Name: Un protocolo modificado de trasplante de corazón heterotópico murino que coincide con los estándares contemporáneos de técnica aséptica, anestesia y analgesia (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-09-28T13:20:00.000+00:00
Duration: 12 min 40 s
Description: Aprende un protocolo modificado de trasplante cardíaco heterotópico en ratones con técnicas asépticas, anestesia y analgesia actualizadas. Este modelo económico y reproducible mejora habilidades microquirúrgicas y permite estudiar inmunidad de trasplante.

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Los autores desean reconocer los excelentes esfuerzos del personal de cuidado de animales de la Universidad de Australia Occidental y del Instituto Harry Perkins de Investigación Médica, cuya dedicación y experiencia contribuyeron a la viabilidad y el éxito de estas cirugías.

<ol><li>Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+the+intact+mammalian+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Transplantation of the intact mammalian heart.</a> Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).</li>
<li>Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+homologous+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Complete homologous heart transplantation.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).</li>
<li>Downie, H. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Homotransplantation+of+the+dog+heart%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Homotransplantation of the dog heart.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).</li>
<li>Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+homotransplantation+of+canine+heart+and+lungs%5BTitle%5D)+AND+%22A.M.A.+Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Complete homotransplantation of canine heart and lungs.</a> A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).</li>
<li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).</li>
<li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li>
<li>Joffre, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+acute+and+chronic+allograft+rejection+with+CD4%2BCD25%2BFoxp3%2B+regulatory+T+lymphocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes.</a> Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).</li>
<li>Gregori, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulatory+T+cells+induced+by+1+alpha%2C25-dihydroxyvitamin+D3+and+mycophenolate+mofetil+treatment+mediate+transplantation+tolerance%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance.</a> The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).</li>
<li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%3A+Experience+of+3000+operations+by+one+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon.</a> The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li>
<li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).</li>
<li>Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+in+aseptic+rodent+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Immunology%22%5BJournal%5D)">Techniques in aseptic rodent surgery.</a> Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).</li>
<li>Navarro, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia%3A+The+art+and+science%5BTitle%5D)+AND+%22ILAR+Journal%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia: The art and science.</a> ILAR Journal. , (2021).</li>
<li>Adams, S., Pacharinsak, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+anesthesia+and+analgesia%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Protocols+in+Mouse+Biology%22%5BJournal%5D)">Mouse anesthesia and analgesia.</a> Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).</li>
<li>Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC. , Available from: 
 <a target="_blank" href="https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes">https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes</a> (2013).</li>
<li>Prosser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+changes+to+tissue-resident+immunity+after+MHC-matched+and+MHC-mismatched+solid+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation.</a> Cell Reports. 35 (7), 109141(2021).</li>
</ol>

Los autores no tienen conflictos de intereses que revelar.

El modelo de trasplante cardíaco ortotópico murino es un modelo preclínico robusto utilizado principalmente para investigar los efectos del desajuste del MHC sobre el nivel y la naturaleza del rechazo inmunológico y, más recientemente, el efecto del trasplante sobre la retención de la inmunidad residente en el tejido del injerto16. Aunque inicialmente seguimos de cerca el protocolo de Corry et al.7 , hemos refinado el protocolo para incorporar estándares de mejores práctica...

Debemos gran parte de nuestra comprensión de la inmunología y el trasplante a la investigación basada en modelos experimentales de trasplante de órganos sólidos utilizando sujetos animales. Desde la primera descripción del trasplante cardíaco vascularizado en mamíferos1, tales modelos han contribuido al conocimiento en amplios dominios, incluyendo la aplicación terapéutica de la hipotermia2, los beneficios del uso de suturas especializadas3 y técnicas para homotrasplantes totales de pulmón y corazón4. El desarrollo de modelos de trasplante cardíaco en ratas 5,6 proporcionó un alcance más amplio para la experimentación inmunológica debido a la disponibilidad de diferentes líneas de reproducción. La gama sustancialmente más amplia de cepas de ratones endogámicos y mutantes disponibles llevó a Corry et al.7 a desarrollar una técnica de trasplante cardíaco heterotópico murino debido a las considerables ventajas que este rango aporta a la investigación del trasplante. Este modelo ha sido ampliamente utilizado y ha contribuido para una mayor comprensión del rechazo del injerto8 y de la terapéutica9. Desde su primera descripción, sin embargo, la técnica se ha mantenido prácticamente sin cambios, aparte de algunos detalles técnicos menores, como los ajustes en la posición de los sitios anastomóticos10,11.
Desde la integración de la técnica de Corry et al.7 en nuestros experimentos, hemos identificado áreas prometedoras para mejorar el protocolo, a saber, las de la técnica aséptica, la anestesia y la analgesia. Se esperaba que las mejoras en estas áreas ofrecieran un impacto positivo en los resultados experimentales y mejoraran el bienestar animal. Esto ha sido demostrado previamente cuando la técnica aséptica es utilizada en cirugías de animales pequeños, ya que ayuda en la reducción de infecciones postoperatorias12, lo que no sólo afecta la morbilidad y la mortalidad, sino que también puede comprometer los experimentos diseñados para evaluar la respuesta inmune después de la cirugía de trasplante. Desde un punto de vista anestesia y analgésico, el uso de un régimen refinado ayuda a reducir el costo para los animales y equilibrar el argumento ético de este modelo quirúrgico al mitigar el dolor y el sufrimiento de los sujetos experimentales. Además, la anestesia y la analgesia adecuadas limitan la respuesta al estrés asociado al dolor, mejorando la calidad de la recuperación postoperatoria y, en última instancia, aumentando la tasa de éxito quirúrgico13.
Con el objetivo de mejorar tanto el bienestar animal como los resultados experimentales, se desarrolló un protocolo con ajustes para cerrar estas brechas. Este protocolo ha sido adaptado del descrito originalmente por Corry et al.7 con la consulta de un anestesista veterinario y teniendo debidamente en cuenta tanto los efectos como la duración de los efectos de las intervenciones farmacológicas utilizadas en el régimen anestésico y analgésico. El abordaje se basó en los principios de anestesia balanceada y analgesia multimodal para asegurar una adecuada atención perioperatoria14. Además de la aplicación de la técnica aséptica, el opioide buprenorfina y el anestésico local bupivacaína se administraron de forma preventiva. La anestesia general se realizó utilizando el agente anestésico inhalante isoflurano.

<table><tbody><tr><td>2030 Rycroft cánula irrigadora 30 G</td><td>McFarlane</td><td>56005HU</td><td></td></tr><tr><td>Seda quirúrgica trenzada 7-0</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinza Bulldog curva - 35 mm&nbsp;</td><td>Roboz</td><td>RS-7441-5</td><td></td></tr><tr><td>Bupivacaína 0.25%&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo portaagujas enganche curvo -&nbsp; 145 mm</td><td>Haag-Streit</td><td>11.62.15</td><td></td></tr><tr><td>Clorhexidina 5% solución</td><td>Ebos</td><td>JJ61371</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador con punta de algodón - 7,5 cm</td><td>Dove</td><td>SN109510</td><td></td></tr><tr><td>Etanol 70% solución</td><td>Ebos</td><td>WH130192EE</td><td></td></tr><tr><td>Gasa 5 x 5 cm blanco</td><td>Aero</td><td>AGS50</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam 80 mm x 125 mm&nbsp;</td><td>Pfizer</td><td>7481D</td><td></td></tr><tr><td>Cortapelos</td><td>Wahl</td><td>9860L</td><td></td></tr><tr><td>Heparina 1.000 UI en 1 mL</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tijeras Iris SuperCut rectas - 11,5 cm&nbsp; &nbsp;</td><td>Inka Quirúrgico&nbsp;</td><td>11550.11</td><td></td></tr><tr><td>Vaporizador de isoflurano</td><td>Darvall</td><td>9176</td><td></td></tr><tr><td>Micro pinza bulldog - 3,7 cm</td><td>Greman</td><td>14119-G</td><td></td></tr><tr><td>Micro tijeras curvadas 105 mm&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cinta quirúrgica de papel normal Micropore - 2,5 cm de ancho</td><td>Tijeras</td> microquirúrgicas Ebos <td>7810L</td><td></td></tr><tr><td>- punta</td><td></td><td></td><td></td>curva</tr><tr><td>Sutura de polipropileno monofilamento - 5/0</td><td>Surgipro</td><td>P-205-X</td><td></td></tr><tr><td>Báscula de precisión Myweigh i101 100 g x 0,005 g</td><td>Myweigh</td><td>Kit00053</td><td></td></tr><tr><td>Aguja - 30 G x 0,5 pulgadas</td><td>BD</td><td>BD304000</td><td></td></tr><tr><td>Portaagujas 15 cm curvado "super fino"</td><td>Surgical Specialists</td><td>ST-B-15-8.2</td><td></td></tr><tr><td>Nylene 10/0 x 15 cm en 3.8 mm 3/8 círculo de cuerpo redondo cónico (diámetro 0.07mm) CV300</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pinza de sutura de cuerpo redondo curvada 0.3 mm 120 mm</td><td>B. Braun</td><td>FD281R</td><td></td></tr><tr><td>Pinza de sutura de cuerpo redondo recta 0.3 mm 120 mm</td><td>B. Braun</td><td>FD280R</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de muelle vannas con mango redondo-str/12,5 cm</td><td></td><td>15400-12</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de muelle-Cvd Sm cuchillas</td><td></td><td>15001-08</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras Stevens romas rectas 110 mm</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tablero</td><td></td><td></td> quirúrgico <td>Cartón laminado rígido. 15 x 15 cm</td></tr><tr><td>Paños quirúrgicos Cortados</td><td></td><td></td><td>en dos tamaños. 25 cm x 25 cm y 25 cm x 40 cm&nbsp;</td></tr><tr><td>Microscopio</td><td></td><td></td><td></td>quirúrgico</tr><tr><td>Jeringa - 1 mL</td><td>BD</td><td>592696</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa - 3 mL</td><td>Pinza dentada Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td></td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>Solución</td><td></td><td></td><td></td>de la Universidad de Wisconsin</tr><tr><td>Almohadilla térmica Almohadilla</td><td></td><td></td> térmica de <td>infrarrojo lejano 20 x 25 cm</td></tr><tr><td>Tijeras de resorte Westcott</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Yasargil aplicador de clip bayoneta</td><td>Aesculap</td><td>FE582K</td><td></td></tr><tr><td>Yasargil clip de titanio permanente 6.6 mm</td><td>Aesculap</td><td>A19FT222T</td><td></td></tr><tr><td>Mouse uso</fuerte></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td><fuerte>Tensión/SEXO/Peso</fuerte></td><td><fuerte>Donante</fuerte></td><td><fuerte>Recetante</fuerte></td><td></td></tr><tr><td>BALB/c, mujer, 19-23 g</td><td>7</td><td>21</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6, mujer, 17-20 g</td><td>7</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CD45.1 BALB/c, mujer, 17-21 g</td><td>5</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

un protocolo modificado de trasplante de corazón heterotópico murino que coincide con los estándares contemporáneos de técnica aséptica, anestesia y analgesia

A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

El desarrollo de modelos experimentales de trasplante cardíaco en animales ha contribuido a muchos avances en los campos de la inmunología y el trasplante de órganos sólidos. Si bien el modelo heterotópico de trasplante cardíaco murino vascularizado se utilizó inicialmente en estudios de rechazo de injertos utilizando combinaciones de cepas de ratones endogámicos no coincidentes, el acceso a cepas modificadas genéticamente y modalidades terapéuticas puede proporcionar nuevos y poderosos conocimientos preclínicos. Fundamentalmente, la metodología quirúrgica para esta técnica no ha cambiado desde su desarrollo, especialmente con respecto a factores importantes como la técnica aséptica, la anestesia y la analgesia, que tienen impactos materiales en la morbilidad y mortalidad postquirúrgica. Además, se espera que las mejoras en el manejo perioperatorio proporcionen mejoras tanto en el bienestar animal como en los resultados experimentales. Este artículo informa sobre un protocolo desarrollado en colaboración con un experto en anestesia veterinaria y describe la técnica quirúrgica con énfasis en el manejo perioperatorio. Además, discutimos las implicaciones de estos refinamientos y proporcionamos detalles sobre la solución de problemas de pasos quirúrgicos críticos para este procedimiento.

Para determinar la efectividad de la técnica quirúrgica para promover buenos resultados de cicatrización de heridas y recuperación de ratones, los primeros experimentos en el laboratorio determinaron las características de supervivencia de una gama de injertos cardíacos de inmunogenicidad variable para el receptor. Estos incluyeron injertos congénicos (n = 5) y singénicos (n = 5), que comparten los mismos marcadores del complejo principal de histocompatibilidad (MHC) que el receptor, e injertos de desajuste mayor (n = 9)...

El presente trabajo describe una técnica modificada para el trasplante cardíaco vascularizado heterotópico con técnica aséptica actualizada, analgesia y anestesia.

Un protocolo modificado de trasplante de corazón heterotópico murino que coincide con los estándares contemporáneos de técnica aséptica, anestesia y analgesia

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Este es un modelo económico y reproducible de trasplante cardíaco. Se puede utilizar tanto para mejorar las habilidades microquirúrgicas como para permitir el uso de cepas de ratón modificadas genéticamente como donantes o receptores. La técnica incluye ampliamente todo el manejo del dolor y la complejidad anestésica de la cirugía humana normal para limitar la morbilidad después de la cirugía.Este modelo es crítico para estudiar la inmunidad inducida quirúrgicamente, el efecto del desajuste en el rechazo del trasplante y la longevidad del trasplante. Los enfoques quirúrgicos generales de este modelo se pueden aplicar en forma modificada a otros trasplantes de órganos sólidos de ratón. La escala microscópica y las limitaciones de tiempo asociadas dejan un pequeño margen de error.La clave del éxito es la práctica regular con supervisión profesional, proporcionando retroalimentación específica sobre áreas de dificultad. Liu Liu, una asistente de investigación de mi laboratorio. Ayudando a los procedimientos quirúrgicos estarán el Dr. Wen Hua Huang, la Sra. Jas Kaur y la Sra. Xiao Zhang.Después de anestesiar y retirar el ratón de la cámara de inducción, elimine el vello afeitando estrechamente el abdomen ventral con cortaúñas. En el caso del donante, afeite el área que se extiende desde los genitales hasta el margen superior del tórax ventral. Asegúrese de que el área afeitada alcance la línea medioaxilar lateralmente.Controle la temperatura insertando una sonda rectal lubricada limpia en el recto del animal y luego asegurándola a la placa quirúrgica con cinta de microporos. Evalúe la profundidad anestésica observando las respuestas a la estimulación de la pata o la cola de la presión aplicada por fórceps traumáticos, el reflejo palpebral y el tono muscular. Mida la frecuencia respiratoria observando el movimiento de la pared torácica mientras observa el esfuerzo respiratorio para evaluar el volumen corriente, y luego calcule la frecuencia respiratoria como se describe en el manuscrito.Una vez que el sitio quirúrgico se desinfecta con aplicadores estériles con punta de algodón, aplique clorhexidina con un movimiento circular desde el centro del sitio quirúrgico hasta los bordes tres veces, seguido de una combinación de clorhexidina y etanol en el mismo patrón. Prepare el campo quirúrgico colocando cortinas quirúrgicas estériles a cada lado de la placa quirúrgica como el sitio para colocar los instrumentos estériles. Después de hacer una pequeña abertura de forma ovalada en la cortina, coloque la cortina fenestrada en el sitio de incisión propuesto.Después de preparar al animal como se demostró anteriormente, aplique lubricante para los ojos. Usando una jeringa de insulina de calibre 29 a lo largo del sitio de incisión planificado, inyecte por vía subcutánea una dosis de bupivacaína basada en el peso en el abdomen ventral y busque una línea recta de ampollas visibles que cubra la extensión de la incisión planificada. Luego, use una hoja de bisturí quirúrgico estéril para hacer una incisión ventral en la línea media de la piel con un aumento de ocho veces.Asegúrese de que la laparotomía se extienda desde la parte inferior del abdomen hasta el margen costal. E inserte un retractor para maximizar el campo quirúrgico. Humedezca el segmento de gasa estéril con una solución calentada de cloruro de sodio al 0,9% y colóquela en el aspecto superior del sitio quirúrgico.Ahora, use bastoncillos de algodón estériles humedecidos para eviscerar suavemente los intestinos. Colóquelos encima de esta gasa y envuelva la gasa alrededor del órgano. Usando una combinación de aplicadores con punta de algodón y pinzas de sutura corporal redonda, libere y movilice la aorta abdominal y la vena cava inferior de los tejidos circundantes con una técnica de disección roma.Asegúrese de que el área de aclaramiento esté entre el aspecto infrarrenal de los vasos y por encima de la bifurcación de la aorta. Después de identificar los vasos abdominales posteriores, tire suavemente de la aorta en una dirección alejada de la columna vertebral con fórceps. Haga un canal a cada lado de estos vasos cefalocaudalmente pasando las pinzas curvas posteriores a los vasos abdominales.Ligue cada vaso identificado y movilizado en la zona anastomótica planificada utilizando longitudes de nylon 10-O atado con instrumentos en los nudos del cirujano con un lanzamiento adicional. Aísle el sitio anastomótico de la circulación instalando una pinza quirúrgica en la cabeza del vaso abdominal y los extremos del mimo. Asegúrese de que las abrazaderas atraviesan ambos vasos en un grado suficiente para garantizar una oclusión completa.Use fórceps en la mano no dominante para estabilizar la aorta. Realizar una aortotomía con una aguja de calibre 30 en la cara anterior de la aorta. Extienda la aortotomía con tijeras microquirúrgicas de punta recta.Para realizar la adenotomía, use fórceps rectos y aplique una tracción anterior suave a la vena cava inferior en el punto en línea con el centro de la aortotomía. Use tijeras microquirúrgicas curvas con el lado cóncavo mirando hacia atrás para extirpar un segmento de la vena cava inferior de igual longitud a la aortotomía. Lave el interior de los vasos abiertos de la sangre restante con una solución de cloruro de sodio heparinizado.Coloque el corazón del donante en el abdomen y asegúrese de que la aorta ascendente esté directamente junto a la aortografía abdominal y que el corazón se gire, de modo que la arteria pulmonar se pueda dibujar para la segunda anastomosis. Usando nylon 10-O, coloque una sutura de estancia entre la posición 12:00 de la aortotomía y la extremidad correspondiente de la luz de la aorta ascendente. Usando pinzas de punta recta en un soporte de agujas microquirúrgicas, átelo con tres lanzamientos posteriores del nudo de un cirujano y corte los extremos para dejar aproximadamente dos milímetros de sutura.Coloque una segunda sutura de estancia entre la posición 6:00 de la aortectomía y el aspecto correspondiente de la aorta ascendente. Como esta sutura también servirá como base para suturas de carrera posteriores, deje al menos 10 milímetros de la cola para la amarre final. Coloque una sutura continua de nylon 10-O de manera ascendente para oponerse al borde derecho anatómico de la aortotomía y al borde libre correspondiente de la aorta ascendente.Realice este procedimiento con cuidado y use aproximadamente cuatro lanzamientos para esta línea. Pase el extremo libre de la sutura alrededor de la sutura distal antes de colocar una segunda sutura continua por el lado anatómico izquierdo para afectar la aposición con el borde libre restante de la aortotomía. Ate la sutura a la cola usando un nudo de cirujano con dos lanzamientos adicionales.Coloque una sutura de estancia entre la posición de las 12:00 de la vena cava inferior, la venotomía y la extremidad correspondiente de la luz de la arteria pulmonar. Desde este punto de anclaje, coloque una sutura continua que corre con discernimiento entre el borde anatómico izquierdo de la arteria pulmonar y el borde correspondiente de la venotomía. Pase la aguja a través de la posición 6:00 de la venotomía y la extremidad correspondiente de la luz de la arteria pulmonar.De manera ascendente, pase la aguja a través del borde libre restante de la arteria pulmonar y la derecha anatómica de la venotomía. Use un promedio de cuatro lanzamientos para esta línea y luego dibuje los bordes libres finales de la arteria pulmonar y la venotomía juntos. Ate el extremo libre de la sutura al anclaje y, con un instrumento, ate el nudo del cirujano con dos lanzamientos adicionales y corte el hilo adicional.Revise los vasos en busca de torsión, lo que interferiría con el flujo sanguíneo. Coloque la espuma de gel sobre la línea de sutura. Coloque dos piezas de espuma de gel de aproximadamente dos milímetros alrededor de ellas y moldee para que todas las líneas de sutura visibles queden cubiertas.Suelte las pinzas vasculares comenzando con la pinza de mimo y luego la pinza de cefalo. Como se espera una pequeña cantidad de hemorragia, coloque preventivamente los aplicadores con punta de algodón sobre los sitios anastomóticos para proporcionar presión. Después de arreglar las fugas visibles, revise el corazón para ver si hay pulsaciones.Si está ausente, revise los vasos cardíacos para ver si están torcidos, luego reposicione los intestinos sobre y alrededor del corazón y humedezca la cavidad peritoneal con una solución de cloruro de sodio calentada si parece seca. Usando la técnica continua no interrumpida, cierre la cavidad abdominal usando monofilamento proleno 6-O no absorbible suturando primero la capa muscular, seguida de la piel. Una vez que el receptor se retira de la junta quirúrgica y fuera de la anestesia, administre un mililitro de solución salina tibia por vía subcutánea y coloque al receptor en una jaula preparada con calentamiento para observación según los protocolos de recuperación postoperatoria.Se observó recuperación y aceptación completas en el caso de trasplantes cardíacos murinos heterotópicos singénicos y congénicos durante 100 días después de la cirugía. Sin embargo, se observó un rechazo rápido tan pronto como siete días después de la cirugía en caso de trasplantes de corazón murino heterotópicos no compatibles. Durante las anastomosis, debe mantener la conciencia de dónde se encuentra su sutura dentro del campo quirúrgico.De lo contrario, puede provocar daños críticos en las estructuras o enredos en la sutura. Estas técnicas microquirúrgicas de disección y anastomosis son altamente aplicables a otros modelos quirúrgicos de mamíferos pequeños, incluido el trasplante heterotópico de riñón y hepático ortotópico, lo que permite a los investigadores estudiar el rechazo del injerto.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Immunology and Infection

Inmunología e Infección

El ratón heterotópico modelo de trasplante de corazón ha sido probado por muchos investigadores como un método importante para el estudio de los mecanismos de rechazo y de la respuesta inmune. Sin embargo, las técnicas empleadas siguen siendo un reto. Mediante la modificación de las técnicas convencionales que han tenido éxito con más de 1.000 trasplantes.

El trasplante cardíaco heterotópico en ratones

El modelo de trasplante de corazón murino de cuello uterino es muy adecuado para inmunológica así como estudios de la lesión de reperfusión de isquemia. Hemos modificado el procedimiento utilizando una técnica de manguito no sutura y realizado más de 1.000 trasplantes de éxito con este enfoque.  En esto, proporcionamos detalles adicionales de esta técnica para complementar el vídeo.

Murino Cervical Trasplante Cardiaco Modelo Usando una técnica de Cuff Modificado

Se demuestra una técnica para el procedimiento microquirúrgico para el trasplante heterotópico de corazones en ratones, incluyendo métodos simplificados para la recolección de donantes y la anastomosis de los vasos receptores.

Un método modificado para heterotópico Ratón Corazón TRASPLANTE

El manuscrito describe los pasos necesarios para llevar a cabo el trasplante cardíaco heterotópico en el ratón.

Murino heterotópico Corazón Trasplante Técnica

La técnica del manguito acorta y facilita el modelo de trasplante de corazón cervical heterotópico en ratones al evitar anastomosis de sutura técnicamente desafiantes de vasos pequeños. Los detalles técnicos mostrados en este video artículo deberían permitir a los investigadores establecer este modelo en sus laboratorios.

Heterotópico cervical trasplante cardiaco en ratones

Describimos un modelo de trasplante de corazón abdominal heterotópico en ratas, lo que implica modificaciones de las estrategias actuales, que conducen a un enfoque quirúrgico simplificado. Además, describimos un nuevo modelo de rechazo mediante inyección en la oreja de células musculares cardíacas vitales, permitiendo análisis inmunológicos de trasplante adicionales en ratas.

Un modelo inmunológico para el trasplante heterotópico de células musculares cardíacas y cardíacas en ratas

Introducimos un enfoque de tubo interno para la técnica del manguito para el trasplante de corazón heterotópico cervical del ratón para ayudar a mantener el vaso sobre el brazalete. Encontramos que la cooperación entre dos cirujanos experimentados acorta notablemente el tiempo de operación.

Optimización de la Técnica del Manguito para el Trasplante cardíaco murino

Presentamos un protocolo para la utilización de un sistema de perfusión sanguínea normotérmica ex vivo para la administración de terapias a un aloinjerto cardíaco completo en un modelo de trasplante de corazón heterotópico porcino.

Un protocolo de trasplante de corazón heterotópico porcino para la administración de terapias a un aloinjerto cardíaco

En el presente protocolo, se utiliza un modelo de trasplante cardíaco de ratón para investigar el mecanismo del rechazo del aloinjerto cardíaco. En este modelo heterotópico de trasplante cardíaco, se mejora la eficiencia de la operación y la supervivencia de los injertos cardíacos se garantiza mediante una anastomosis cervical de extremo a extremo de la implantación cardíaca utilizando una técnica de manguito modificado.

Una técnica de manguito modificado para el modelo de trasplante cardíaco heterotópico cervical de ratón

Los modelos de trasplante cardíaco de ratón representan valiosas herramientas de investigación para estudiar la inmunología del trasplante. El presente protocolo detalla el trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón que implica la colocación de manguitos en la arteria carótida común del receptor y el tronco de la arteria pulmonar del donante para permitir el flujo sanguíneo laminar.

Trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón utilizando manguitos vasculares

Este protocolo presenta una técnica simplificada de anastosis de sutura extremo a lado para el trasplante de corazón cervical murino, proporcionando un modelo robusto y reproducible para estudiar la inmunología de trasplantes.

Trasplante cardíaco heterotópico de ratón cervical utilizando la técnica de anastomosis de extremo a lado para estudiar la inmunología del trasplante

Aprende un protocolo modificado de trasplante cardíaco heterotópico en ratones con técnicas asépticas, anestesia y analgesia actualizadas. Este modelo económico y reproducible mejora habilidades microquirúrgicas y permite estudiar inmunidad de trasplante.

Un protocolo modificado de trasplante de corazón heterotópico murino que coincide con los estándares contemporáneos de técnica aséptica, anestesia y analgesia (Video) | JoVE Journal

Un protocolo modificado de trasplante de corazón heterotópico murino que coincide con los estándares contemporáneos de técnica aséptica, anestesia y analgesia

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