Name: Optimización de la estimulación auricular transesofágica para evaluar la susceptibilidad a la fibrilación auricular en ratones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-29T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 5 s
Description: Aprende a optimizar la estimulación auricular transesofágica para evaluar la susceptibilidad a la fibrilación auricular en ratones. Este protocolo permite pruebas seriadas en el mismo animal, mejorando la reproducibilidad de los resultados.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

La figura 2 se creó con BioRender.com. Este trabajo fue apoyado por subvenciones del Instituto Nacional del Corazón, los Pulmones y la Sangre de los Institutos Nacionales de Salud (HL096844 y HL133127); la American Heart Association (2160035, 18SFRN34230125 y 903918 [MBM]); y el Centro Nacional para el Avance de las Ciencias Traslacionales del Instituto Nacional de Salud (UL1 TR000445).

Este procedimiento fue aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales de Vanderbilt y es consistente con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio. El protocolo se desarrolló utilizando modelos genéticos9 yadquiridos de 10 (por ejemplo, hipertensión) de susceptibilidad a la FA. El operador estaba cegado al fenotipo del ratón en estudio.
1. Selección de animales
<ol><li>Para los modelos genéticos, someter a los ratones a una estimulación auricular quincenal (es decir, cada dos semanas) como se describe a continuación (ver paso 6.) para determinar el período óptimo de susceptibilidad a la FA.<ol><li>Comience el ritmo quincenal a las 8 semanas de edad. Use compañeros de camada de tipo salvaje como controles para reducir la variabilidad. Estudiar ambos sexos, ya que uno puede no desarrollar un fenotipo FA9.</li>
	</ol></li>
	<li>Para los modelos adquiridos, realice el ritmo después de que los ratones alcancen la madurez física (~ 12 semanas de edad)10. Como se mencionó anteriormente, estudie ambos sexos.</li>
	<li>Durante estos estudios preliminares, realice tanto la estimulación en ráfaga8 (utilizando una duración de ciclo de estimulación fija [CL]) como la estimulación decremental7 (con una estimulación CL progresivamente más corta) para determinar el modo de estimulación óptimo. Separe cada procedimiento por un mínimo de 24 h. NOTA: A medida que se estudia un número creciente de ratones, revise los datos acumulados para determinar la edad, el sexo y el modo de estimulación óptimos que promueven la FA en ratones susceptibles a la FA pero no en los controles.<ol><li>Analizar los datos utilizando múltiples definiciones de susceptibilidad a la FA (por ejemplo, número de episodios de FA8, duración total de la FA 9, incidencia de FA4 e incidencia sostenida de FA, comúnmente definida como 10 s 11 o 15 s 12, e incluso hasta 5 min13,14) ya que algunos modelos pueden mostrar un fenotipo de FA para una pero no todas las definiciones 9. NOTA: La definición de episodio de FA y susceptibilidad a la FA difieren entre los estudios publicados 4,7. Los episodios de FA8 se definen comúnmente como actividad auricular rápida con una respuesta ventricular irregularmente irregular que ocurre durante al menos 1s (Figura 1). Además de la FA, la estimulación auricular también puede inducir aleteo auricular con una respuesta ventricular regular o irregular.</li>
	</ol></li>
	<li>Utilice los parámetros optimizados específicos del modelo y la definición de susceptibilidad a la FA para estudios posteriores en ratones adicionales.</li>
</ol>2. Preparación animal
<ol><li>Anestesiar al ratón en una cámara de inducción utilizando isoflurano al 3% (ver Tabla de Materiales) en 1 L/min de oxígeno al 100%. NOTA: El isoflurano es dañino. Puede irritar la piel o los ojos y puede causar mareos, fatiga y dolor de cabeza, entre otras toxicidades del sistema nervioso central. Úselo en un área bien ventilada con un método de eliminación apropiado (por ejemplo, bote de carbón activado).</li>
	<li>Después de la pérdida del reflejo del pedal, coloque el ratón en posición supina sobre una almohadilla térmica diseñada para mantener la temperatura corporal a aproximadamente 37 °C con las extremidades posteriores pegadas a la superficie de la almohadilla.</li>
	<li>Aplique ungüento lubricante para los ojos en los ojos para evitar que se sequen.</li>
	<li>Coloque una máscara anestésica firmemente sobre la nariz del ratón. Iniciar el mantenimiento de la anestesia utilizando isoflurano al 1% en 1 L/min de oxígeno al 100%. Asegúrese de que las fosas nasales estén libres de obstrucciones, ya que los ratones son respiradores nasales obligados.</li>
	<li>Obtenga un electrocardiograma de superficie (ECG, derivación I) mediante la colocación subcutánea de electrodos de aguja de ECG de 27 G (consulte la Tabla de materiales) conectados a un amplificador biológico y hardware de adquisición de datos en las extremidades anteriores. Conecte a tierra la señal colocando un electrodo de aguja en la extremidad posterior izquierda.</li>
</ol>3. Colocación del catéter
<ol><li>Retire brevemente la máscara de isoflurano del ratón.</li>
	<li>Inserte un catéter de electrodo octapolar 2-F (ancho y espaciado del electrodo = 0,5 mm) conectado a un estimulador y aislador de estímulo (consulte la Tabla de materiales) en el esófago (Figura 2).<ol><li>Inserte a una profundidad que se aproxime a la distancia desde la boca (con el cuello extendido) hasta justo por encima del cartílago xifoides.</li>
	</ol></li>
	<li>Vuelva a colocar la máscara de isoflurano sobre las fosas nasales del ratón.</li>
	<li>Comience la adquisición de datos con el registro continuo de la derivación I del ECG utilizando software de análisis (consulte la Tabla de materiales).</li>
	<li>Ajuste el modo aislador de estímulo a bipolar. Use el par de electrodos más distal durante la estimulación.</li>
	<li>Coloque correctamente el catéter dentro del esófago para permitir la captura. Para ello, aplique un estímulo de 1,5 mA con un ancho de pulso de 2 ms a un CL ligeramente más corto que el CL sinusal (p. ej., use un CL de 100 ms si el CL sinusal es de 120 ms). Coloque cuidadosamente el catéter hasta que se obtenga una captura auricular consistente.</li>
</ol>4. Determinación del umbral
<ol><li>Para determinar el umbral de captura diastólica auricular (TH), inicie la estimulación a 1,5 mA con un ancho de pulso de 2 ms en el CL utilizado para la captura auricular. Disminuir la amplitud del estímulo en incrementos de 0,05 mA hasta la pérdida de captura auricular, con aumento posterior hasta la captura. NOTA: La amplitud más baja a la que se obtiene la captura auricular consistente es la TH auricular. Debido a la preocupación por la estimulación parasimpática a altas amplitudes de estímulo, que se refleja por el bloqueo AV excesivo durante la estimulación con inducción de FA artifical9, la TH máxima aceptable es de 0,75 mA. Si es necesario, reposicione el catéter para lograr un TH ≤0.75 mA.</li>
	<li>Ajuste la amplitud del estímulo al doble de TH.</li>
</ol>5. Determinación de las propiedades electrofisiológicas
<ol><li>Medir los parámetros electrofisiológicos, incluyendo el tiempo de recuperación del nódulo sinusal (SNRT), la duración del ciclo de Wenckebach (WCL) y el período refractario efectivo auriculoventricular (AVERP) antes de la estimulación auricular rápida para la inducción de FA15.</li>
</ol>6. Susceptibilidad a la arritmia auricular
<ol><li>Realizar la estimulación a dos veces TH con un ancho de pulso de 2 ms utilizando la estimulación de ráfaga a diferentes CL o la estimulación decremental según lo determinado a partir de los estudios iniciales (pasos 1.1.-1.4.).</li>
	<li>Para la velocidad de ráfaga, ritmo a un CL inicial de 50 ms durante 15 s con trenes posteriores que ocurren a CL de 40 ms, 30 ms, 25 ms, 20 ms y 15 ms 8,10. Pause el ritmo durante 30 s después de cada tren de ritmo para permitir la recuperación antes de continuar. Si la FA se produce después de un tren de paseo, espere 30 s después de la terminación antes de continuar con la estimulación posterior.</li>
	<li>Para la estimulación decremental, acelerar a un CL de 40 ms y disminuir el CL en 2 ms cada 2 s hasta la terminación a 20 ms7. Realice trenes de ritmo por triplicado16 o quintuplicado17, con una pausa de 30 s para la recuperación después de cada tren. Como se mencionó anteriormente, si se desarrolla AF, espere 30 s después de la terminación antes de continuar. NOTA: Al optimizar los parámetros del protocolo durante los experimentos preliminares (es decir, los pasos 1.1.-1.5.), realice una estimulación decremental con cinco trenes. Realice un análisis post hoc para determinar si tres o cinco trenes proporcionan la mayor sensibilidad.</li>
	<li>Termine el procedimiento a 30 s de ritmo sinusal después del último tren de estimulación o después de un episodio de 10 minutos de FA, lo que ocurra primero.</li>
</ol>7. Post-procedimiento
<ol><li>Detenga la adquisición de datos.</li>
	<li>Retire suavemente el catéter y los electrodos de ECG.</li>
	<li>Detener la anestesia.</li>
	<li>Coloque el ratón anestesiado en una jaula y observe durante 10 minutos para asegurar la recuperación.</li>
	<li>Guarde el archivo de datos. En el caso de las pruebas en serie, espere un mínimo de 24 horas antes de repetir el procedimiento de estimulación.</li>
</ol>

<ol><li>Sumitomo, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Association+of+atrial+arrhythmia+and+sinus+node+dysfunction+in+patients+with+catecholaminergic+polymorphic+ventricular+tachycardia%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Journal%22%5BJournal%5D)">Association of atrial arrhythmia and sinus node dysfunction in patients with catecholaminergic polymorphic ventricular tachycardia.</a> Circulation Journal. 71 (10), 1606-1609 (2007).</li>
<li>Fukui, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+leptin+signaling+in+the+pathogenesis+of+angiotensin+II-mediated+atrial+fibrosis+and+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%3A+Arrhythmia+and+Electrophysiology%22%5BJournal%5D)">Role of leptin signaling in the pathogenesis of angiotensin II-mediated atrial fibrosis and fibrillation.</a> Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 6 (2), 402-409 (2013).</li>
<li>Schutter, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Animal models of atrial fibrillation.</a> Circulation Research. 127 (1), 91-110 (2020).</li>
<li>Li, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ryanodine+receptor-mediated+calcium+leak+drives+progressive+development+of+an+atrial+fibrillation+substrate+in+a+transgenic+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Ryanodine receptor-mediated calcium leak drives progressive development of an atrial fibrillation substrate in a transgenic mouse model.</a> Circulation. 129 (12), 1276-1285 (2014).</li>
<li>Wakimoto, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+atrial+tachycardia+and+fibrillation+in+the+mouse+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Induction of atrial tachycardia and fibrillation in the mouse heart.</a> Cardiovascular Research. 50 (3), 463-473 (2001).</li>
<li>Schrickel, J. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+atrial+fibrillation+in+mice+by+rapid+transesophageal+atrial+pacing%5BTitle%5D)+AND+%22Basic+Research+in+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Induction of atrial fibrillation in mice by rapid transesophageal atrial pacing.</a> Basic Research in Cardiology. 97 (6), 452-460 (2002).</li>
<li>Verheule, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+vulnerability+to+atrial+fibrillation+in+transgenic+mice+with+selective+atrial+fibrosis+caused+by+overexpression+of+TGF-beta1%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Increased vulnerability to atrial fibrillation in transgenic mice with selective atrial fibrosis caused by overexpression of TGF-beta1.</a> Circulation Research. 94 (11), 1458-1465 (2004).</li>
<li>Faggioni, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+spontaneous+ca+elevations+prevents+atrial+fibrillation+in+calsequestrin+2-null+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%3A+Arrhythmia+and+Electrophysiology%22%5BJournal%5D)">Suppression of spontaneous ca elevations prevents atrial fibrillation in calsequestrin 2-null hearts.</a> Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 7 (2), 313-320 (2014).</li>
<li>Murphy, M. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+transesophageal+atrial+pacing+in+mice+to+detect+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Optimizing transesophageal atrial pacing in mice to detect atrial fibrillation.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 332 (1), 36-43 (2022).</li>
<li>Prinsen, J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+reactive+isolevuglandins+promote+atrial+fibrillation+caused+by+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22JACC%3A+Basic+to+Translational+Science%22%5BJournal%5D)">Highly reactive isolevuglandins promote atrial fibrillation caused by hypertension.</a> JACC: Basic to Translational Science. 5 (6), 602-615 (2020).</li>
<li>Aschar-Sobbi, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+atrial+arrhythmia+susceptibility+induced+by+intense+endurance+exercise+in+mice+requires+TNF%CE%B1%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Increased atrial arrhythmia susceptibility induced by intense endurance exercise in mice requires TNFα.</a> Nature Communications. 6, 6018(2015).</li>
<li>Bruegmann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optogenetic+termination+of+atrial+fibrillation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Optogenetic termination of atrial fibrillation in mice.</a> Cardiovascular Research. 114 (5), 713-723 (2017).</li>
<li>Matsushita, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IL-1%CE%B2+plays+an+important+role+in+pressure+overload-induced+atrial+fibrillation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+and+Pharmaceutical+Bulletin%22%5BJournal%5D)">IL-1β plays an important role in pressure overload-induced atrial fibrillation in mice.</a> Biological and Pharmaceutical Bulletin. 42 (4), 543-546 (2019).</li>
<li>Sato, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+overexpression+of+perilipin+2+induces+atrial+steatosis%2C+connexin+43+remodeling%2C+and+atrial+fibrillation+in+aged+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Endocrinology+and+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Cardiac overexpression of perilipin 2 induces atrial steatosis, connexin 43 remodeling, and atrial fibrillation in aged mice.</a> American Journal of Physiology - Endocrinology and Metabolism. 317 (6), 1193-1204 (2019).</li>
<li>Li, N., Wehrens, X. H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Programmed+electrical+stimulation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Programmed electrical stimulation in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (39), e1730(2010).</li>
<li>Yao, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhanced+cardiomyocyte+NLRP3+inflammasome+signaling+promotes+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Enhanced cardiomyocyte NLRP3 inflammasome signaling promotes atrial fibrillation.</a> Circulation. 138 (20), 2227-2242 (2018).</li>
<li>Purohit, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Oxidized+Ca2%2B%2Fcalmodulin-dependent+protein+kinase+II+triggers+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Oxidized Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase II triggers atrial fibrillation.</a> Circulation. 128 (16), 1748-1757 (2013).</li>
<li>Jansen, H. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atrial+fibrillation+in+aging+and+frail+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%3A+Arrhythmia+and+Electrophysiology%22%5BJournal%5D)">Atrial fibrillation in aging and frail mice.</a> Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 14 (9), 01077(2021).</li>
<li>Luo, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+atrial+histopathological+and+electrophysiological+changes+in+a+mouse+model+of+aging%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Characterization of atrial histopathological and electrophysiological changes in a mouse model of aging.</a> International Journal of Molecular Medicine. 31 (1), 138-146 (2013).</li>
<li>McCauley, M. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ion+channel+and+structural+remodeling+in+obesity-mediated+atrial+fibrillation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%3A+Arrhythmia+and+Electrophysiology%22%5BJournal%5D)">Ion channel and structural remodeling in obesity-mediated atrial fibrillation.</a> Circulation: Arrhythmia and Electrophysiology. 13 (8), 00896(2020).</li>
<li>Kato, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+analysis+of+heart+rate+variability+during+isoflurane+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Spectral analysis of heart rate variability during isoflurane anesthesia.</a> Anesthesiology. 77 (4), 669-674 (1992).</li>
<li>Schmeckpeper, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abstract+11402%3A+Targeting+RyR2+to+suppress+ventricular+arrhythmias+and+improve+left+ventricular+function+in+chronic+ischemic+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Abstract 11402: Targeting RyR2 to suppress ventricular arrhythmias and improve left ventricular function in chronic ischemic heart disease.</a> Circulation. 144, Suppl_1 11402(2021).</li>
<li>Kim, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abstract+B-PO01-017%3A+RyR2+hyperactivity+promotes+susceptibility+to+ventricular+tachycardia+in+structural+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Rhythm%22%5BJournal%5D)">Abstract B-PO01-017: RyR2 hyperactivity promotes susceptibility to ventricular tachycardia in structural heart disease.</a> Heart Rhythm. 18, Suppl_8 57(2021).</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

La estimulación auricular transesofágica no solo permite estudios seriados en el mismo animal, sino que su duración suele ser más corta que los estudios intracardíacos (~20 min), minimizando así el uso de anestésicos y sus efectos sobre los parámetros electrofisiológicos. 
Es fundamental optimizar los métodos inicialmente para cada modelo de ratón individual. El envejecimiento aumenta la inducibilidad de FA en ratones normales18,19, y ...

La fibrilación auricular (FA) representa una vía común final para múltiples factores de riesgo adquiridos y genéticos. Para los estudios que investigan los mecanismos fisiopatológicos del sustrato de FA, los modelos de ratón son ventajosos dada la facilidad de manipulación genética y el hecho de que, en general, reproducen la susceptibilidad a la FA observada en humanos para diferentes fenotipos clínicos 1,2,3. Sin embargo, los ratones rara vez desarrollan AF4 espontánea, lo que requiere el uso de estudios provocativos de estimulación auricular.
La estimulación eléctrica programada (PES) se puede realizar para evaluar la electrofisiología auricular murina y la susceptibilidad a la FA utilizando estimulación intracardíaca5 o transesofágica6. Si bien el abordaje transesofágico es particularmente ventajoso como procedimiento de supervivencia, su uso se complica por los numerosos protocolos experimentales publicados 7,8 y las fuentes de variabilidad que pueden dificultar la reproducibilidad9. Además, las comparaciones limitadas de protocolos informados dificultan la selección de un protocolo de estimulación apropiado.
El protocolo actual tiene como objetivo utilizar una estrategia sistemática para desarrollar métodos de PES transesofágicos específicos del modelo para evaluar la susceptibilidad murina a la FA con el fin de aumentar la reproducibilidad. Es importante destacar que los estudios piloto iniciales se realizan para optimizar el protocolo de estimulación teniendo en cuenta la edad, el sexo y la variabilidad del modo de estimulación, con una estimulación diseñada para minimizar la estimulación parasimpática inadvertida que puede confundir los resultados9.

<table><tbody><tr><td>Electrodos de ECG de 27 G</td><td>Instrumentos MLA1204</td><td></td><td></td></tr><tr><td>catéter de electrodos octapolares 2-F</td><td>NuMED</td><td>CIBercath</td><td></td></tr><tr><td>Bote de carbón activado</td><td>VetEquip</td><td></td> 931401 <td></td></tr><tr><td>software de análisis</td><td>ADInstruments</td><td>LabChart v8.1.13</td><td></td></tr><tr><td>Amplificador biológico</td><td>ADInstruments</td><td>FE231</td><td></td></tr><tr><td>Datos hardware de adquisición</td><td>ADInstruments</td><td>PowerLab 26T</td><td></td></tr><tr><td>Pomada para los ojos</td><td>MWI Veterinaria</td><td>NC1886507</td><td></td></tr><tr><td>Almohadilla térmica</td><td>Braintree Scientific</td><td>DPIP</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurano</td><td>Piramal</td><td>66794-017-25</td><td></td></tr><tr><td>Estimulador</td><td>Bloom Associates</td><td>DTU-210</td><td></td></tr><tr><td>Aislador de estímulos</td><td>World Precision Instruments</td><td>Modelo A365</td><td></td></tr></tbody></table>

optimización de la estimulación auricular transesofágica para evaluar la susceptibilidad a la fibrilación auricular en ratones

Optimization of Transesophageal Atrial Pacing to Assess Atrial Fibrillation Susceptibility in Mice

Los modelos de ratón de factores de riesgo genéticos y adquiridos para la fibrilación auricular (FA) han demostrado ser valiosos en la investigación de los determinantes moleculares de la FA. La estimulación eléctrica programada se puede realizar utilizando la estimulación auricular transesofágica como procedimiento de supervivencia, lo que permite realizar pruebas seriadas en el mismo animal. Sin embargo, existen numerosos protocolos de marcapasos, lo que complica la reproducibilidad. El presente protocolo tiene como objetivo proporcionar una estrategia estandarizada para desarrollar parámetros experimentales específicos del modelo para mejorar la reproducibilidad entre estudios. Se realizan estudios preliminares para optimizar los métodos experimentales para el modelo específico bajo investigación, incluida la edad en el momento del estudio, el sexo y los parámetros del protocolo de estimulación (por ejemplo, modo de estimulación y definición de susceptibilidad a la FA). Es importante destacar que se tiene cuidado para evitar altas energías de estímulo, ya que esto puede causar la estimulación de los plexos ganglionares con activación parasimpática inadvertida, manifestada por un bloqueo auriculoventricular (AV) exagerado durante la estimulación y, a menudo, asociado con la inducción de FA artificial. Los animales que demuestren esta complicación deberán excluirse del análisis.

Los estudios de estimulación auricular transesofágica evalúan las propiedades electrofisiológicas de los nódulos SA y AV mediante la determinación de la SNRT y AVERP, así como la susceptibilidad a la FA6 (Figura 1). El registro de ECG permite medir la duración de la onda P, el intervalo PR, la duración del QRS y los intervalos QT/QTc. El registro continuo del ECG durante la estimulación auricular rápida puede proporcionar las siguientes medidas de la vulnerabilidad de...

El presente protocolo describe la optimización de los parámetros experimentales cuando se utiliza la estimulación auricular transesofágica para evaluar la susceptibilidad a la fibrilación auricular en ratones.

Optimización de la estimulación auricular transesofágica para evaluar la susceptibilidad a la fibrilación auricular en ratones

Mouse models of genetic and acquired risk factors for atrial fibrillation (AF) have proven valuable in investigating the molecular determinants of AF. ...

La estimulación eléctrica programada mediante estimulación auricular transesofágica puede determinar las propiedades electrofisiológicas y la susceptibilidad a la fibrilación auricular en ratones. Aquí describimos un procedimiento estandarizado para el desarrollo de protocolos que puede optimizar la reproducibilidad. El enfoque transesofágico para la estimulación auricular es típicamente un procedimiento de supervivencia, lo que permite realizar pruebas seriadas en el mismo animal.Los componentes importantes para el desarrollo del protocolo incluyen estudios iniciales de palets para optimizar los parámetros experimentales para el modelo en estudio y la identificación de arritmias causadas por la estimulación parasimpática inducida por la estimulación. Para los modelos genéticos, someten a ratones a estimulación auricular quincenal, comenzando a las ocho semanas de edad para determinar el período óptimo de susceptibilidad a la FA, estudian ambos sexos, ya que uno puede no desarrollar un fenotipo de FA. Para los modelos adquiridos, realice el ritmo después de que los ratones alcanzaron la madurez física.Si bien la madurez generalmente se logra a las 12 semanas, ajuste la edad según sea necesario para los modelos experimentales. Realice tanto el ritmo de ráfaga como el decremental para determinar el modo de ritmo óptimo. Separe cada procedimiento por un mínimo de 24 horas.Analice los datos utilizando múltiples definiciones de susceptibilidad a la FA. Utilice los parámetros específicos del modelo optimizado y la definición de susceptibilidad a la FA para estudios posteriores en ratones adicionales. Después de la pérdida del reflejo del pedal, coloque el ratón anestesiado en posición supina sobre una almohadilla térmica diseñada para mantener la temperatura corporal a aproximadamente 37 grados centígrados con las extremidades posteriores pegadas a la superficie de la almohadilla.Obtenga una derivación de ECG de superficie mediante la colocación subcutánea de electrodos de aguja de ECG de calibre 27 conectados a un amplificador biológico y hardware de adquisición de datos en las extremidades anteriores con un electrodo de tierra en la extremidad posterior. Inserte un catéter de dos electrodos octapolares franceses conectado a un estimulador y aislador de estímulo en el esófago. Inserte a una profundidad que se aproxime a la distancia desde la boca hasta justo por encima del cartílago xifoide con el cuello extendido.Comience la adquisición de datos con el registro continuo de la derivación del ECG utilizando el software de análisis. Coloque correctamente el catéter dentro del esófago para permitir la captura. Para hacerlo, aplique un estímulo de 1,5 miliamperios con un ancho de pulso de dos milisegundos a una longitud de ciclo ligeramente más corta que la duración del ciclo sinusal.Coloque cuidadosamente el catéter hasta que se obtenga una captura auricular consistente. Para determinar el umbral de captura diastólica auricular, inicie la estimulación a 1,5 miliamperios con un ancho de pulso de dos milisegundos en la duración del ciclo utilizado para la captura auricular. Disminuir la amplitud del estímulo en incrementos de 0,05 miliamperios hasta la pérdida de captura auricular con aumento posterior hasta la captura.Obtenga el umbral de estimulación más bajo posible para minimizar la estimulación parasimpática inducida por la estimulación inadvertida. Ajuste la amplitud del estímulo al doble del umbral. Medir los parámetros electrofisiológicos, incluido el tiempo de recuperación del nódulo sinusal, la duración del ciclo de Wenckebach y el período refractario efectivo auriculoventricular antes de la estimulación auricular rápida para la inducción de FA.Realice la estimulación al doble del umbral con un ancho de pulso de dos milisegundos utilizando la estimulación de ráfaga a diferentes longitudes de ciclo o la estimulación decremental según lo determinado a partir de los estudios iniciales. Para el ritmo de ráfaga, el ritmo a una duración de ciclo inicial de 50 milisegundos durante 15 segundos, seguido de trenes a longitudes de ciclo de 40, 30, 25, 20 y 15 milisegundos. Para un ritmo decremental, realice de tres a cinco trenes y camine a una duración de ciclo de 40 milisegundos que se reduce en dos milisegundos cada dos segundos hasta la terminación a 20 milisegundos.Termine el procedimiento después de 30 segundos de ritmo sinusal después del último tren de estimulación o después de un episodio de 10 minutos de FA, lo que ocurra primero. Retire suavemente el catéter y los electrodos de ECG. En el caso de las pruebas en serie, espere un mínimo de 24 horas antes de repetir el procedimiento de estimulación.El registro de ECG permitió mediciones de la duración de la onda P, el intervalo PR, la duración del QRS y los intervalos QT y QTC. El registro continuo del ECG durante la estimulación auricular rápida proporcionó un registro de cada episodio de FA inducido durante el estudio. A partir de estos datos, se registró la duración acumulada y media de los episodios y el número de episodios de FA sostenida.Los episodios de bloqueo auriculoventricular excesivo durante la estimulación indican períodos de estimulación parasimpática inducida por la estimulación, lo que significa que cualquier FA asociada era un artefacto de este fenómeno en lugar de la fisiopatología del modelo en sí. Esto fue causado por la estimulación inadvertida de los plexos ganglionares ubicados en la aurícula izquierda posterior, lo que resultó en la activación parasimpática. Este tipo de inducción de arritmias aumenta la incidencia de FA en ratones control y provoca una mayor variabilidad de arritmias dentro de un grupo experimental.Dadas estas características contaminantes, los animales que experimentan FA en estas condiciones deben excluirse del análisis. Cuando se utiliza esta estrategia experimental, los estudios piloto iniciales y el reconocimiento de la estimulación parasimpática que causa la inducción inadvertida de FA son particularmente importantes para la optimización del protocolo y la reproducibilidad del estudio.

optimization-transesophageal-atrial-pacing-to-assess-atrial

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Estimulación eléctrica programada ofrece la posibilidad de determinar las propiedades de conducción del corazón, y la posibilidad de inducir arritmias cardíacas y terminar utilizando varios protocolos de estimulación. El uso de un catéter intravenoso, grabaciones electrograma intracardíaco se puede obtener en ratones después de programar protocolos de estimulación eléctrica para identificar los sustratos arritmogénicos.

La estimulación eléctrica programada en ratones

A continuación, se presenta un protocolo para el mapeo óptico de la actividad eléctrica de la aurícula derecha del ratón y, especialmente, el nodo sinoauricular, con una resolución espacial y temporal alta.

-Alta resolución de mapeo óptico del nodo sinoauricular Ratón

Este protocolo describe la evaluación electrofisiológica de atria murino utilizando un sistema de mapeo óptico con una alta resolución espacial y temporal, incluyendo grabaciones duales de la tensión de la membrana y Ca2 + transitoria bajo programado estimulación a través de un catéter electrodo especializados.

Evaluación electrofisiológica de Atria murino con mapeo óptico alta resolución

Aquí presentamos un protocolo paso a paso para un enfoque semiautomatizado para analizar datos murinos de electrocardiografía a largo plazo (ECG) para parámetros básicos de ECG y arritmias comunes. Los datos se obtienen mediante transmisores de telemetría implantables en ratones vivos y despiertos y se analizan utilizando Ponemah y sus módulos de análisis.

Análisis de registros de electrocardiografía a largo plazo para detectar arritmias en ratones

Este protocolo tiene como objetivo describir una nueva metodología para medir la velocidad de disparo cardíaco intrínseca utilizando el registro de la matriz de microelectrodos de todo el tejido del ganglio sinoauricular para identificar defectos de marcapasos en ratones. Los agentes farmacológicos también se pueden introducir en este método para estudiar sus efectos sobre el marcapasos intrínseco.

Registro de la matriz de microelectrodos de la tasa de disparo del nódulo sinoauricular para identificar defectos intrínsecos de marcapasos cardíacos en ratones

Describimos un modelo de pericarditis estéril en minicerdos para estudiar la miopatía auricular y la fibrilación auricular (FA). Presentamos técnicas quirúrgicas y anestésicas, estrategias de acceso vascular y un protocolo para estudiar la inducibilidad de la FA.

Pericarditis estéril en minicerdos de Aachener como modelo para la miopatía auricular y la fibrilación auricular

El presente trabajo describe un protocolo experimental de estimulación de estallido auricular transesofágico para la inducción eficiente de la fibrilación auricular (FA) en ratas. El protocolo se puede utilizar en ratas con corazones sanos o remodelados, lo que permite el estudio de la fisiopatología de la FA, la identificación de nuevas dianas terapéuticas y la evaluación de nuevas estrategias terapéuticas.

Estimulación del estallido auricular transesofágico para la inducción de la fibrilación auricular en ratas

Presentamos un modelo de leporina mínimamente invasivo de estimulación cardíaca a largo plazo que se puede utilizar para la estimulación artificial y el desarrollo de insuficiencia cardíaca en estudios preclínicos.

Modelo traslacional de conejo de estimulación cardíaca crónica

El presente protocolo describe la obtención de la relación presión-volumen a través de la estimulación transesofágica, que sirve como una herramienta valiosa en la evaluación de la función diastólica en modelos murinos de insuficiencia cardíaca.

Un procedimiento controlado por estimulación para la evaluación de las funciones diastólicas dependientes de la frecuencia cardíaca en modelos murinos de insuficiencia cardíaca

La insuficiencia cardíaca derecha (IRH) se caracteriza por dilatación e hipertrofia cardíaca del lado derecho, lo que provoca un mal funcionamiento ventricular y auricular. Las afecciones cardiopulmonares asociadas con la RHF se acompañan de un mayor riesgo de arritmias cardíacas. Este artículo describe un modelo estandarizado de RHF inducida por bandas en la arteria pulmonar asociada con un aumento de la arritmogénesis ventricular y auricular.

Modelo de rata de remodelación cardíaca derecha y arritmia mediante bandas de la arteria pulmonar

Aprende a optimizar la estimulación auricular transesofágica para evaluar la susceptibilidad a la fibrilación auricular en ratones. Este protocolo permite pruebas seriadas en el mismo animal, mejorando la reproducibilidad de los resultados.

Optimización de la estimulación auricular transesofágica para evaluar la susceptibilidad a la fibrilación auricular en ratones

Explorar más videos