Name: Implantación y evaluación del melanoma en la coroides murina mediante tomografía de coherencia óptica (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-12-02T14:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 46 s
Description: Aprende a implantar y evaluar melanoma coroideo en ratones mediante tomografía de coherencia óptica. Este protocolo permite la inducción reproducible de tumores y su seguimiento en vivo para avanzar en la investigación oncológica.

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Este estudio fue apoyado en parte por la subvención 1304/20 de la Fundación de Ciencia de Israel (ISF), Israel, para Arie Marcovich. Agradecemos a Shahar Ish-Shalom y Ady Yosipovich, del Departamento de Patología, Centro Médico Kaplan, Rehovot, Israel, por el análisis histológico.

Los experimentos en el protocolo fueron aprobados por el Consejo Nacional Israelí de Experimentación Animal y cumplen con la Declaración ARVO para el uso de animales en la investigación oftálmica y de la visión. Para el presente estudio se utilizaron ratones hembra C57BL/6, de 8 a 10 semanas de edad, y se expusieron a ciclos de luz-oscuridad de 12/12 h. Los animales fueron obtenidos de una fuente comercial (ver Tabla de Materiales).
1. Cultivo celular
<ol><li>Cultivo de células B16LS9 en medio RPMI 1640, suplementadas con suero bovino fetal al 10%, 2 mM de L-glutamina, piruvato de sodio 1 mM, HEPES 25 mM, mezcla de vitaminas esenciales al 1%, penicilina 200 U/ml y estreptomicina de 200 mg/ml (ver Tabla de materiales), en una incubadora humidificada a 37 °C con 5% deCO2.</li>
	<li>Cosechar las células para inyección al 70% -80% de confluencia.</li>
</ol>2. Preparación animal
<ol><li>Preparar una mezcla anestésica de ketamina (75 mg/kg de peso corporal) y medetomidina (0,5 mg/kg de peso corporal). Anestesiar a los ratones inyectando la mezcla anestésica por vía intraperitoneal en una sola inyección.</li>
	<li>Aplicar oxibuprocaína anestésica oftálmica tópica (0,4%) en ambos ojos.</li>
	<li>Dilatar las pupilas del ratón aplicando tópicamente tropicamida (0,5%).</li>
</ol>3. Creación de una peritomía conjuntival y un tracto escleral en el espacio subcoroidal
<ol><li>Aplique hidroxietilcelulosa al 1,4% (consulte la Tabla de materiales) como lubricante en ambos ojos para evitar que se seque. Aplique tropicamida al 0,5% en el ojo derecho.</li>
	<li>Observe el ojo operado del ratón bajo un microscopio operativo (ver Tabla de materiales). Mantenga los párpados abiertos con fórceps intraoculares estériles.</li>
	<li>Usando fórceps intraoculares, sujetar la conjuntiva limbal superotemporal y tirar hacia una posición infranasal22. Asegure esta posición manteniéndola durante todo el procedimiento (Figura 1A).</li>
	<li>Con una punta de aguja de 30 G, realice una pequeña peritomía conjuntival (1-2 mm) en el área dorsal-temporal, aproximadamente 1-2 mm posterior al limbo. NOTA: El uso de agujas más finas puede prevenir la punción excesiva y permitir una mejor precisión de la ubicación del tumor.</li>
	<li>Retire el exceso de cápsula de Tenon de la abertura de la peritomía. NOTA: La cápsula de Tenon es una capa de tejido conectivo denso que rodea el globo del ojo22.</li>
	<li>En este lugar, inserte la punta de la aguja para penetrar a través de la esclerótica. Haga una escisión para crear un tracto en el espacio subcoroideo hasta que aparezca el color marrón de la coroides a través de la materia blanca expuesta de la esclerótica (Figura 1B).</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/64632/64632fig01.jpg"> Figura 1: Inoculación de células tumorales . (A) La conjuntiva limbal superotemporal se sostiene con fórceps intraoculares y se tira hacia una posición infranasal. (B) Se inserta la punta de una aguja de 30 G para penetrar a través de la esclerótica, y se realiza la escisión para crear una pista en el espacio subcoroideo. (C) Se inserta en la pista una jeringa cargada con células y montada con una aguja de 32 G, y se inyectan las células. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/64632/64632fig01large.jpg" target="_blank">Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.</a>
4. Inoculación de células de melanoma
<ol><li>Resuspender 70.000 células B16LS9 en 2 μL de PBS. Esta cantidad se estima por ojo.</li>
	<li>Cargue las células en una jeringa Hamilton de vidrio estéril de 10 μL (consulte la Tabla de materiales) montada con una aguja roma de 32 G torcida en un ángulo de 45°.</li>
	<li>Inserte la aguja de la jeringa cargada aproximadamente 2 mm en la pista creada en el paso 3.</li>
	<li>Inyectar 2 μL de suspensión celular.</li>
	<li>Mantenga la aguja en su lugar después de la inyección durante 2-3 s hasta que todo el líquido haya desaparecido.</li>
	<li>Retire la aguja tirando de ella suave y lentamente para evitar fugas de la pista (Figura 1C). NOTAS: El ajuste de la velocidad y la fuerza de inyección puede afectar el patrón de desarrollo del tumor. Se sugiere que estos parámetros sean calibrados por individuos que experimenten para identificar la fuerza y la velocidad correctas aplicadas. Un total de 70.000 células se determinó en experimentos preliminares. Sin embargo, como puede haber variaciones en los tipos o lotes de cultivos celulares o entre cepas de ratón, es necesaria la calibración de este número.</li>
</ol>5. Evaluación de la ubicación de la inyección
<ol><li>Observe el ojo inyectado mediante exploraciones OCT inmediatamente después de la inoculación de células de melanoma para identificar la aparición de desprendimiento de retina (DR), daño retiniano y / o células en el vítreo23. NOTAS: Vuelva a aplicar tropicamida, oxibuprocaína y etilcelulosa según sea necesario.</li>
	<li>Según los escaneos de OCT del paso 5.1, clasifique los patrones de RD21 de acuerdo con: (1) RD local-uno sitio de RD; (2) fuga en el material de la célula de observación vítrea en el vítreo; (3) RD extendido-múltiples sitios de RD.</li>
	<li>Predecir la localización del tumor en función de: (1) tumores coroideos locales esperados por DR; (2) fuga en los tumores vítreos esperados en el vítreo; (3) tumores variables y dispersos extendidos esperados por DR (Figura 2). NOTA: Solo se espera que los ratones con RD local (alrededor del 50%) desarrollen tumores que se limitan a la coroides.</li>
</ol>6. Predecir el tamaño del tumor en función de la altura de la DR
<ol><li>Mida la altura de la DR local en las exploraciones OCT utilizando un software de segmentación/análisis de OCT (consulte Tabla de materiales) y clasifíquela según los siguientes grupos: pequeño = &lt;300 μm; medio = 300-400 μm; grande = &gt;400 μm.</li>
	<li>Evaluar el volumen que se espera que alcancen los tumores dentro de los 5 días posteriores a la inyección de acuerdo con los siguientes criterios: Por lo general, se observa una altura mínima de DR en tumores de tamaño pequeño (volumen tumoral que varía de 0,0059 mm 3 a 0,07 mm 3 con un volumen medio de 0,027 ± 0,005 mm3). Se encuentra una altura RD media en tumores pequeños y medianos (volumen tumoral que varía de 0,015 mm 3 a 0,15 mm 3 con un volumen medio de 0,056 ± 0,016 mm3). Una gran altura de DR se asocia con un amplio rango de volúmenes tumorales de hasta 0,36 mm3. NOTA: El rango de tamaños tumorales esperados se obtuvo a partir de los resultados anteriores y se dividió en tres grupos de tumores pequeños, medianos y grandes.</li>
</ol>7. Procedimientos postoperatorios
<ol><li>Aplicar ofloxacino oftálmico 0,3% tópicamente.</li>
	<li>Revertir la anestesia inyectando clorhidrato de atipamezol (3 mg/kg) por vía subcutánea.</li>
	<li>Inyecte buprenorfina por vía subcutánea (0,05 mg/kg de peso corporal) dos veces al día durante 3 días para reducir el dolor y el sufrimiento de los animales.</li>
	<li>A los 5 días después de la inyección de células de melanoma, evalúe el tamaño del tumor siguiendo los pasos a continuación.<ol><li>Anestesiar a los ratones como se describe en el paso 2.1. Aplicar tropicamida (0,5%).</li>
		<li>Examine los ojos mediante exploraciones OCT longitudinales y sagitales y use el software de segmentación / análisis de OCT para medir el volumen y la localización del tumor.</li>
		<li>Calcule el volumen del tumor utilizando la fórmula24: V = a*b*c*6/π (a, b y c = longitud, anchura y altura, respectivamente).</li>
		<li>Examinar el tamaño del tumor cada 2-3 días como se describe en los pasos 7.4.1-7.4.3. NOTA: El procedimiento debe optimizarse si se utilizan diferentes cepas de ratón o líneas celulares.</li>
	</ol></li>
</ol>

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</ol>

Marcovich A.L.: Steba Biotech (P), Yeda Weizmann (P), EyeYon Medical (C, P), Mor Isum (P). (C) = Consultor; (P) = Patente. Todos los demás autores no tienen intereses en conflicto.

El melanoma uveal es una enfermedad devastadora para la cual se necesitan nuevos enfoques terapéuticos. Sin embargo, la investigación sobre el melanoma uveal y los tratamientos potenciales está limitada por los desafíos técnicos de los modelos animales de melanoma uveal 1,25. Los tumores oculares, que son inducidos por la inyección intraocular de células cancerosas, son muy variables tanto en localización como en tamaño, probablemente debido a las pequeñas dimens...

El melanoma uveal (UM) es la neoplasia maligna primaria intraocular más frecuente en adultos. Aproximadamente el 90% de los melanomas oculares se originan a partir de melanocitos en la región coroidea del tracto uveal1. La UM es una causa importante de morbilidad y mortalidad, ya que se estima que cerca del 50% de los pacientes desarrollan enfermedad metastásica, siendo el hígado el sitio principal de metástasis2. El tratamiento temprano de las lesiones primarias puede reducir la posibilidad de metástasis, pero ningún tratamiento eficaz previene la formación de metástasis3.
El tratamiento estándar del melanoma uveal incluye la terapia de irradiación, que se asocia con pérdida de la visión debido a neuropatía óptica, retinopatía, síndrome del ojo seco y cataratas. La resección quirúrgica generalmente se retrasa hasta que se reconoce y caracteriza el crecimiento de la lesión. Sin embargo, tal retraso puede permitir el desarrollo de la enfermedad metastásica4. En algunos casos, se requiere una enucleación inútil. Por supuesto, este procedimiento radical compromete la visión y resulta en un deterioro estético dramático.
Se han dedicado muchos esfuerzos al desarrollo de modelos experimentales para estudiar el melanoma uveal. Los modelos animales preclínicos que permiten una evaluación precisa de esta neoplasia maligna son clave para investigar nuevas estrategias diagnósticas y terapéuticas para el melanoma uveal. Los modelos animales experimentales de melanoma ocular se basan principalmente en la inoculación de células tumorales en ratones, ratas y conejos 5,6. Los modelos de ratón son rentables y ampliamente utilizados para estudios de melanoma debido a su rápida tasa de reproducción y alta similitud del genoma con los humanos. La línea celular de melanoma cutáneo murino B16 se utiliza comúnmente para inocular ratones C57BL6 e inducir tumores singénicos. Cuando se utiliza este modelo para inducir melanoma uveal, los ojos portadores de tumores generalmente necesitan ser enucleados 7-14 días después de la inoculación. Además, B16 es un modelo altamente invasivo. La naturaleza inmunoprivilegiada del ojo apoya la metástasis, y las metástasis generalmente se pueden detectar 3-4 semanas después de la inoculación de células tumorales. Los subcultivos de la línea B16 original muestran propiedades metastásicas distintas6. Por ejemplo, la línea de melanoma de Queens tiene una alta tasa metastásica 7,8. La línea celular B16LS9 tiene morfología de células dendríticas y se derivó de metástasis hepáticas de ratones C57BL/6 inyectados con la línea de melanoma cutáneo parental B16F19. Cuando se inyectaron en el compartimiento posterior del ojo, se demostró que estas células forman tumores intraoculares, que se asemejan histológicamente al melanoma uveal humano y forman metástasis específicas del hígado en ratones C57BL / 6, pero no en Balb / C, 10,11,12. Genéticamente, las células se caracterizan por una mayor expresión del protooncogén c-met, que actúa como receptor celular para el factor de crecimiento de hepatocitos13. En contraste, B16F10, eldécimo pasaje de la B16 parental, hace metástasis principalmente a los pulmones cuando se inocula intraocularmente14. Tanto B16F10 como B16LS9 están pigmentados12.
Varios desafíos clave limitan el éxito de los modelos murinos de melanoma uveal. En primer lugar, el reflujo de células tumorales puede conducir a melanoma extraocular o subconjuntival. En segundo lugar, el crecimiento tumoral después de la inoculación intraocular de células de melanoma es a menudo muy variable, lo que plantea dificultades para evaluar el tratamiento y el progreso. Otra dificultad importante es la capacidad limitada para seguir el crecimiento del tumor in vivo. Si bien las imágenes bioluminiscentes, como las de tumores que expresan luciferasa, se usan comúnmente para monitorear el crecimiento del tumor ocular15,16, no pueden proporcionar información sobre la ubicación intraocular del tumor. Por lo tanto, la evaluación del tumor se realiza típicamente después de la enucleación del ojo10,17. Esto limita en gran medida la capacidad de caracterizar ampliamente la progresión del tumor y la respuesta a los tratamientos. Otro obstáculo importante en el estudio del melanoma uveal es la dificultad para monitorear las lesiones en ratones pigmentados. Se requieren nuevos enfoques, que superen estas dificultades, para promover la investigación del melanoma uveal en modelos animales.
La tomografía de coherencia óptica (OCT) proporciona capacidades distintivas para obtener imágenes profundas en las diferentes secciones del ojo en alta resolución, lo que no tiene paralelo con otras metodologías, incluida la ecografía18,19. La imagen de OCT se ha utilizado en modelos animales para estudiar diversas enfermedades oculares20. Recientemente, la imagen de OCT fue demostrada como medio no invasivo para evaluar el crecimiento tumoral intraocular21. El protocolo descrito aquí describe la implantación de células de melanoma en la coroides murina y la utilización de OCT para predecir la localización y el tamaño del tumor intraocular en el momento de la inoculación celular.

<table><tbody><tr><td>10 &mu; Jeringa de vidrio L (Hamilton Co., Bonaduz, Suiza)</td><td>Agujas Hamilton</td><td>721711</td><td></td></tr><tr><td>30 G</td><td>BD Microbalance</td><td>2025-01</td><td></td></tr><tr><td>Clorhidrato de atipamezol</td><td>Orion Phrma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>B16LS9 células</td><td>de Hans Grossniklaus USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina&nbsp;</td><td>richter pharma</td><td>102047</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6 ratones hembra</td><td>Envigo</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mezcla de vitaminas esenciales</td><td>satorius</td><td>01-025-1A</td><td></td></tr><tr><td>Suero fetal bovino</td><td>renio</td><td>10270106</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>satorius</td><td>03-025-1B</td><td></td></tr><tr><td>Hidroxietilcelulosa 1,4% colirio</td><td>Fisher Pharmaceutical</td><td>390862</td><td></td></tr><tr><td>Software de segmentación OCT InSight&nbsp;</td><td>Phoenix Micron, Inc&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>bremer pharma GMBH (medimarket)</td><td>17889</td><td></td></tr><tr><td>L-glutamina</td><td>satorius</td><td>03-020-1B</td><td></td></tr><tr><td>Medetomidina&nbsp;</td><td>zoetis (vetmarket)</td><td>102532</td><td></td></tr><tr><td>Ofloxacina 0,3% colirio</td><td>allergan</td><td>E92170</td><td></td></tr><tr><td>Tomografía de coherencia óptica&nbsp;</td><td>Phoenix Micron, Inc&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oxibuprocaína 0,4%</td><td>Fisher Pharmaceutical</td><td>393050</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina-estreptomicina-anfoteracina</td><td>satorius</td><td>03-033-1B</td><td></td></tr><tr><td>Solución salina tamponada con fosfato (PBS)&nbsp;</td><td>satorius</td><td>02-023-1a</td><td></td></tr><tr><td>Medios celulares RPMI</td><td>satorius</td><td>01-104-1A</td><td></td></tr><tr><td>Piruvato de sodio</td><td>satorius</td><td>03-042-1B</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio quirúrgico</td><td>Zeiss</td><td>OPMI-6 CFC</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamide 0.5%</td><td>Fisher Pharmaceutical 390723</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

implantación y evaluación del melanoma en la coroides murina mediante tomografía de coherencia óptica

Implantation and Evaluation of Melanoma in the Murine Choroid via Optical Coherence Tomography

El establecimiento de modelos experimentales de melanoma coroideo es un desafío en términos de la capacidad de inducir tumores en la localización correcta. Además, las dificultades para observar el melanoma coroideo posterior in vivo limitan la localización del tumor y la evaluación del crecimiento en tiempo real. El enfoque descrito aquí optimiza las técnicas para establecer el melanoma coroideo en ratones a través de un procedimiento de inyección de células B16LS9 subcoroidea de varios pasos. Para permitir la precisión en la inyección en las pequeñas dimensiones de la úvea del ratón, el procedimiento completo se realiza bajo un microscopio. Primero, se forma una peritomía conjuntival en el área dorsal-temporal del ojo. Luego, se crea un tracto en el espacio subcoroideo insertando una aguja a través de la esclerótica expuesta. Esto es seguido por la inserción de una aguja roma en el tracto y la inyección de células de melanoma en la coroides. Inmediatamente después de la inyección, se utilizan imágenes de tomografía de coherencia óptica (OCT) no invasivas para determinar la ubicación y el progreso del tumor. El desprendimiento de retina se evalúa como un predictor del sitio y tamaño del tumor. El método presentado permite la inducción reproducible de melanoma localizado en coroides en ratones y la obtención de imágenes en vivo de la evaluación del crecimiento tumoral. Como tal, proporciona una herramienta valiosa para estudiar los tumores intraoculares.

Los ojos se examinaron a través de OCT inmediatamente después de la inyección de las células B16LS9. Se observó desprendimiento de retina local después de la inyección. Los ratones exhibieron tres patrones de DR: focal (Figura 2, panel superior), fuga al vítreo (Figura 2, panel medio) y RD extendida (Figura 2, panel inferior). La RD extendida es probablemente causada por el daño de la inyección. Hubo una asociación entre el...

El presente protocolo describe la implantación y evaluación del melanoma en la coroides murina mediante tomografía de coherencia óptica.

Implantación y evaluación del melanoma en la coroides murina mediante tomografía de coherencia óptica

Establishing experimental choroidal melanoma models is challenging in terms of the ability to induce tumors at the correct localization. In addition, ...

Establecer tumores como la parte posterior del ojo es un desafío. Este método permite la inducción de tumores de melanoma coroideo reproducibles en ratones, y la obtención de imágenes en vivo del crecimiento tumoral para su evaluación. Este protocolo utiliza imágenes OCT en vivo para evaluar la ubicación de los tumores ya en el momento de la inoculación de células tumorales y para seguir el crecimiento tumoral en animales vivos.El melanoma uveal es una enfermedad devastadora con una tasa cercana al 50% de metástasis. El desarrollo de modelos experimentales es clave para avanzar en la investigación dirigida a nuevas posibilidades terapéuticas. Una ventaja de este método es que la evaluación inmediata del éxito de la inyección permite llegar a grupos de estudio con tumores homogéneos y seguirlos continuamente mediante imágenes en vivo.Para examinar la progresión del tumor. Inyectar en los ojos del ratón pequeño requiere práctica. La capacidad de visualizar las células inyectadas le permite evaluar su éxito de inmediato y repetir con más ratones según sea necesario.Demostrando el procedimiento estará el Dr. Dimitri Gaber del Laboratorio de Investigación de Oftalmología del Centro Médico Kaplan. Para comenzar, aplique 0.4% de anestésico oftálmico tópico, oxibuprocaína a ambos ojos del ratón anestesiado. Luego aplique tópicamente 0.5% de Tropicamida en ambos ojos para dilatar las pupilas, seguido de 1.4% de hidroxietilcelulosa como lubricante para evitar el secado de los ojos.Observe un ojo del ratón bajo un microscopio operativo. Mantenga los párpados abiertos con fórceps intraoculares estériles. Luego sostenga la limbo-conjuntiva temporal superior y tire hacia una posición infranasal.Asegure esta posición sosteniendo la limbo-conjuntiva durante todo el procedimiento. Usando una punta de aguja de calibre 30 hacer una pequeña peritomía conjuntival en el área temporal dorsal aproximadamente de uno a dos milímetros posterior al limbo. Retire la cápsula de exceso de tendones de la abertura de la peritomía.Inserte la punta de la aguja para penetrar en la esclerótica creando una pista en el espacio subcoroideo hasta que aparezca el color marrón de la coroides a través de la materia blanca expuesta de la esclerótica. Cargue las células en una jeringa Hamilton de vidrio estéril de 10 microlitros montada con una aguja roma de calibre 32 torcida en un ángulo de 45 grados. Inserte la aguja de la jeringa cargada aproximadamente dos milímetros en el tracto creado e inyecte dos microlitros de la suspensión celular.Mantenga la aguja en su lugar después de la inyección durante dos o tres segundos hasta que todo el líquido se haya eliminado. Retire la aguja tirando de ella suavemente para evitar fugas del tracto. Inmediatamente después de la inoculación de células de melanoma, observe el ojo inyectado del animal mediante exploraciones OCT.Con base en las exploraciones, clasifique el desprendimiento de retina o los patrones de RD de acuerdo con tres categorías de RD local, Fuga en el vítreo o RD extendida. Abra un software de análisis de segmentación de OCT para predecir el tamaño del tumor en función de la altura de la RD. Mida la altura de la DR local en las exploraciones de OCT y clasifíquelas en tres grupos. En la fase postoperatoria, aplicar 0,3% de ofloxacino tópicamente.La predicción basada en OCT del crecimiento tumoral después de la inyección de células subcoroideas se representa en esta figura. Los ratones exhibieron tres patrones de RD, Focal, Leakage To The Vitreous y Extended RD. Hubo una asociación entre el patrón de DR inmediatamente después de la inyección y la localización de los tumores cinco días después de la inyección. La DR focal se asoció con el crecimiento de células tumorales que se limitó a la coroides.Sin embargo, la observación de células en el vítreo después de la inyección en animales que mostraban RD focal indicó crecimiento tumoral en la cavidad vítrea y la coroides. cuando se observó RD extendida después de la inyección, los tumores se dispersaron por toda la coroides y el vítreo después de cinco días. El rango de tamaños tumorales inducidos en este modelo se puede dividir en pequeño, mediano y grande.Aquí se muestran imágenes representativas de la medición de OCT de la altura de RD después de la inyección, y la imagen de fondo de ojo correspondiente, una exploración horizontal de OCT de la altura y anchura del tumor en el quinto día después de la inyección, y su imagen de fondo de ojo correspondiente, y la sección correspondiente de ojo teñido de H&E que demuestra mediciones tumorales comparables. Aquí se presentan las mediciones del volumen tumoral de ratones que presentaron DR pequeña, mediana o grande inmediatamente después de la inyección celular. El ajuste de la fuerza de inyección puede afectar el tamaño y la ubicación del tumor.Es importante calibrar esto y evaluar el patrón de desprendimiento de retina inducido por OCT después de la inyección. La imagen en vivo de los tumores coroideos es una herramienta experimental importante que permite examinar el efecto de diferentes factores o terapias potenciales sobre la progresión tumoral.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Cancer Research

Investigación del cáncer

Este video muestra una técnica de imagen in vivo para detectar y cuantificar la inflamación ocular en un modelo de ratón de uveítis postinfecciosa. La técnica, conocida como tomografía de coherencia óptica (OCT, por sus siglas en inglés), genera imágenes transversales de alta resolución del ojo para evaluar la progresión de la enfermedad.

Tomografía de coherencia óptica para evaluar la uveítis en un modelo de ratón

Source: Jagodzinska, J., et. al., Tomografía de Coherencia Óptica: Imágenes de las Células Gangliales de la Retina del Ratón In Vivo. J. Vis. Exp. (2017)  En este video, demostramos el uso de la tomografía de coherencia óptica de dominio espectral (SD-OCT) para obtener imágenes de las capas de la retina y evaluar los cambios estructurales en un modelo de ratón modificado genéticamente con neuropatía óptica.

Obtención de imágenes in vivo de la retina del ratón mediante tomografía de coherencia óptica

Hemos establecido un modelo ortotópico de glioblastoma cortical en ratones para intravital microscopía de dos fotones que recapitula las limitaciones biofísicas normalmente en juego durante el crecimiento del tumor. Una ventana de cristal crónica reemplazando el cráneo por encima de la del tumor permite el seguimiento de la progresión del tumor con el tiempo por microscopía de dos fotones.

El mantenimiento de un modelo de ratón ortotópico Glioblastoma Restricciones cerebral parenquimatosa físicas y Conveniente para intravital microscopía de dos fotones

Describimos una plataforma de imágenes animales no invasiva que permite la detección, cuantificación y seguimiento del crecimiento y la recurrencia del cáncer de ovario. Este modelo de xenoinjerto intraperitoneal imita el perfil clínico de las pacientes con cáncer de ovario.

Modelo murino de imagen no invasivas para detectar y vigilar cáncer ovárico de Recurrencia

Este manuscrito describe un protocolo para la proyección de imagen en vivo de la retina de ratón con tomografía de coherencia óptica de alta resolución de dominio espectral (SD-OCT). Se centra en las células ganglionares de la retina (RGC) en la región de pepipapilar, con varios análisis y cuantificación de enfoques descritos.

Tomografía de coherencia óptica: Proyección de imagen de ratón ganglionares de la retina las células In Vivo

Presentamos la utilidad de la proyección de imagen longitudinal en vivo en el seguimiento de los cambios morfológicos del neovascularization coroides laser-inducida en ratones.

En Vivo La proyección de imagen multimodal y análisis del modelo de neovascularización coroidea inducida por láser Mouse

El siguiente procedimiento describe un método para el control espacial y temporal del inicio del tumor melanocítico en la piel dorsal murina, utilizando un modelo de ratón modificado genéticamente. Este protocolo describe el inicio de melanoma cutáneo macroscópico y microscópico.

Control espacial y temporal de la iniciación del melanoma murino a partir de células madre de melanocitos mutantes

Aquí, describimos una técnica de imagen in vivo utilizando tomografía de coherencia óptica para facilitar el diagnóstico y la medición cuantitativa de la retinopatía en ratones.

Aplicación de la tomografía de coherencia óptica a un modelo de retinopatía en ratones

El presente protocolo describe los pasos para alinear las imágenes de fibragrafía de tomografía de coherencia óptica en luz visible (vis-OCTF) in vivo con imágenes confocales ex vivo de la misma retina de ratón con el fin de verificar la morfología del haz de axones de las células ganglionares de la retina observada en las imágenes in vivo .

Alineación de figramas de tomografía de coherencia óptica en luz visible con imágenes confocales de la misma retina de ratón

Se describe un método que usa irradiación periférica dirigida a inducir un comportamiento a la fatiga como en ratones. La dosis de irradiación no letal seleccionado conduce a una reducción de una semana de duración de la actividad voluntaria rueda de funcionamiento.

Un modelo de ratón de la fatiga inducida por irradiación periférica

Aprende a implantar y evaluar melanoma coroideo en ratones mediante tomografía de coherencia óptica. Este protocolo permite la inducción reproducible de tumores y su seguimiento en vivo para avanzar en la investigación oncológica.

Implantación y evaluación del melanoma en la coroides murina mediante tomografía de coherencia óptica

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