Name: Una microsonda de radiometría intratisular para medir la radiación in situ en tejido vivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-06-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 10 s
Description: Aprende a construir una microsonda de radiometría intratisular para medir radiancia in situ en tejidos vivos gruesos. Esta técnica permite mediciones espectrales espacialmente resueltas en materiales altamente absorbentes.

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Los autores agradecen a Sanaz Vahidinia por presentarnos a los colegas del Dr. Jorgensen y su trabajo. Esta investigación fue apoyada por subvenciones de la Oficina de Investigación del Ejército (no. W911NF-10-0139), la Oficina de Investigación Naval (a través del premio MURI no. N00014-09-1-1053) y el premio NSF-INSPIRE NSF-1343158.

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No hay conflictos de intereses.

Este protocolo describe una técnica para caracterizar sistemáticamente el entorno óptico a través de un gran volumen de tejido vivo con una resolución espacial aproximadamente en la escala de células individuales. Este método económico, flexible y manejable en campo podría ser útil para cualquier investigador que estudie la propagación de la luz dentro de los sistemas vivos. Por experiencia, en comparación con los métodos existentes7, estas sondas requieren un poco más de práctica y habilidad para...

Sorprendentemente, los animales terrestres y los habitantes poco profundos del océano tienen suficiente luz dentro de su cuerpo para la fisiología visual e incluso la fotosíntesis. Por ejemplo, los niveles de luz en el centro de la cabeza de un ratón (fuera de las fuertes bandas de absorbancia de hemoglobina) se atenúan en tres o cuatro órdenes de magnitud en relación con el mundo exterior. Esta es aproximadamente la diferencia entre los niveles de luz en interiores y exteriores. Por lo tanto, la opacidad de un tejido o material debido a una fuerte dispersión no es lo mismo que la opacidad debido a la fuerte absorción de luz. La luz puede seguir propagándose a largas distancias en un sistema de fuerte dispersión hacia adelante, similar a la luz que se propaga a través de sistemas acuáticos con altas concentraciones de células y partículas1. Esta observación es particularmente notable a la luz del hecho de que las proteínas opsinas se expresan casi ubicuamente en todos los tejidos de todos los animales. Por lo tanto, es importante entender cómo y dónde la luz se atenúa y se dispersa dentro del tejido vivo. Sin embargo, a diferencia de los sistemas acuáticos, con tejido vivo, es imposible sumergir un instrumento en la columna de agua y obtener mediciones de luminosidad e irradiancia, y es necesaria una nueva técnica.
Otros métodos utilizados anteriormente para caracterizar las propiedades de absorción y dispersión del tejido vivo incluyen la medición de sondas de reflectancia tisular y / o esferas integradoras2,3, métodos microscópicos como la microscopía confocal de barrido 4, la medición de la difusión de la luz láser en la superficie5 y técnicasde modelado como la transferencia radiativa de Monte Carlo6. Los métodos experimentales mencionados a menudo requieren equipos específicos, grandes y costosos o conocimientos detallados sobre la estructura del tejido y generalmente están limitados en su capacidad para caracterizar la estructura espacial de la luz en las profundidades del tejido.
También existen métodos similares basados en sondas que utilizan una aguja hipodérmica para insertar una fibra óptica a través del tejido 7,8,9. En nuestra experiencia, las agujas modificadas son efectivas para perforar tejido, pero requieren una fuerza considerable y generalmente desgarran tejidos delicados cuando pasan a través de células densamente empaquetadas. Por lo tanto, estas agujas generalmente requieren un procedimiento quirúrgico para insertar más de un milímetro más o menos en una capa de tejido. El método descrito aquí, utilizando un soporte de vidrio lubricado y tirado, es capaz de deslizarse entre las células con una herida mínima del tejido y sin cirugía adicional.
Este manuscrito presenta un método inspirado en el trabajo de Jorgenson y sus colegas sobre la medición de la luz dentro de esteras de algas10,11, utilizando microsondas ópticas soportadas por vidrio y electrónica portátil que son susceptibles de sondear profundamente en el tejido denso y de la construcción y el uso en el campo. Estas sondas se pueden construir para caracterizar la irradiancia escalar (luz que golpea un punto desde todas las direcciones) y la radiación descendente (luz que interseca un plano horizontal) dentro del tejido vivo a altas resoluciones espaciales. Estas sondas fueron desarrolladas originalmente para medir la transferencia radiativa dentro del tejido de almejas gigantes fotosimbióticas12. Las mediciones estándar de absorción y transmisión del tejido total no fueron suficientes para caracterizar el rendimiento fotosintético del tejido, ya que hace una gran diferencia si toda la luz incidente es absorbida por unas pocas células que experimentan alta intensidad en la superficie del tejido o muchas células que experimentan bajas intensidades en todo el volumen del tejido. En un segundo proyecto, estas sondas se utilizaron para medir la irradiancia in vivo dentro del cerebro de un ratón13,14, caracterizando así el entorno de luz de las opsinas expresadas profundamente dentro del cerebro. Estas microsondas son lo suficientemente pequeñas y sensibles como para medir la irradiancia dentro del tejido cerebral del ratón con todo el pelaje, la piel y el hueso intactos y demostrar que los niveles de luz fisiológica son lo suficientemente altos como para estimular las opsinas cerebrales profundas.
Esta sonda microóptica y la configuración de medición podrían ser útiles para los investigadores que necesitan cuantificar y caracterizar la luz interna del tejido biológico, particularmente para una comprensión más matizada de la fotosíntesis o las funciones de los pigmentos visuales expresados fuera de los ojos. Este método se puede utilizar solo o junto con otras técnicas para caracterizar completamente las propiedades ópticas y la propagación de la luz dentro del tejido vivo a bajo costo, con pequeños equipos portátiles construidos internamente y con parámetros ajustables dependientes de la tarea.

<table><tbody><tr><td>Centro de rodamiento de bolas de 1" + D11 + A2: D31 + A2: A2: D31</td><td>Edmond Optics</td><td>37-935</td><td>Parte 2 del manipulador para bajar la muestra</td></tr><tr><td>Lámina acrílica de 1/4" de espesor</td><td>McMaster-Carr</td><td>8505K754</td><td>Para hacer soporte de placa de Petri</td></tr> 3<tr><td>/4" mini abrazadera de resorte</td><td>Yunque</td><td>99693</td><td>Úselo como peso para tirar de fibra óptica</td></tr><tr><td>Punzón de biopsia de 8 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9324386</td><td>Para muestra de tejido</td></tr><tr><td>Antorcha de butano</td><td>McMaster-Carr</td><td>MT-51 Fuente de</td><td>calor para tirar de fibra y pipeta</td></tr><tr><td>Lente colimadora</td><td>Thorlabs</td><td>LLG5A1-A</td><td>Para colimar la fuente de luz a través de la guía de luz líquida</td></tr><tr><td>Aire comprimido</td><td>McMaster-Carr</td><td>7437K35</td><td>Para el secado de fibra estirada y pipeta</td></tr><tr><td>Pegamento de cianoacrilato - líquido</td><td>McMaster-Carr</td><td>66635A31</td><td>Para asegurar el extremo de fibra cónica en la parte superior de la pipeta tirada</td></tr><tr><td>Cinta aislante</td><td>McMaster-Carr</td><td>76455A21</td><td>Para asegurar la fibra en la pipeta y para añadir agarre a las abrazaderas</td></tr><tr><td>Papel de carborundo de calidad fina</td><td>McMaster-Carr</td><td>4649A24</td> El <td>triángulo pequeño en el soporte de la cuchilla exacto funciona bien</td></tr><tr><td>Gelatina</td><td>Knox</td><td>10043000048679</td><td>Para asegurar la biopsia de tejido en la placa</td></tr> <tr><td>de PetriPipeta de vidrio Pasteur</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-678-20B</td><td>Pipeta de vidrio desechable de 5,75" de longitud</td></tr><tr><td>Jeringas de insulina, aguja 31G</td><td>BD</td><td>320440</td><td>Para aplicar pegamento</td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>McMaster-Carr</td><td>54845T42</td><td>Para la limpieza de fibra estirada y pipeta</td></tr><tr><td>Kimwipe</td><td>Cole-Parmer</td><td>SKU 33670-04</td><td>Para limpiar fibra óptica y pipeta de vidrio</td></tr><tr><td>clean LED controlador</td><td>Thorlabs</td><td>LEDD1B</td><td>Para alimentar los LED UV</td></tr><tr><td>Fuente de luz para mediciones</td><td>Cole-Parmer</td><td>UX-78905-05</td><td>Fuente de luz blanca de baja temperatura para mediciones</td></tr><tr><td>Eje métrico lineal X-Y-Z Etapa de piñón y cremallera</td><td>Edmond Optics</td><td>55-023</td><td>Parte 1 del manipulador para bajar la muestra Guía de</td></tr><tr><td>luz líquida</td><td>Thorlabs</td><td>LLG5-4T</td><td>Para fuente de luz en mediciones</td></tr><tr><td>Pies magnéticos</td><td>Siskiyou</td><td>MGB 8-32</td><td>Para usar con bandas magnéticas</td></tr><tr><td>Tiras magnéticas</td><td>Siskiyou</td><td>MS-6.0</td><td>Para montaje magnético en la placa de pruebas</td></tr><tr><td>Manipulador #1</td><td>Siskiyou</td><td>MX10R</td><td>Manipulador de 4 ejes con soporte para pipetas</td></tr><tr><td>Bolígrafo Opaquer, pequeño</td><td>WindowTint</td><td>TOP01</td><td>Para opacar el lado de la fibra óptica para evitar que la luz parásita entre en la sonda</td></tr><tr><td>Placa de pruebas óptica</td><td>Edmond Optics</td><td>03-640</td><td>Para la fijación estable del soporte de la sonda, la muestra, el microscopio y la fuente de luz</td></tr><tr><td>Fibras ópticas</td><td>Ocean Optics</td><td>P-100-2-UV-VIS</td><td>Aproximadamente 4 fibras son buenas para tener</td></tr><tr><td>Fuente de luz de plasma</td><td>Thorlabs</td><td>HPLS345</td><td>Para mediciones de radiometría</td></tr> de <tr><td>tejidos Pinza de pinza de plástico</td><td>McMaster-Carr</td><td>5070A11</td><td>Pinza de alicate utilizada para el peso en la pipeta de tracción</td></tr><tr>de<td>placas de Petri de poliestireno</td><td>Thomas scientific</td><td>3488N10</td><td>Portamuestras, volumen suficiente para sostener el espesor de la muestra más ~10 mm de gelatina en la parte superior</td></tr><tr><td>Hojas de afeitar</td><td>McMaster-Carr</td><td>3962A3</td><td>Para pelar camisas de fibra óptica</td></tr><tr><td>Lubricante de aceite de silicona</td><td>Thomas scientific</td><td>1232E30</td><td>Para reducir la fricción entre la sonda y el tejido</td></tr><tr><td>Software para el análisis de datos</td><td>Matlab</td><td></td><td>Software elegido para el análisis de datos</td></tr><tr><td>Espectrómetro + software del espectrómetro</td><td>Avantes</td><td>AvaSpec-2048L</td><td>El espectrómetro puede ser de cualquier marca, este es compatible con fibras ópticas terminadas en SMA y viene con su propio software para ejecutar el espectrómetro</td></tr><tr><td>Polvo de dióxido de titanio</td><td>Sigma Aldrich</td><td>718467-100G</td><td>Para hacer esferas</td></tr> <tr><td>de dispersiónToolour clip de sobremesa</td><td></td><td>Toolour Toolour0004</td><td>Para sujetar la pipeta mientras se tira y para sujetar las sondas terminadas</td></tr><tr><td>Abrazaderas de barra de gatillo</td><td>mcMaster-Carr</td><td>51755A2</td><td>Bueno para sujetar fibras ópticas mientras se tira o se cura</td></tr><tr><td>Adhesivo curable UV</td><td>Delo Photobond</td><td>GB368</td><td>Para hacer esfera de dispersión</td></tr><tr><td>Fuente de luz UV</td><td>Thorlabs M365FP1</td><td></td><td>Fuente de luz para curar adhesivo en bola de dispersión, esta es compatible con fibra SMA, mayor intensidad = menor tiempo de curado</td></tr><tr><td>Fuente de luz LED blanca</td><td>Thorlabs</td><td>MCWHF2</td><td>Para caracterizar la fibra estirada y la esfera de dispersión</td></tr></tbody></table>

una microsonda de radiometría intratisular para medir la radiación in situ en tejido vivo

An Intra-Tissue Radiometry Microprobe for Measuring Radiance In Situ in Living Tissue

Los organismos parecen opacos en gran parte porque sus capas externas de tejido se dispersan fuertemente a la luz incidente; Los pigmentos fuertemente absorbentes, como la sangre, suelen tener absorbancias estrechas, de modo que el camino libre medio de la luz fuera de los picos de absorbancia puede ser bastante largo. Como las personas no pueden ver a través del tejido, generalmente imaginan que los tejidos como el cerebro, la grasa y el hueso contienen poca o ninguna luz. Sin embargo, las proteínas opsina fotosensibles se expresan dentro de muchos de estos tejidos, y sus funciones son poco conocidas. La luminosidad interna al tejido también es importante para comprender la fotosíntesis. Por ejemplo, las almejas gigantes son fuertemente absorbentes pero mantienen una densa población de algas en lo profundo del tejido. La propagación de la luz a través de sistemas como sedimentos y biopelículas puede ser compleja, y estas comunidades pueden ser importantes contribuyentes a la productividad del ecosistema. Por lo tanto, se ha desarrollado un método para construir microsondas ópticas para medir la irradiancia escalar (flujo de fotones que interseca un punto) y la irradiancia descendente (flujo de fotones que cruza un plano perpendicularmente) para comprender mejor estos fenómenos dentro del tejido vivo. Esta técnica también es manejable en laboratorios de campo. Estas microsondas están hechas de fibras ópticas tiradas por calor que luego se aseguran en pipetas de vidrio tiradas. Para cambiar la aceptación angular de la sonda, una esfera de 10-100 μm de epoxi curable UV mezclada con dióxido de titanio se asegura al extremo de una fibra tirada y recortada. La sonda se inserta en el tejido vivo y su posición se controla mediante un micromanipulador. Estas sondas son capaces de medir in situ la radiación tisular a resoluciones espaciales de 10-100 μm o en la escala de células individuales. Estas sondas se utilizaron para caracterizar la luz que llega a las células adiposas y cerebrales a 4 mm por debajo de la piel de un ratón vivo y para caracterizar la luz que alcanza profundidades similares dentro del tejido de almeja gigante rico en algas vivas.

Este protocolo describe el procedimiento para construir una sonda microóptica que se puede utilizar para medir la irradiancia descendente (la luz que llega a un punto desde una dirección) o, con la adición de una punta esférica de dispersión de luz, para medir la irradiancia escalar (la luz que llega a un punto desde todas las direcciones). Estas sondas pueden medir la irradiancia a resoluciones espaciales que se acercan a las escalas de longitud de las células individuales dentro del tejido vivo. Este protocolo también ...

En este artículo, se describe un método para medir la radiación in situ en tejido vivo. Este trabajo incluye detalles de la construcción de sondas a microescala para diferentes mediciones de radiancia e irradiancia, proporciona orientación para el montaje de tejido para la caracterización de la radiación y describe métodos computacionales para analizar los datos resultantes.

Una microsonda de radiometría intratisular para medir la radiación in situ en tejido vivo

Organisms appear opaque largely because their outer tissue layers are strongly scattering to incident light; strongly absorbing pigments, such as blood, ...

Este protocolo es significativo porque simplifica y permite mediciones de radiancia en materiales gruesos, lo que nos permite recopilar información importante al estudiar sistemas vivos. La principal ventaja de esta técnica es que permite mediciones espectrales resueltas espacialmente en materiales altamente absorbentes utilizando equipos que se pueden construir y experimentos que se pueden ejecutar en laboratorios de campo. Este método se puede adaptar y aplicar a cualquier sistema vivo.La técnica de hacer las sondas es matizada, pero la práctica hace al maestro. Ajuste la técnica de medición dependiendo del material que se está sondeando y realice cambios que resulten en una posición más segura del tejido y una menor fricción de la sonda. Para comenzar a construir la funda de vidrio con una pipeta Pasteur de 5,75 pulgadas.Con una pinza de cocodrilo montable, monte la pipeta de vidrio por el extremo ancho de modo que el extremo cónico quede hacia el suelo y la orientación de la pipeta sea perpendicular al suelo. Coloque una almohadilla de cinta aislante en una empuñadura de plástico de 50 gramos para ayudar a evitar el deslizamiento y cuelgue la empuñadura del extremo cónico de la pipeta. Con una pequeña antorcha de butano, caliente el extremo cónico de la pipeta como se describe en el manuscrito.Cuando la longitud de la pipeta haya aumentado en aproximadamente cinco pulgadas, retire inmediatamente la llama. A continuación, use tijeras pequeñas o un cortador de vidrio para recortar el extremo tirado de la pipeta. Lima cualquier área afilada del extremo recortado con papel de carborundo y enjuaga cualquier pequeño fragmento de vidrio o polvo con alcohol isopropílico seguido de aire comprimido.Use una cuchilla de afeitar para cortar la fibra óptica y retire un conector SMA de una fibra óptica terminada en SMA. Asegúrese de cortar cerca de una de las terminaciones SMA. Luego retire los siguientes cinco centímetros de revestimiento de plástico y fibra de vidrio para que la fibra óptica desnuda quede expuesta y sobresalga del resto de todo el conjunto.Use la antorcha de butano para quemar el recubrimiento de polímero de poliamida de la fibra de vidrio. Enjuague con isopropanol y limpie la fibra de vidrio desnuda con una toallita sin pelusa. Ahora monte el extremo desnudo de la fibra óptica directamente en una abrazadera de alicates en el borde de una mesa o estante, dejando que el extremo de la fibra con terminación SMA cuelgue hacia el piso.Alrededor de cuatro a seis pulgadas de donde se sostiene la fibra óptica desnuda en la abrazadera de alicate, agregue los pesos para tirar usando dos abrazaderas pequeñas en el extremo encamisado de la fibra. Para tirar de la fibra, comience con la llama de la antorcha de butano encendida. Sostenga la antorcha de butano a un centímetro de la fibra desnuda como se describe en el manuscrito.Y permita que la fibra se estire, tire, se separe y caiga al suelo. Revise la fibra bajo el microscopio y recorte el extremo de la fibra con tijeras de disección pequeñas si es necesario. Utilice un bolígrafo opaco de espuma para oscurecer los lados de la fibra y evitar la entrada de luz parásita.Tire suavemente de la punta de la pluma a través de la fibra, dejando solo una pequeña área en la punta descubierta. Bajo un microscopio estéreo, inserte cuidadosamente la fibra óptica cónica en el extremo ancho de la pipeta de vidrio alterada y empuje la fibra hasta que sobresalga aproximadamente un milímetro de fibra desnuda del extremo cónico de la pipeta. Con cinta aislante, fije el extremo encamisado de la fibra óptica al extremo ancho de la pipeta.Ponga una gota de adhesivo de cianoacrilato en una aguja de calibre pequeño. Toque con cuidado la gota de adhesivo en el borde cortado de la pipeta tirada, evitando el extremo desnudo de la fibra tirada. Para modificar la punta de fibra con una esfera de dispersión, cree la materia prima mezclando una gota de adhesivo curable UV con polvo de dióxido de titanio en una proporción igual.Fije la sonda a un micromanipulador con un soporte de varilla de montaje de modo que la sonda esté en orientación horizontal. Prepare un depósito de trabajo del material de dispersión sumergiendo la punta de un alambre o aguja en la mezcla preparada de tal manera que se forme una gota de adhesivo. Monte el alambre o la aguja con la gota cerca de la punta de la sonda horizontal.Deposite una esfera de dispersión en la punta de la sonda. Utilice el micromanipulador para empujar la punta de la fibra óptica de la sonda lenta y cuidadosamente en la mezcla preparada. Luego, rápidamente retiraría la punta del pegamento y vería la bola de dispersión en un microscopio.Repita hasta que se deposite una gota esférica de adhesivo del tamaño deseado en la punta de la fibra óptica. Preparar los platos para montar las muestras. Con una antorcha de butano, caliente el extremo grande de una pipeta Pasteur para derretir un orificio de 0,5 centímetros de diámetro en el fondo de una placa de Petri de plástico.Selle el agujero en la parte inferior del plato con cinta aislante o cinta de laboratorio. Luego llene una placa de Petri un cuarto del camino y una segunda placa de Petri completamente con la gelatina líquida y déjela enfriar a temperatura ambiente justo antes de la gelificación. En un plato, coloque la biopsia en el cojín de gelatina viscosa que se formó en el orificio en el fondo del plato.Con una pipeta Pasteur, agregue suavemente gelatina a temperatura ambiente alrededor de la biopsia hasta que la placa de Petri esté llena. Para la muestra en blanco, use el plato lleno de gelatina solamente. Fije la sonda a un soporte orientado verticalmente de modo que apunte hacia la fuente de luz y asegure la sonda con abrazaderas, abrazaderas de manguera o cinta a un poste de mesa óptico.Conecte el extremo terminado en SMA de la fibra óptica de la sonda a un espectrómetro de fibra óptica USB y conecte el espectrómetro a la computadora con un cable USB. Mantenga la sonda y los manipuladores en la posición exacta alineada donde se recopilarán los datos. Use un hisopo de algodón, una aguja de calibre fino o un gotero para aplicar cuidadosamente una pequeña cantidad de lubricante de silicona en la parte de la sonda que se insertará en el tejido para reducir la fricción entre los lados de la sonda y la muestra de tejido.Ahora, retire la cinta que cubre el orificio en la placa de Petri de muestra y colóquela en el soporte de muestra, asegurándose de que se mantenga firmemente en su lugar por fricción. Utilice el micromanipulador para bajar la muestra sobre la sonda y permitir que la sonda entre en la gelatina a través del orificio en la parte inferior de la placa de Petri. Continúe hasta que la sonda esté aproximadamente a cinco milímetros de la parte inferior de la capa de gelatina.Encienda la fuente de luz. Usando el software del espectrómetro, ajuste el tiempo de integración del espectrómetro hasta que la señal sea lo más alta posible, pero no saturada. Establezca el número de escaneos promedio entre dos y cinco, y el valor de los píxeles de suavizado en seis.Los tiempos de integración utilizables en esta etapa pueden variar entre uno y 15 milisegundos para esta línea base. Verifique que el tiempo de integración sea apropiado para la medición asegurándose de que el espectro no sea demasiado ruidoso ni saturado. Cambie el tiempo de integración si es necesario.Mueva la muestra hacia abajo una distancia especificada utilizando el micromanipulador y realice las mediciones. Continúe guardando los espectros en cada posición vertical dentro del tejido. Se visualiza la apariencia microscópica de la sonda que sube a través del tejido.Se muestra el porcentaje de luz a diferentes profundidades de tejido en relación con la línea de base. Lo más importante que debe recordar es que estas sondas son frágiles, así que tómese su tiempo y asegúrese de que las uniones de la sonda sean seguras antes de continuar. Después de hacer la sonda, se pueden adaptar las técnicas de medición.Por ejemplo, sin la bola de dispersión, las sondas se pueden usar para medir la radiación que llega al detector desde una sola dirección. Después de desarrollar esta sonda, los investigadores pudieron medir la luz dentro del cerebro y el tejido adiposo en ratones utilizando una variación en nuestro aparato de medición. Esto ayudó a responder a la pregunta de si había suficiente luz para activar los fotorreceptores presentes en lo profundo del tejido.

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Investigación

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Se describe un multi-ángulo de rotación del sistema de formación de imágenes ópticas (Maroi) para la cuantificación in vivo de un marcador fluorescente emitido por saposina C (SAPC)-dioleilfosfatidil serina (DOPS) nanovesículas. El empleo de modelos de ratón de cáncer y la artritis, demostramos cómo el análisis de la curva de la señal de Maroi se puede utilizar para la cartografía precisa y caracterización biológica de los procesos de enfermedad.

En vivo de imágenes óptico de tumores del cerebro y la artritis Usando fluorescente SAPC-DOPS nanovesículas

Combinado de imágenes ópticas y μCT en un modelo de ratón de infección implante ortopédico, la utilización de una cepa bioluminiscente ingeniería de Staphylococcus aureus, siempre que la capacidad de supervisar de forma no invasiva y longitudinalmente la dinámica de la infección bacteriana, así como la respuesta inflamatoria correspondiente y cambios anatómicos en la hueso.

Combinado<em&gt; En vivo</em&gt; Óptica y μCT imágenes para vigilar la infección, inflamación y Hueso anatomía en una infección de implantes ortopédicos en ratones

thenoyltrifluoroacetonate europio (EuTFC) tiene una línea de luminiscencia óptica a 612 nm, cuya eficiencia de activación disminuye fuertemente con la temperatura. Si una muestra revestida con una película fina de este material es-micro fotografiado, la intensidad de la respuesta luminiscente nm 612 se puede convertir en un mapa directa de temperatura de la superficie de la muestra.

-Alta resolución de imagen térmica micro-El uso de quelato de europio luminiscente Revestimientos

Se describe el montaje y uso de un microendoscopio multimodal que puede co-registrar datos de imágenes de tejido superficial con parámetros fisiológicos tisulares incluyendo la concentración de hemoglobina, concentración de melanina y saturación de oxígeno. Esta técnica puede ser útil para evaluar la estructura y la perfusión del tejido, y puede optimizarse para las necesidades individuales del investigador.

Multimodal de imágenes y la Plataforma Microendoscopy Espectroscopia de fibra paquete para no invasiva,<em&gt; En Vivo</em&gt; Análisis de Tejidos

Describimos una invasiva en vivo imagen protocolo que es sencilla y económica, utilizando L-012, un análogo de quimioluminiscente luminol, para visualizar y cuantificar las especies de oxígeno reactivo (ROS) generadas en un modelo de ratón por escisión de la herida.

En Vivo Proyección de imagen de especies reactivas de oxígeno en un murino herida modelo

La microscopía de dispersión Raman estimulada (SRS) permite obtener imágenes sin etiquetas de biomoléculas en función de su vibración intrínseca de enlaces químicos específicos. En este protocolo, se describe la configuración instrumental de un SRS integrado y un microscopio de fluorescencia de dos fotones para visualizar las estructuras celulares en la médula espinal de ratones vivos.

In vivo Imágenes de tejidos biológicos con fluorescencia combinada de dos fotones y microscopía de dispersión Raman estimulada

Aquí, presentamos un protocolo para la detección óptica de alta resolución de información química alrededor de dispositivos médicos implantados con imágenes químicas de luminiscencia excitada por rayos X (XELCI). Esta novedosa técnica de imagen se desarrolla en nuestro laboratorio que permite estudiar la bioquímica de infecciones asociadas a implantes.

Imágenes químicas de alta resolución espacial de infecciones asociadas a implantes con imágenes químicas de luminiscencia excitada por rayos X a través de tejidos

Aprende a construir una microsonda de radiometría intratisular para medir radiancia in situ en tejidos vivos gruesos. Esta técnica permite mediciones espectrales espacialmente resueltas en materiales altamente absorbentes.

Una microsonda de radiometría intratisular para medir la radiación in situ en tejido vivo

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