adecuado y predecir la estabilidad del producto.

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Investigación

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Chemistry

Química

Se introduce una rápida basada en fluorescencia ensayo que controla la tasa de extinción de fluorescencia como una medida de la actividad del canal gramicidina. Los canales de gramicidina se utilizan como sensores de fuerza molecular para monitorear los cambios en las propiedades de bicapa lipídica detectada por las proteínas de dos capas de expansión.

Gramicidina basado en ensayo de fluorescencia, para la determinación de moléculas pequeñas posibles para modificar las propiedades bicapa lipídica

Este video muestra una técnica de microgravimetría disipativa para investigar la unión de proteínas a bicapas lipídicas. Se añaden pequeñas vesículas unilaminares para recubrir la superficie del sensor de cuarzo de una microbalanza. Utilizando la unión dependiente de iones de calcio de la proteína de unión a fosfolípidos objetivo a la bicapa, se monitorean los cambios en la frecuencia de oscilación del sensor y la disipación de la oscilación para determinar la naturaleza de la unión de la...

Técnica de microgravimetría disipativa para estudiar la interacción proteína-bicapa lipídica

El uso de fluoróforos para la obtención de imágenes in vivo puede verse muy limitado por la opsonización, el aclaramiento rápido, la baja sensibilidad de detección y los efectos citotóxicos en el huésped. La encapsulación de fluoróforos en liposomas mediante hidratación y extrusión de película conduce a la extinción y protección de la fluorescencia, lo que permite obtener imágenes in vivo con una alta sensibilidad de detección.

Fluorescencia de extinción de un fluoróforo encapsulada en liposomas en infrarrojo cercano como herramienta para En Vivo Imagen Óptico

Describimos un protocolo para la preparación de bicapas lipídicas soportadas y su caracterización utilizando microscopía de fuerza atómica y espectroscopía de fuerza.

Fuerza Atómica Microscopía Imaging y Fuerza Espectroscopia de admitidos Bilayers lípidos

Muchas de las (fosfo)lipasas predichas están mal caracterizadas con respecto a sus especificidades de sustrato y funciones fisiológicas. Aquí proporcionamos un protocolo para optimizar las actividades enzimáticas, buscar sustratos naturales y proponer funciones fisiológicas para estas enzimas.

La definición de Sustrato especificidades para la lipasa y la fosfolipasa candidatos

Este estudio describe la hidratación clásica utilizando el método de película lipídica delgada para la preparación de nanoliposomas seguido de caracterización de nanopartículas. Una proteína hidrofílica y globular de 47 kDa, la alcina, se encapsula con éxito como una estrategia para mejorar la estabilidad, evitar el aclaramiento rápido y promover la liberación controlada. El método se puede adaptar a la encapsulación de moléculas hidrofóbicas.

Preparación y caracterización de nanoliposomas para el atrapamiento de proteínas globulares hidrofílicas bioactivas

Este protocolo describe la fabricación de liposomas y cómo estos pueden ser inmovilizados en una superficie e imágenes individualmente de una manera paralela masiva utilizando microscopía de fluorescencia. Esto permite la cuantificación del tamaño y la inhomogeneidad compositiva entre los liposomas individuales de la población.

Un ensayo de liposomio único basado en microscopía de fluorescencia cuantitativa para detectar la inhomogeneidad compositiva entre liposomas individuales

El objetivo de este protocolo es sintetizar liposomas marcados con fluorescencia y utilizar la citometría de flujo para identificar la localización in vivo de liposomas a nivel celular.

Preparación, administración y evaluación de la captación celular in vivo específica del tejido de liposomas marcados con colorante fluorescente

Este artículo describe los protocolos para la preparación de muestras, la reducción de datos y el análisis de datos en estudios de eco de espín de neutrones (NSE) de membranas lipídicas. El etiquetado juicioso de los lípidos con deuterio permite el acceso a diferentes dinámicas de membrana en escalas de longitud y tiempo mesoscópicas, sobre las cuales ocurren procesos biológicos vitales.

Espectroscopía de eco de espín de neutrones como una sonda única para la dinámica de la membrana lipídica y las interacciones membrana-proteína

Este protocolo describe la formación de vesículas unilipídicas y multilipídicas que imitan a las células, bicapas lipídicas soportadas y bicapas lipídicas suspendidas. Estos modelos in vitro se pueden adaptar para incorporar una variedad de tipos de lípidos y se pueden utilizar para investigar diversas interacciones de moléculas y macromoléculas.

Ensamblaje de modelos de bicapa lipídica soportada y suspendida de imitación celular para el estudio de interacciones moleculares

Los aceites utilizados para aplicaciones de administración de fármacos pueden alterar el perfil lipídico de los pacientes, lo que no es deseable en las enfermedades cardiovasculares. Los aceites ricos en ácidos grasos omega-3 son una alternativa saludable a los aceites convencionales y tienen un enorme potencial para los sistemas de administración de fármacos autoemulsionados.

Autonanoemulsificación de aceites saludables para mejorar la solubilidad de fármacos lipofílicos

Aprende a investigar alteraciones en estado sólido de excipientes lipídicos usando calorimetría diferencial de barrido y difracción de rayos X. Esta metodología permite evaluar polimorfismo y crecimiento cristalino en formulaciones farmacéuticas.

Un paquete de herramientas analíticas establecidas para investigar la alteración en estado sólido de excipientes basados en lípidos (Video) | JoVE Journal

Un paquete de herramientas analíticas establecidas para investigar la alteración en estado sólido de excipientes basados en lípidos

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