Name: Recolección de parásitos de peces isópodos gnatíidos marinos con trampas de luz (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-09-25T14:35:00.000+00:00
Duration: 6 min 43 s
Description: Aprende a recolectar isópodos gnatíidos parásitos de peces en arrecifes de coral usando trampas de luz de PVC. Este método permite capturar etapas juveniles alimentadas y no alimentadas para estudiar dinámicas poblacionales.

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La financiación fue proporcionada por la Fundación Nacional de Ciencias de los Estados Unidos (NSF OCE 2023420 y DEB 2231250, P. Sikkel PI). Agradecemos al municipio de Dumaguete City, Negros Oriental, Filipinas, por el permiso para realizar este estudio. También agradecemos a los muchos voluntarios por su asistencia de campo y al personal y a nuestros colegas del Instituto de Ciencias Ambientales y Marinas de la Universidad de Silliman por su apoyo.

La recolección de muestras fue autorizada por el Departamento de Agricultura-Oficina de Pesca y Recursos Acuáticos (0154-18 DA-BFAR) de conformidad con las leyes y reglamentos filipinos (LR Nº 9147; FAO 233) y aprobado por el comité de ética animal de la Universidad de Silliman (SU).
1. Trampas de luz
<ol><li>Construcción<ol><li>Construya trampas de luz a partir de tubos comerciales de cloruro de polivinilo (PVC) diseñados originalmente para plomería. Utilice PVC de 10-15 cm de diámetro cortado a 30-40 cm de longitud (Figura 1).</li>
		<li>En ambos extremos de los tubos, agregue "tapas" de PVC con un embudo de acrílico transparente insertado en el centro de la abertura y pegue en su lugar con pegamento epoxi transparente (Figura 1). Deja que se seque.</li>
		<li>Asegúrese de que un extremo del tubo tenga una tapa atornillable o extraíble y que ambos extremos sean herméticos cuando la trampa esté "cerrada" (por ejemplo, con la adición de una junta tórica).</li>
	</ol></li>
	<li>Fuente de luz<ol><li>Antes del despliegue, encienda una luz/antorcha subacuática (consulte la Tabla de materiales) y colóquela en el tubo, frente a uno de los embudos transparentes, de modo que la luz de la antorcha subacuática ilumine el área frente a un lado del tubo. Si es necesario, se pueden usar barras luminosas químicas en lugar de antorchas submarinas, aunque su intensidad de luz es menor. NOTA: La luz atrae a una variedad de pequeños organismos nocturnos31, incluyendo gnatíidos, y los impulsa a nadar en el tubo a través del embudo transparente. Una vez que han entrado en el tubo, no pueden escapar debido a la geometría de la trampa de luz (pequeña abertura del embudo) y la presencia continua de una fuente de luz.</li>
	</ol></li>
	<li>Colocación<ol><li>Cuando esté en el agua en el sitio de despliegue, llene las trampas de luz, con la luz encendida, con agua de mar, y asegure ambos extremos. Para asegurarse de que la antorcha no esté por debajo o bloqueando la punta del embudo, incline la "parte delantera" del tubo hacia arriba para permitir que la antorcha se deslice hacia atrás lejos del embudo.</li>
		<li>Coloque trampas en el fondo marino, en la arena o los escombros, junto a cabezas de coral u otras estructuras complejas conocidas por atraer peces. Enfoca el cono de luz "hacia adentro", hacia áreas donde los peces se agregan. NOTA: En aguas poco profundas, las trampas se pueden colocar buceando con la respiración. Una implementación más profunda requiere buceo.</li>
	</ol></li>
	<li>Recuperación<ol><li>Inmediatamente antes de recuperar la trampa, selle las aberturas de ambos embudos (en cada extremo del tubo) con un trozo de arcilla para modelar o sellado de tapón de goma, manteniendo toda el agua de mar y los organismos contenidos dentro. NOTA: Los organismos permanecerán en la trampa una vez que las baterías de las luces hayan expirado y la luz ya no esté iluminada. Esto proporciona flexibilidad cuando se recuperan las trampas ("tiempo de remojo"). Los factores a considerar al decidir sobre el tiempo de remojo se presentan a continuación (ver Discusión).</li>
	</ol></li>
	<li>Transporte<ol><li>Una vez que las trampas hayan sido recuperadas del fondo, llévelas a un bote o nade hasta la orilla.</li>
		<li>Mantenga las trampas cerca de la temperatura ambiente del agua de mar una vez que se retire del océano.</li>
		<li>Transpórelos al laboratorio para su procesamiento lo antes posible, ya que no se realizará ningún intercambio de gas o agua una vez retirados del océano.</li>
	</ol></li>
</ol>2 Procesamiento de laboratorio
<ol><li>Almacenamiento y filtrado de las muestras<ol><li>Una vez que las trampas de luz se retiren del océano y se devuelvan al laboratorio, vacíe su contenido en cubos con agua de mar fresca.</li>
		<li>Agregue aireación para mantener vivos los organismos hasta que se filtren.</li>
		<li>Filtre el contenido del cubo vertiendo a través de un embudo forrado con malla de plancton de 50-100 μm, luego vacíe el contenido en un recipiente de 100 ml de agua de mar fresca.</li>
		<li>Use una pipeta para extraer de este recipiente más pequeño para colocar alícuotas de la muestra en una placa de Petri para microscopía. Repita hasta que se haya procesado toda la muestra.</li>
	</ol></li>
	<li>Identificación y cría de isópodos gnatíidos<ol><li>Debido a que las muestras de trampa de luz atraen a múltiples especies de pequeños invertebrados, examine cuidadosamente las muestras para identificar y eliminar los isópodos gnatíidos. El aumento de 10-20x es lo mejor para esta tarea (Figura 2). NOTA: La identificación de gnatíidos a nivel familiar no requiere especímenes vivos. Sin embargo, los gnatíidos adultos, que rara vez son capturados en trampas ligeras, son necesarios para la identificación morfológica de especies y la cría (véase la referencia 1,3,9 para una metodología para la cría y cría de gnatíidos en cautividad).</li>
		<li>En los casos en que los gnatíidos necesitan mantenerse vivos para la cría, retírelos suavemente con una pipeta y colóquelos en pequeños recipientes de plástico con agua de mar fresca.</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol><li>Sikkel, P. C., Welicky, R. L. The ecological significance of parasitic crustaceans. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSikkel%2C+PC+%22Parasitic+Crustacea%22">Parasitic Crustacea</a>. 17 (17), Springer. Cham. 421-477 (2019).</li>
<li>Svavarsson, J., Bruce, N. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+gnathiid+isopod+crustaceans+%28Cymothoida%29+from+Heron+Island+and+Wistari+Reef%2C+southern+Great+Barrier+Reef%5BTitle%5D)+AND+%22Zootaxa%22%5BJournal%5D)">New gnathiid isopod crustaceans (Cymothoida) from Heron Island and Wistari Reef, southern Great Barrier Reef.</a> Zootaxa. 4609 (1), 4609(2019).</li>
<li>Shodipo, M. O., Sikkel, P. C., Smit, N. J., Hadfield, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+record+and+molecular+characterisation+of+two+Gnathia+species+%28Crustacea%2C+Isopoda%2C+Gnathiidae%29+from+Philippine+coral+reefs%2C+including+a+summary+of+all+Central-Indo+Pacific+Gnathia+species%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+for+Parasitology%3A+Parasites+and+Wildlife%22%5BJournal%5D)">First record and molecular characterisation of two Gnathia species (Crustacea, Isopoda, Gnathiidae) from Philippine coral reefs, including a summary of all Central-Indo Pacific Gnathia species.</a> International Journal for Parasitology: Parasites and Wildlife. 14, 355-367 (2021).</li>
<li>Losey, G. S. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cleaning+symbiosis+in+Puerto+Rico+with+comparison+to+the+tropical+Pacific%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Cleaning symbiosis in Puerto Rico with comparison to the tropical Pacific.</a> 4 (4), 960-970 (1974).</li>
<li>Grutter, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parasite+infestation+increases+on+coral+reefs+without+cleaner+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Parasite infestation increases on coral reefs without cleaner fish.</a> Coral Reefs. 37, 15-24 (2018).</li>
<li>Smit, N. J., Davies, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+curious+life-style+of+the+parasitic+stages+of+gnathiid+isopods%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Parasitology.+58%22%5BJournal%5D)">The curious life-style of the parasitic stages of gnathiid isopods.</a> Advances in Parasitology. 58. , 289-391 (2004).</li>
<li>Tanaka, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+history+of+gnathiid+isopods-current+knowledge+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Plankton+and+Benthos+Research%22%5BJournal%5D)">Life history of gnathiid isopods-current knowledge and future directions.</a> Plankton and Benthos Research. 2 (1), 1-11 (2007).</li>
<li>Sikkel, P. C., Schaumburg, C. S., Mathenia, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Diel+infestation+dynamics+of+gnathiid+isopod+larvae+parasitic+on+Caribbean+reef+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Diel infestation dynamics of gnathiid isopod larvae parasitic on Caribbean reef fish.</a> Coral Reefs. 25, 683-689 (2006).</li>
<li>Santos, T. R. N., Sikkel, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Habitat+associations+of+fish-parasitic+gnathiid+isopods+in+a+shallow+reef+system+in+the+central+Philippines%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biodiversity%22%5BJournal%5D)">Habitat associations of fish-parasitic gnathiid isopods in a shallow reef system in the central Philippines.</a> Marine Biodiversity. 4, 83-96 (2019).</li>
<li>Nagel, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+vision+in+host-finding+behaviour+of+the+ectoparasite+Gnathia+falcipenis+%28Crustacea%29%5BTitle%5D)+AND+%22Isopoda%29.+Marine+and+Freshwater+Behaviour+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">The role of vision in host-finding behaviour of the ectoparasite Gnathia falcipenis (Crustacea).</a> Isopoda). Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 42 (1), 31-42 (2009).</li>
<li>Sikkel, P. C., Sears, W. T., Weldon, B., Tuttle, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+experimental+field+test+of+host-finding+mechanisms+in+a+Caribbean+gnathiid+isopod%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">An experimental field test of host-finding mechanisms in a Caribbean gnathiid isopod.</a> Marine Biology. 158, 1075-1083 (2011).</li>
<li>Vondriska, C., Dixson, D. L., Packard, A. J., Sikkel, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentially+susceptible+host+fishes+exhibit+similar+chemo-attractiveness+to+a+common+coral+reef+ectoparasite%5BTitle%5D)+AND+%22Symbiosis%22%5BJournal%5D)">Differentially susceptible host fishes exhibit similar chemo-attractiveness to a common coral reef ectoparasite.</a> Symbiosis. 81 (3), 247-253 (2020).</li>
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<li>Sikkel, P. C., Cheney, K. L., Côté, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+evidence+for+ectoparasites+as+a+proximate+cause+of+cleaning+interactions+in+reef+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Animal+Behaviour%22%5BJournal%5D)">In situ evidence for ectoparasites as a proximate cause of cleaning interactions in reef fish.</a> Animal Behaviour. 68 (2), 241-247 (2004).</li>
<li>Sikkel, P. C., Herzlieb, S. E., Kramer, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Compensatory+cleaner-seeking+behavior+following+spawning+in+female+yellowtail+damselfish%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Ecology+Progress+Series%22%5BJournal%5D)">Compensatory cleaner-seeking behavior following spawning in female yellowtail damselfish.</a> Marine Ecology Progress Series. , 1-11 (2005).</li>
<li>Triki, Z., Grutter, A. S., Bshary, R., Ros, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+short-term+exposure+to+ectoparasites+on+fish+cortisol+and+hematocrit+levels%5BTitle%5D)+AND+%22Marine+Biology%22%5BJournal%5D)">Effects of short-term exposure to ectoparasites on fish cortisol and hematocrit levels.</a> Marine Biology. 163, 1-6 (2016).</li>
<li>Hayes, P. M., Smit, N. J., Grutter, A. S., Davies, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Unexpected+response+of+a+captive+blackeye+thicklip%2C+Hemigymnus+melapterus+%28Bloch%29%2C+from+Lizard+Island%2C+Australia%2C+exposed+to+juvenile+isopods+Gnathia+aureamaculosa+Ferreira+%26+Smit%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Fish+Diseases%22%5BJournal%5D)">Unexpected response of a captive blackeye thicklip, Hemigymnus melapterus (Bloch), from Lizard Island, Australia, exposed to juvenile isopods Gnathia aureamaculosa Ferreira & Smit.</a> Journal of Fish Diseases. 34 (7), 563-566 (2011).</li>
<li>Grutter, A. S., Pickering, J. L., McCallum, H., McCormick, M. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+micropredatory+gnathiid+isopods+on+young+coral+reef+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Impact of micropredatory gnathiid isopods on young coral reef fishes.</a> Coral Reefs. 27 (3), 655-661 (2008).</li>
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<li>Sellers, J. C., Holstein, D. M., Botha, T. L., Sikkel, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lethal+and+sublethal+impacts+of+a+micropredator+on+post-settlement+Caribbean+reef+fishes%5BTitle%5D)+AND+%22Oecologia%22%5BJournal%5D)">Lethal and sublethal impacts of a micropredator on post-settlement Caribbean reef fishes.</a> Oecologia. 189, 293-305 (2019).</li>
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<li>Artim, J. M., Hook, A., Grippo, R. S., Sikkel, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predation+on+parasitic+gnathiid+isopods+on+coral+reefs%3A+a+comparison+of+Caribbean+cleaning+gobies+with+non-cleaning+microcarnivores%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Predation on parasitic gnathiid isopods on coral reefs: a comparison of Caribbean cleaning gobies with non-cleaning microcarnivores.</a> Coral Reefs. 36, 1213-1223 (2017).</li>
<li>Artim, J. M., Sikkel, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+coral+repels+a+common+reef+fish+ectoparasite%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Live coral repels a common reef fish ectoparasite.</a> Coral Reefs. 32, 487-494 (2013).</li>
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<li>Sikkel, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+abundance+of+fish-parasitic+gnathiid+isopods+associated+with+warm-water+bleaching+events+on+the+northern+Great+Barrier+Reef%5BTitle%5D)+AND+%22Coral+Reefs%22%5BJournal%5D)">Changes in abundance of fish-parasitic gnathiid isopods associated with warm-water bleaching events on the northern Great Barrier Reef.</a> Coral Reefs. 38 (4), 721-730 (2019).</li>
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</ol>

Los autores declaran que no hay que hacer ninguna divulgación.

Las trampas de luz tradicionales, como las utilizadas para recolectar peces larvales, son grandes y están suspendidas en la columnade agua 34. En contraste, las trampas de luz descritas aquí son pequeñas y se despliegan en el fondo del mar. Estas trampas se pueden transportar fácilmente y desplegar rápidamente. Se pueden colocar mediante buceo de retención de la respiración (libre) en sitios poco profundos (como en este estudio) o en sitios más profundos, y atraen tanto a los alimentados como a lo...

Los crustáceos parásitos son importantes en la ecología y las historias de vida de los peces de arrecife. La biomasa y la energía que eliminan de sus huéspedes son considerables e influyen en el comportamiento, la fisiología y la supervivencia1. Los crustáceos isópodos gnatíidos representan el grupo más prominente de parásitos de peces en los sistemas de arrecifes tropicales y subtropicales, donde son abundantes y diversos 2,3 y son el alimento principal de los peces limpiadores 4,5. Los gnatíidos son generalmente de 1-3 mm de tamaño. Tienen historias de vida inusuales en las que solo las tres etapas juveniles se alimentan de la sangre y los fluidos corporales de los peces 6,7. Son más activos por la noche8,9, y aunque la visión parece desempeñar algún papel, la búsqueda de huéspedes 10 depende en gran medida de las señales olfativas para encontrar huéspedes11,12. Cada una de las tres etapas de alimentación juvenil se alimenta de un solo pez huésped, con cada alimento separado por una fase de muda. Después de la alimentación final, las larvas de la tercera etapa se metamorfosean en adultos que no se alimentan, que se reproducen y luego mueren. Dado que la alimentación requiere solo una breve asociación con el huésped, mientras que cada intervalo entre alimentaciones dura días, los gnatíidos pasan la mayor parte de su vida viviendo libremente en el bentos.
Los gnatíidos impactan a los huéspedes de múltiples maneras1. Además de su papel como impulsores de las interacciones entre peces más limpios y clientes 13,14,15, los gnatíidos pueden aumentar los niveles de cortisol y disminuir el hematocrito en peces adultoshuéspedes 16 y en grandes cantidades, incluso pueden causar la muerte 17. Para los peces juveniles, incluso un solo gnatiido puede ser fatal18,19,20, e incluso si el pez sobrevive, su capacidad para competir por el espacio y escapar de los depredadores se ve comprometida20,21,22. Evitar los gnatíidos puede incluso constituir uno de los beneficios de la migración nocturna en algunos peces de arrecife23.
Además de los peces más limpios, las poblaciones de gnatíidos pueden verse afectadas por otros peces microcarnívoros24, así como por los corales25,26. El calentamiento del océano y la pérdida asociada de corales vivos parecen tener impactos opuestos en los gnatíidos27,28,29.
Dada su clara importancia ecológica y la probable influencia del cambio ambiental antropogénico en sus poblaciones, hay razones de peso para incluirlos en los estudios ecológicos de los arrecifes de coral. Sin embargo, su historia de vida única y el pequeño número de investigadores que los estudian crean una barrera para el desarrollo, la implementación y la difusión de métodos de muestreo confiables y reproducibles para recolectarlos para la investigación.
Las trampas de luz se han utilizado durante mucho tiempo para recolectar pequeños organismos marinos por la noche30,31. Aprovechan y se basan en el hecho de que muchos organismos nocturnos activos, incluidos los artrópodos, se sienten atraídos por la luz. Tradicionalmente se han utilizado para recolectar organismos planctónicos en la columna de agua30. Sin embargo, los principios básicos se pueden aplicar a la recolección de organismos que nadan libremente y que están activos cerca del bentos. Aquí presentamos un método de captura de luz adaptado para recolectar etapas de vida libre de isópodos gnatíidos cerca del fondo del océano en entornos remotos de arrecifes de coral como Filipinas. Para recolectar en áreas remotas, estas trampas de luz (Figura 1) ofrecen algunas ventajas sobre otros métodos desarrollados para recolectar estos organismos32. Son altamente portátiles y duraderos, requiriendo solo tres partes, que son fáciles de obtener y económicas. También son de flotabilidad negativa, ya que cuando se despliegan, están completamente llenos de agua de mar. Debido a que dependen de la luz para la atracción, solo son efectivos por la noche para recolectar especies nocturnamente activas. También atraen más que las especies objetivo, lo que requiere la clasificación de las muestras bajo un alcance de disección para obtener los organismos objetivo. Hasta ahora, nuestro equipo y colaboradores han utilizado tres métodos para recolectar gnatíidos en sistemas de arrecifes de coral en todo el mundo32. Estos incluyen trampas de emergencia, trampas vivas cebadas para peces y trampas ligeras, cada una con ventajas y limitaciones.

<table><tbody><tr><td>Cubos, pequeños recipientes</td><td></td> de <td>muestra Ferretería</td><td></td></tr><tr><td>Embudos</td><td>Nº 2209-03</td><td>Embudos: AMERICAN SCIENTIFIC LLC SE&nbsp;-&nbsp; 75 mm (3")&nbsp;</td><td>https://us.vwr.com/store/product/8884369/plastic-funnels</td></tr><tr><td>Cuerpo principal de las trampas de luz (fabricadas con tubos de saneamiento de PVC disponibles en el mercado)</td> <td>(SKU 145640)&nbsp;</td><td>Tubos Sanitarios de PVC Alasco Serie 1000 107mm/4'&nbsp;</td><td>https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-pipe-series-1000/.&nbsp; Esta marca se puede encontrar en Filipinas. También se pueden utilizar otras marcas de simular</td></tr><tr><td>Plastilina&nbsp;</td><td></td><td>Se puede encontrar en tiendas de juguetes para niños y</td> suministros <td>de arte Para sellar el embudo después de retreival</td></tr><tr><td>Malla de plancton (50-100 y micro; m)</td><td></td><td>cualquier marca y fuente de renombre</td><td>https://www.adkinstruments.in/products/plankton-nets-in-various-mesh-size-1633936883</td></tr><tr><td>Tapas de rosca para la trampa</td><td></td> de luz <td>Alasco&nbsp; Sanitarios &nbsp; Limpieza&nbsp; 4"</td><td>https://alascopvcpipes.com/product/alasco-standard-sanitary-upvc-clean-out/. Esta marca se puede encontrar en Filipinas. También se pueden utilizar otras marcas de simular</td></tr><tr>Equipo <td></td> de<td>buceo/snorkel</td><td>de cualquier marca y fuente</td><td></td>de renombre</tr><tr><td>Microscopios</td><td></td> estereoscópicos <td>Proveedores</td><td></td>científicos</tr><tr><td>Toques subacuáticos</td><td></td><td>Princeton Tec Ecoflare o&nbsp; Fantasea Nanospotter 6023</td><td></td></tr></tbody></table>

recolección de parásitos de peces isópodos gnatíidos marinos con trampas de luz

Collecting Marine Gnathiid Isopod Fish Parasites with Light Traps

Se presenta un método para recolectar parásitos de peces isópodos gnatíidos marinos con el uso de trampas de luz. Los isópodos gnatíidos son un grupo importante de parásitos de peces marinos que se alimentan de sangre y fluidos de peces huéspedes, principalmente por la noche. Al igual que las garrapatas y los mosquitos en tierra, se asocian solo temporalmente con su huésped y pasan la mayor parte de su vida viviendo libremente en el bentos. Dada su alta movilidad y asociación transitoria y predominantemente nocturna con los huéspedes, no se pueden recolectar fácilmente capturando huéspedes de vida libre. Sin embargo, se sienten fácilmente atraídos por las fuentes de luz submarinas, creando la oportunidad de recogerlas en trampas de luz. Aquí se describen el diseño y los pasos individuales involucrados en el despliegue y procesamiento de trampas de luz especialmente adaptadas para recolectar etapas de vida libre de isópodos gnatíidos. Se presentan y discuten los resultados de la muestra y las posibles modificaciones del protocolo básico para una variedad de necesidades de muestreo diferentes.

Para el muestreo en el centro de Filipinas, se utilizó el diseño de la trampa delineada (Figura 1). Cuando se colocaron 36 trampas durante la noche (en un sitio), se recolectaron de 1 a 1343 gnatíidos por trampa (275 ± 54). Estos incluyeron etapas juveniles alimentadas y no alimentadas (Figura 2; Tabla 1, 2). Estos resultados demuestran la efectividad de las trampas de luz para recolectar isópodos gnatíidos en las condiciones de estudio. <strong...

Presentamos un método para recolectar parásitos de peces isópodos gnatíidos marinos utilizando trampas de luz colocadas en sitios de campo a través del buceo con retención de la respiración o el buceo.

Recolección de parásitos de peces isópodos gnatíidos marinos con trampas de luz

A method to collect marine gnathiid isopod fish parasites with the use of light traps is presented. Gnathiid isopods are a major group of marine fish ...

Los crustáceos parásitos son factores importantes en la ecología y la historia de vida de los peces de arrecife. Con la biomasa y la energía que eliminaron de sus anfitriones siendo considerable e influyendo en el comportamiento, la fisiología y la supervivencia. Los crustáceos isópodos gnatíidos representan el grupo más prominente de parásitos de peces en los sistemas de arrecifes tropicales y subtropicales, donde son abundantes y diversos y son el alimento principal de los peces más limpios.Los gnatíidos tienen historias de vida inusuales en las que solo las tres etapas juveniles se alimentan de sangre y fluidos corporales de peces, mientras que en la etapa adulta, ya no se alimentan. Dado que la alimentación requiere solo una breve asociación con el huésped, mientras que cada intervalo de interalimentación dura días, los gnatíidos pasan la mayor parte de su vida viviendo libremente en el bentos. Dadas las muchas formas en que los gnatíidas impactan a sus anfitriones, hay razones convincentes para incluirlos en estudios ecológicos de arrecifes de coral.Sin embargo, su historia de vida única y el pequeño número de investigadores que los estudian crean una barrera para el desarrollo, implementación y difusión de métodos de muestreo reproducibles confiables para recolectarlos para la investigación. Las trampas de luz se han utilizado durante mucho tiempo para recolectar pequeños organismos marinos por la noche. Aprovechan y se basan en el hecho de que muchos organismos nocturnos activos, incluidos los artrópodos, se sienten atraídos por la luz.Tradicionalmente, se han utilizado para recolectar organismos planctónicos en la columna de agua. Sin embargo, los principios básicos se pueden aplicar a la recolección de organismos de natación libre que están activos cerca del bentos. Aquí presentamos un método de captura de luz adaptado para recolectar etapas de vida libre de isópodos gnatíidos cerca del fondo del océano en entornos remotos de arrecifes de coral como Filipinas.En la recolección de áreas remotas, estas trampas ofrecen algunas ventajas sobre otros métodos que se han desarrollado para recolectar estos organismos. Son altamente portátiles y duraderos y requieren solo tres partes, que son fáciles de obtener y económicas. También son negativamente flotantes.Debido a que dependen de la luz para la atracción, solo son efectivos por la noche para recolectar especies nocturnamente activas. También atraen más que las especies objetivo, lo que requiere la clasificación de las muestras bajo un microscopio de disección para obtener los organismos objetivo. Trampas de luz. Construcción.Las trampas de luz se construyen mejor a partir de tubos comerciales de PVC diseñados originalmente para fines de plomería. Use PVC de 20 a 25 centímetros de diámetro cortado de 30 a 40 centímetros de longitud. En ambos extremos del tubo, agregue tapas de PVC con embudos de acrílico transparente insertados en el centro de la abertura y pegue en su lugar con pegamento epoxi transparente.Asegúrese de que un extremo del tubo tenga un tornillo en la tapa extraíble y que ambos extremos sean herméticos cuando la trampa esté cerrada. Fuente de luz. Antes del despliegue, se debe encender una antorcha submarina, como un Fantasea nano spotter 6023, y colocarse en el tubo frente al embudo transparente de modo que la luz de la antorcha subacuática ilumine el exterior frente a un lado del tubo.La luz atrae a una variedad de pequeños organismos nocturnos, incluidos los gnatíidos, y los impulsa a nadar en el tubo con el embudo transparente. Una vez que han entrado en el tubo, no pueden escapar debido a la geometría de la trampa de luz y la presencia continua de una fuente de luz. Colocación. Llene las trampas de luz con la luz encendida y con agua de mar y asegure ambos extremos.Coloque trampas en el fondo del mar en la arena o los escombros junto a las cabezas de coral u otras estructuras complejas conocidas por atraer peces. Enfoca el cono de luz hacia adentro hacia las áreas donde se agregan los peces. En aguas poco profundas, las trampas se pueden colocar mediante buceo de retención de la respiración.Una implementación más profunda requiere buceo. Recuperación. Los organismos permanecerán en la trampa una vez que las baterías de las luces hayan expirado y la luz ya no esté encendida. Esto proporciona flexibilidad en el tiempo en que se recuperan las trampas.Inmediatamente antes de recuperar la trampa, selle las aberturas de ambos embudos en cada extremo del tubo con un trozo de arcilla o sellado de tapón de goma, manteniendo toda el agua de mar y los organismos contenidos dentro. Transporte. Una vez que las trampas han sido recuperadas del fondo, pueden ser llevadas por buzos a un bote o nadadas a tierra. Sin embargo, es mejor mantener las trampas lo más cerca posible de la temperatura ambiente del agua de mar una vez que se hayan retirado del océano.Transpórelos al laboratorio para su procesamiento lo antes posible, ya que no se realizará ningún intercambio de gas o agua una vez retirados del océano. Procesamiento de laboratorio. Almacenamiento y filtrado de muestras.Una vez que se retiren las trampas de luz del océano y se devuelvan al laboratorio, vacíe su contenido en cubos con agua de mar fresca. Agregue aireación para mantener vivos los organismos hasta que se filtren. Filtre el contenido del cubo vertiendo a través de un embudo forrado con malla de plancton de 50 a 100 UM.Luego vacíe el contenido en un recipiente de cien mililitros de agua de mar fresca. Use una pipeta para extraer de este pequeño recipiente para colocar alícuotas de la muestra en una placa de Petri para microscopía. Repita hasta que se haya procesado toda la muestra.Identificación y cría de isópodos gnatíidos. Debido a que las muestras de trampa de luz atraerán múltiples especies de pequeños invertebrados, las muestras deben examinarse cuidadosamente para identificar y eliminar los isópodos de Gnathiids. Un aumento de 10 a 20 veces es lo mejor para esta tarea.La identificación de gnatíidos a nivel familiar no requiere especímenes vivos. Sin embargo, los gnatíidos adultos, que rara vez son atrapados en trampas ligeras, son necesarios para la identificación morfológica de especies y para la reproducción. Por lo tanto, en los casos en que los gnatíidos necesitan mantenerse vivos de la cría, retírelos suavemente con una pipeta y colóquelos en pequeños recipientes de plástico con agua de mar fresca.Resultados representativos. El muestreo en el centro de Filipinas, el diseño de la trampa de contorno se utilizó cuando las trampas se colocaron durante la noche. Se recolectaron de uno a 1, 343 gnatíidos por trampa.Estos incluyeron etapas juveniles alimentadas y no alimentadas. Estos resultados demuestran claramente la efectividad de las trampas de luz para recolectar isópodos gnatíidos en las condiciones de estudio. Este método para la recolección de gnatíidos es efectivo y suficientemente flexible para una variedad de sitios de campo y preguntas científicas.Por ejemplo, en un estudio de Artim et al en 2020 en el Caribe, donde utilizaron trampas de luz para cuantificar la cobertura de coral y la biomasa de peces en la abundancia de gnatíidos. Conclusión. Mientras que otras técnicas se han desarrollado y utilizado para recolectar gnatíidos, esta técnica es particularmente eficiente. Si bien las trampas de luz descritas aquí atraen a una amplia gama de pequeños invertebrados móviles, la composición de esta captura incidental es muy variable.Sin embargo, cuando se establecen en un hábitat que incluye escombros y peces, los gnatíidos se capturan constantemente. Aunque este estudio de demostración se centró en sitios en Filipinas, trampas de un diseño similar también se han utilizado con éxito para estudios en sitios en la región del Caribe y la Gran Barrera de Coral.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Los ensayos conductuales proporcionan herramientas poderosas para comprender la función neuronal. En este trabajo se presentan varios protocolos para cuantificar el comportamiento alimentario depredador encontrado en el nematodo modelo Pristionchus pacificus y sus parientes. Además, proporcionamos métodos para analizar las adaptaciones de alimentación de los depredadores, incluidas las estructuras de la boca y los dientes.

El ensayo de los comportamientos de alimentación depredadores en<em&gt; Pristionchus</em&gt; Y otros nematodos

Plancton y partículas en suspensión juegan un papel importante en los ciclos biogeoquímicos en el mar. Aquí, nos proporcionan un método ultra limpia y bajo estrés para la colección de varios tamaños de partículas y plancton en el mar con la capacidad de manejar grandes volúmenes de agua de mar.

Un aparato de múltiples capas ultra limpio para recoger plancton marino tamaño fraccionado y partículas en suspensión

El enfoque del marcador trófica ácidos grasos, es decir, la asimilación de ácidos grasos como toda molécula y transferencia en tejido consumidor leves o no modificación, se ve obstaculizada por las brechas de conocimiento en el metabolismo de ácidos grasos de invertebrados de suelo pequeño. Isotopologue perfilado se presenta como una valiosa herramienta para desentrañar las interacciones tróficas.

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El percebe Balanus (Amphibalanus) improvisus es un modelo para el estudio de osmoregulación y antifouling. Sin embargo, natural desove estacional produce una fuente impredecible de larvas de cyprid. Aquí, se describe un protocolo para el cultivo de todo el año de B. improvisus , incluyendo la producción de larvas. Se ilustra el uso de percebes cultivadas en estudios de expresión génica.

El percebe Balanus improvisus como modelo Marina - cultivo y expresión del gen

Pez cebra (Danio rerio) se están convirtiendo en un modelo animal vertebrado usados para la colonización microbiana y la patogenesia. Este protocolo describe el uso del protozoo Paramecium caudatum como vehículo de infección transmitidas por los alimentos en las larvas de pez cebra. P. caudatum internaliza las bacterias y haz tomado por larval pez cebra a través el comportamiento natural de aprovecharme.

Utilizando el protozoo Paramecium caudatum como un vehículo para las infecciones transmitidas por los alimentos en las larvas de pez cebra

El protocolo se centra en la recolección de muestras de tortugas marinas, describiendo todos los pasos desde la recuperación animal y la necropsia hasta la clasificación y cuantificación de la basura marina ingerida. Además, los resultados representativos muestran cómo utilizar los datos recogidos para elaborar los posibles umbrales para el buen estado medioambiental.

Recopilación de datos sobre la ingestión de basura marina en tortugas marinas y umbrales para un buen estado medioambiental

Aquí se presenta un protocolo para una técnica monocelular basada en microscopía de epifluorescencia para cuantificar las tasas de pastoreo en eucariotas depredadores acuáticos con alta precisión y resolución taxonómica.

Bacterias etiquetadas fluorescentes como un rastreador para revelar nuevos caminos de flujo de carbono orgánico en ecosistemas acuáticos

Este es un protocolo para modelar el espectro de tamaño (relación de escalado entre la masa individual y la densidad de población) para los datos combinados de peces e invertebrados de arroyos y ríos vadeables. Los métodos incluyen: técnicas de campo para recolectar muestras cuantitativas de peces e invertebrados; métodos de laboratorio para estandarizar los datos de campo; y análisis estadístico de datos.

Modelar el espectro de tamaño para macroinvertebrados y peces en ecosistemas de arroyos

Oikopleura dioica es un organismo modelo de tunicado en diversos campos de la biología. Describimos métodos de muestreo, identificación de especies, configuración de cultivo y protocolos de cultivo para los animales y piensos de algas. Destacamos los factores clave que ayudaron a fortalecer el sistema de cultura y discutir los posibles problemas y resoluciones.

Muestreo y cultivo simplificados del larvato y cordorágico cosmopolitan, Oikopleura dioica

Este protocolo presenta un método para evaluar la tasa de alimentación del crustáceo perforador de madera, Limnoria, mediante la medición de la producción de pellets fecales. Este método está diseñado para su uso en laboratorios no especializados y tiene potencial para su incorporación en protocolos de prueba estándar, para evaluar la durabilidad mejorada de la madera en condiciones marinas.

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Los levantamientos ópticos de arrastre ofrecen un método no invasivo para muestrear poblaciones de peces de fondo y proporcionan datos a mayor escala que los estudios tradicionales de arrastre. Este artículo ofrece un procedimiento generalizado para un levantamiento óptico de pesca de fondo en Nueva Inglaterra.

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Aprende a recolectar isópodos gnatíidos parásitos de peces en arrecifes de coral usando trampas de luz de PVC. Este método permite capturar etapas juveniles alimentadas y no alimentadas para estudiar dinámicas poblacionales.

Recolección de parásitos de peces isópodos gnatíidos marinos con trampas de luz

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