Name: Normothermic ex vivo liver machine perfusión en ratón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-09-25T14:25:00.000+00:00
Duration: 13 min 14 s
Description: Aprenda a establecer un sistema de perfusión hepática normotérmica ex vivo en ratones para investigar mecanismos moleculares y aditivos de perfusado. Este método permite estudios reproducibles de reparación de órganos.

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A lo largo de la redacción de este documento, he recibido un gran apoyo y asistencia. Me gustaría agradecer especialmente a mi compañero de equipo XinPei Chen por su maravillosa colaboración y apoyo paciente durante mi operación.

Los experimentos con animales se realizaron de acuerdo con las regulaciones y directrices alemanas actuales para el bienestar animal y las directrices ARRIVE para la presentación de informes de investigación con animales. El protocolo de experimentación animal fue aprobado por el Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Turingia, Alemania (Número de aprobación: UKJ - 17 - 106).
NOTA: Se utilizaron ratones machos C57BL/6J con un peso de 34 ± 4 g (media ± error estándar de la media [SEM]) como donantes de hígado. Se mantuvieron en condiciones ambientales controladas (50% de humedad y 18 - 23 ° C) con acceso gratuito a comida de ratón estándar y agua. Durante todo el procedimiento quirúrgico, se mantuvo una frecuencia respiratoria superior a 60 respiraciones/min y la temperatura corporal se mantuvo por encima de 34 °C.
1. Preparación
<ol><li>Configuración de la tabla de operaciones
	<ol><li>Autoclave todos los instrumentos quirúrgicos y consumibles para fines de esterilización.</li>
		<li>Encienda todos los equipos, incluida la tabla de calentamiento y la electrocoagulación.</li>
		<li>Introducir una jeringa de 50 ml con 25 ml de solución salina heparinizada (2.500 U/L) en una incubadora tibia (37 °C).</li>
		<li>Coloque los instrumentos quirúrgicos, la sutura de seda 6 - 0, el aplicador de algodón pequeño estéril, la solución salina veterinaria (500 ml) y las esponjas de gasa no tejida (10 cm x 10 cm) en la mesa de operaciones apropiadamente.</li>
		<li>Coloque una aguja de 26 G en la mesa de operaciones para crear un pequeño orificio en la tapa del tubo de microcentrífuga de 0,5 ml para recibir el tubo biliar para la recolección de bilis.</li>
		<li>Coloque la cánula (cánula de poliuretano 1 Fr o cánula de polietileno UT - 03) y un tubo de microcentrífuga esterilizado de 0,5 ml para la recolección de bilis en la mesa de operaciones.</li>
	</ol></li>
	<li>Cánula de vena porta hecha a sí misma
	<ol><li>Sujete la cánula 2 Fr con fórceps y perfore la pared con una aguja de 30 G a una distancia de 1 cm del extremo de la cánula. Empuje la aguja a través de la cánula hasta que la punta de la aguja se haga visible.</li>
		<li>Recorte la punta de la cánula dando como resultado un triángulo afilado.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparación de solución salina heparinizada
	<ol><li>Preparar 25 mL de solución salina heparinizada con una concentración final de 2.500 UI/mL.</li>
		<li>Retire todas las burbujas de aire y coloque la jeringa en la incubadora a 40 °C.</li>
	</ol></li>
	<li>Demostración del sistema de perfusión
	<ol><li>Consulte la Figura 1 para conocer los componentes principales del sistema de perfusión de la máquina.</li>
	</ol></li>
	<li>Configuración de la cámara del órgano
	<ol><li>Consulte la figura 2 para el diseño de la cámara del órgano.</li>
	</ol></li>
	<li>Configuración del sistema de perfusión
	<ol><li>Active el programa de gráficos de laboratorio para el monitoreo de la presión.</li>
		<li>Conecte el calibrador de presión y el sensor de presión a nivel de la cámara del órgano.</li>
		<li>Ajuste el calibrador de presión para que lea 0 mmHg y compruebe el valor correspondiente en el software de control de presión.</li>
		<li>Ajuste el calibrador de presión para que lea 20 mmHg y vuelva a comprobar el valor correspondiente en el software de control de presión.</li>
		<li>Encienda el baño maría y precaliente la cámara del órgano a 40 °C.</li>
		<li>Enjuague todo el sistema de plomería dos veces con agua desionizada destilada durante 30 minutos cada una, asegurando la eliminación completa de la solución desinfectante.</li>
		<li>Inicie la circulación de la solución desinfectante en todo el sistema durante una duración de 20 minutos para garantizar una desinfección completa.</li>
		<li>Encienda la mezcla de gases (95% de oxígeno (O2) y 5% de dióxido de carbono (CO2).</li>
	</ol></li>
	<li>Relleno de perfusión
	<ol><li>Complementar 250 ml de medio E de Williams con 50 ml de suero bovino fetal, 3 ml de penicilina/estreptomicina (1 mg/ml), 0,17 ml de insulina (100 IE/ml), 0,34 ml de heparina (5000 U/ml) y 0,07 ml de hidrocortisona (100 mg/2 ml) para preparar el medio E de Williams completo.</li>
		<li>Agregue volúmenes iguales (150 ml) de perfusión al depósito y a la cámara del órgano para cebar el sistema. NOTA: Se debe prestar especial atención a mantener la esterilidad durante el proceso de llenado. El perfusato se bombea constantemente a través de estos dos componentes clave de la máquina de recirculación cerrada de perfusión.</li>
		<li>Encienda la bomba peristáltica a velocidad media (15 ml/min) para cebar el sistema de perfusión con el medio oxigenado.</li>
	</ol></li>
</ol>2. Explantación hepática
<ol><li>Preparación preoperatoria
	<ol><li>Pesa al animal. Preparar el analgésico buprenorfina (0,3 mg/ml) (0,05 mg/kg peso vivo).</li>
		<li>Conecte la cámara de inducción con la toma de corriente. Girar el oxígeno a 0,5 L/min. Convertir el isoflurano al 3%.</li>
		<li>Coloque al animal en la cámara hasta que se alcance la anestesia profunda (reflejo de enderezamiento positivo).</li>
		<li>Use una micro jeringa para aplicar una dosis de analgesia adaptada al peso corporal por vía subcutánea.</li>
		<li>Use una afeitadora eléctrica para recortar el pelaje de la piel abdominal.</li>
		<li>Transfiera el ratón a la mesa de operaciones y encienda el vaporizador de isoflurano al 2,5% para mantener la anestesia. Confirme la profundidad de la anestesia probando el reflejo interdigital del dedo del pie.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparación del abdomen del ratón.
	<ol><li>Coloque el ratón en posición supina.</li>
		<li>Prueba del reflejo interdigital para confirmar dos veces la profundidad apropiada de la anestesia. Fije las cuatro extremidades con cinta adhesiva.</li>
		<li>Desinfecte ambos lados del abdomen hasta la línea axilar media usando tres rondas consecutivas de yodo-alcohol. Use una gasa esterilizada no tejida para cubrir el área alrededor del campo quirúrgico.</li>
		<li>Haga una incisión transversal de 3 cm 1 cm por debajo de la xifoidea en el área abdominal del ratón con tijeras para bebés Metzenbaum y fórceps quirúrgicos.</li>
		<li>Extienda la incisión de la piel bilateralmente a la línea medioaxilar en ambos lados.</li>
		<li>Haga con cuidado una incisión longitudinal de 2 cm a lo largo de la línea alba con tijeras de resorte.</li>
		<li>Corte a través de la capa muscular abdominal con electrocoagulación y tijeras de resorte Vannas.</li>
		<li>Coloque cuidadosamente un trozo de gasa húmeda para proteger el hígado de la electrocoagulación.</li>
		<li>Use una sutura de seda 6 - 0 con la aguja redonda para retraer el proceso xifoide para una mejor exposición del ligamento coronario.</li>
		<li>Use dos retractores de costillas para exponer completamente la cavidad abdominal del ratón.</li>
		<li>Mueva cuidadosamente el intestino delgado fuera de la cavidad abdominal con un hisopo de algodón húmedo para exponer completamente el hilio.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparación del colédoco
	<ol><li>Transecto de los ligamentos falciforme, frénico y gastrohepático con tijeras afiladas.</li>
		<li>Libere cuidadosamente el conducto biliar común con pinzas curvas finas sin dientes. NOTA: El conducto biliar común se daña muy fácilmente y se rompe. Una vez que se rompe, no se puede canular. Debido a la dirección de la posición anatómica, es mejor usar pinzas curvas.</li>
		<li>Coloque dos bucles de sutura de seda 6 a 0 sobre el conducto biliar común en preparación para el siguiente paso.</li>
	</ol></li>
	<li>Canulación del colédoco
	<ol><li>Perfore cuidadosamente el conducto biliar con una aguja de 30 G. Use pinzas curvas puntiagudas para agrandar el orificio pequeño y ajustarlo a la canulación del conducto biliar.</li>
		<li>Use pinzas de canulación de vasos para agarrar la cánula del conducto biliar y empujarla hacia el conducto biliar.</li>
		<li>Asegure dos veces la cánula con los bucles de sutura preestablecidos 6 - 0. NOTA: Durante la canulación se siente resistencia por bilis. Si la fuerza no está bien controlada, la cánula será empujada fuera del tracto biliar por la presión del flujo de salida de bilis. Ajuste cuidadosamente la profundidad de la cánula. Si es demasiado profundo, puede dañar el conducto biliar, y si no es lo suficientemente profundo, puede salirse.</li>
		<li>Observe el flujo de bilis en la cánula después de una canulación exitosa.</li>
	</ol></li>
	<li>Preparación de la vena porta
	<ol><li>Sujete la vena porta con fórceps planos y libere cuidadosamente el tejido conectivo con fórceps curvos. No tire con fuerza para evitar causar desgarro de la vena porta. Una vez que la vena porta está dañada, es difícil volver a canular la vena porta.</li>
		<li>Diseccionar el PV justo superior a la bifurcación y colocar el primer asa de sutura usando una sutura de seda 6 - 0 en PV cerca de la confluencia para su uso posterior.</li>
		<li>Coloque el segundo asa de sutura para la fijación posterior de la PV lo más cerca posible del hilio hepático.</li>
	</ol></li>
	<li>Canulación de la vena porta
	<ol><li>Use un clip arterial para cerrar la vena porta distal.</li>
		<li>Con mucho cuidado, perfore la vena porta con una de las cánulas de la vena porta anteriores. El flujo sanguíneo se puede observar claramente dentro de la cánula después de una punción exitosa.</li>
		<li>Asegure la cánula PV con el asa de sutura 6 - 0 precolocada.</li>
	</ol></li>
	<li>Enrojecimiento del hígado
	<ol><li>Aumentar el isoflurano al 5% y sacrificar al ratón con una sobredosis de inhalación de isoflurano.</li>
		<li>Tome la solución salina de heparina precalentada de la incubadora. Retire todas las burbujas de aire formadas dentro de la solución salina heparinizada.</li>
		<li>Fije la jeringa con solución salina heparinizada precalentada en la bomba de la jeringa.</li>
		<li>Conecte el tubo de extensión de la bomba de la jeringa a la cánula de la vena porta, ajuste la velocidad a 2 ml / min y comience el lavado del hígado.</li>
		<li>Observe el color del hígado al final del procedimiento de lavado. Extirpe el hígado una vez que el color se vuelva amarillo homogéneo.</li>
		<li>Transección del diafragma, vena cava inferior suprahepática, vena cava infrahepática, arteria hepática, vena porta distal y cualquier tejido conectivo restante.</li>
		<li>Coloque el hígado en la placa de Petri.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Conexión hepática y de cámara
<ol><li>Transferencia hepática
	<ol><li>Transfiera cuidadosamente el hígado a la cámara del órgano con una placa de Petri.</li>
		<li>Mantenga una pequeña cantidad de solución salina en la placa de Petri para evitar que el hígado se seque. NOTA: La vena porta y el conducto biliar se pueden torcer fácilmente durante este procedimiento, lo que puede afectar la perfusión hepática y la recolección de bilis.</li>
	</ol></li>
	<li>Conexión de cánula de la vena porta
	<ol><li>Infunda lentamente solución salina normal en la cánula de la vena porta con una jeringa para evacuar las burbujas de aire en la cánula.</li>
		<li>Conecte la cánula de la vena porta en el tubo de salida de perfusión en la cámara del órgano.</li>
	</ol></li>
	<li>Conexión de la cánula del conducto biliar
	<ol><li>Guiar la cánula del conducto biliar del ratón a través de la válvula de una tapa de goma que está conectada a la cámara del órgano.</li>
		<li>Inserte la cánula del conducto biliar en un microtubo de 0,5 ml preparado previamente con un pequeño orificio en la tapa.</li>
		<li>Coloque el microtubo sobre arcilla fuera de la cámara del órgano.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Ajuste el caudal según la presión fotovoltaica
<ol><li>Encienda la bomba peristáltica a partir de 1 ml/min.</li>
	<li>Compruebe la lectura de la presión de la vena porta para ajustar el caudal.</li>
	<li>Mantenga la presión de la vena porta en el rango fisiológico entre 7 - 10 mmHg ajustando el caudal. NOTA: El caudal nominal puede variar ligeramente dependiendo del uso y posicionamiento de los tubos.</li>
</ol>5. Recogida de muestras
<ol><li>Obtenga muestras de perfusión de entrada del tubo de entrada de la vena porta y muestras de perfusión de salida de la cámara del órgano en intervalos de 3 horas.</li>
	<li>Recoger muestras de todos los lóbulos hepáticos para su análisis histológico al final del período de perfusión de 12 h.</li>
</ol>

No hay conflictos de intereses financieros que revelar.

Pasos críticos en el protocolo Los dos pasos cruciales en la explantación hepática son la canulación de la vena porta (PV) y la posterior canulación del conducto biliar (BD). Estos pasos son de suma importancia para garantizar el éxito de la recuperación de órganos y los procedimientos posteriores de perfusión o trasplante.
Desafíos y soluciones La canulación PV presenta tres desafíos: lesión de la pared del vaso, desplazamiento del catéter y viabilidad ...

El trasplante de hígado representa el tratamiento estándar de oro para las personas con enfermedad hepática terminal. Lamentablemente, la demanda de órganos de donantes supera la oferta disponible, lo que lleva a una escasez significativa. En 2021, aproximadamente 24,936 pacientes estaban en la lista de espera para un injerto de hígado, mientras que solo 9,234 trasplantes se realizaron con éxito1. La disparidad significativa entre la oferta y la demanda de injertos hepáticos destaca la necesidad apremiante de investigar estrategias alternativas para ampliar el grupo de donantes y mejorar la accesibilidad de los injertos hepáticos. Una forma de ampliar el grupo de donantes es utilizar donantes marginales2. Los donantes marginales incluyen aquellos con edad avanzada, esteatosis moderada o grave. Aunque el trasplante de órganos marginales puede producir resultados favorables, los resultados generales siguen siendo subóptimos. Como resultado, el desarrollo de estrategias terapéuticas dirigidas a mejorar la función de los donantes marginales está actualmente en marcha 3,4.
Una de las estrategias es utilizar la máquina de perfusión, especialmente la perfusión normotérmica oxigenada de máquina, para mejorar la función de estos órganos marginales5. Sin embargo, todavía hay una comprensión limitada de los mecanismos moleculares que subyacen a los efectos beneficiosos de la perfusión normotérmica oxigenada de la máquina (NEVLP). Los ratones, con su abundante disponibilidad de cepas modificadas genéticamente, sirven como modelos valiosos para investigar las vías moleculares. Por ejemplo, la importancia de las vías de autofagia en la mitigación de la lesión por isquemia-reperfusión hepática ha sido cada vez más reconocida 6,7. Una vía molecular importante en la lesión por isquemia-reperfusión hepática es la vía miR-20b-5p/ATG78. Actualmente, hay una serie de cepas de ratón knockout ATG y knock-out condicional disponibles, pero no hay cepas de rata correspondientes9.
Sobre la base de estos antecedentes, el objetivo era generar una plataforma NEVLP miniaturizada para injertos hepáticos de ratón. Esta plataforma facilitaría la exploración y evaluación de posibles estrategias modificadas genéticamente destinadas a mejorar la funcionalidad del hígado del donante. Además, era esencial que el sistema fuera adecuado para la perfusión a largo plazo, permitiendo el tratamiento ex vivo del hígado, comúnmente conocido como "reparación de órganos".
Teniendo en cuenta la disponibilidad limitada de datos in vitro relevantes sobre la perfusión hepática en ratones, la revisión de la literatura se centró en estudios realizados en ratas. Se realizó una búsqueda sistemática de literatura que abarca de 2010 a 2022 utilizando palabras clave como "perfusión hepática normotérmica", "ex vivo o in vitro" y "ratas". Esta búsqueda tuvo como objetivo identificar las condiciones óptimas en roedores, lo que nos permitió determinar el enfoque más adecuado.
El sistema de perfusión consiste en un depósito amortiguador de vidrio sellado con camisa de agua, una bomba de rodillos peristáltica, un oxigenador, una trampa de burbujas, un intercambiador de calor, una cámara de órganos y un sistema de tubos de ciclo cerrado (Figura 1). El sistema garantiza un mantenimiento preciso de una temperatura de perfusión constante de 37 °C utilizando una máquina termostática dedicada. La bomba de rodillos peristálticos impulsa el flujo del perfusión en todo el circuito. El circuito de perfusión se inicia en el depósito aislado con camisa de agua. Posteriormente, el perfusato se dirige a través del oxigenador, que recibe una mezcla de gases de 95% de oxígeno y 5% de dióxido de carbono de una botella de gas dedicada. Después de la oxigenación, el perfusato pasa a través de la trampa de burbujas, en la que cualquier burbuja atrapada es redirigida de nuevo al depósito por la bomba peristáltica. El perfusión restante fluye a través del intercambiador de calor y entra en la cámara del órgano, desde donde regresa al depósito.
Aquí, informamos nuestras experiencias estableciendo un NEVLP para hígados de ratón y compartimos los resultados prometedores de un experimento piloto realizado utilizando el medio oxigenado sin portadores de oxígeno.

<table><tbody><tr><td>0,5 ml Micro Tubo PP</td><td>Sarstedt</td><td>72699</td><td></td></tr><tr><td>1 Fr Cánula de Goma</td><td>Vygon</td><td>Cánula</td><td></td>de Muestra</tr><tr><td>10 &micro; L Micro Jeringa</td><td>Hamilton</td><td>701N</td><td></td></tr><tr><td>2 Fr Cánula de Goma</td><td>Vygon</td><td>Cánula</td><td></td>de Muestra</tr><tr><td>24 G Cánula</td><td>de Mariposa Terumo</td><td>SR+OF2419</td><td></td></tr><tr><td>26 G Cánula de Mariposa</td><td>Terumo</td><td>SR+DU2619WX</td><td></td></tr><tr><td>30 G Aguja Hipodérmica Estéril</td><td>100246</td><td></td><td></td></tr><tr><td>50 ml Bomba de Jeringa</td><td>Braun 110356</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 Perma-Hand Seide</td><td>Ethicon</td><td>639H</td><td></td></tr><tr><td>Clip Arterial Braun</td><td></td><td>BH014R</td><td></td></tr><tr><td>Cámara Húmeda Esterilizable en Autoclave</td><td>Hugo Sachs Elektronik</td><td>73-4733</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador de Algodón Grande&nbsp;</td><td>NOBA Verbandmittel Danz GmbH</td><td>974018</td><td></td></tr><tr><td>Trampa</td><td>de burbujas Hugo-Sachs-Elektronik</td><td>V83163</td><td></td></tr><tr><td>Buprenovet (0,3 mg / ml)</td><td>Elanco</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>CIDEX OPA solución (2 L)</td><td>Cilag GmbH</td><td>20391</td><td></td></tr><tr><td>Unidad electroquirúrgica para corte monopolar VIO&reg; 50 C</td><td>ERBE</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Suero fetal bovino (500 ml)&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F7524-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Mezcla de gases (95 % de oxígeno y 5 % de dióxido de carbono)</td><td></td>Baños de circulación de suministro <td></td>/ calefacción <td>para la casa</td></tr> <tr><td></td><td>Harvard-Apparatus</td><td>75-0310</td><td></td></tr><tr><td>Heparina 5000 (I.E. /5 ml)</td><td>Braun</td><td>1708.00.00</td><td></td></tr><tr><td>Hidrocortisona (100 mg / 2 ml)</td><td>Pfizer</td><td>15427276</td><td></td></tr><tr><td>Insulina (100 IE / ml)</td><td>Sigma</td><td>I0516-5ML</td><td></td></tr><tr><td>Tijeras de iris&nbsp;</td><td>Fine Science Instruments</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran (250 ml)</td><td>Cp-Pharma</td><td>1214</td><td></td></tr><tr><td>Oxigenador de membrana</td><td>Hugo Sachs Elektronik</td><td>T18728</td><td></td></tr><tr><td>Microscopio de microcirugía&nbsp;</td>Juego de retractores de ratón <td>Leica</td><td>M60</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Carfil Quality</td><td>180000056</td><td></td></tr><tr><td>NanoZoomer 2.0 HT</td><td>Hamamatsu</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Esponjas no tejidas&nbsp;</td><td>Kompressen</td><td>866110</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina Estreptomicina (1 mg / ml)&nbsp;</td><td>C.C.Pro</td><td>Tubo de extensión de perfusión Z-13-M</td><td></td></tr><tr><td>(30 cm)</td><td>Braun</td><td>4256000</td><td></td></tr><tr><td>Bomba peristáltica</td><td>Harvard-Apparatus</td><td>P-70</td><td></td></tr><tr><td>Placa de Petri 100x15 mm</td><td>VWR&reg;</td><td>391-0578</td><td></td></tr><tr><td>Povidon-Jod (Vet-Sep Spray)</td><td>Livisto</td><td>799-416</td><td></td></tr><tr><td>Simulador de Transductor de Presión UTAH</td><td>Productos Médicos</td><td>650-950</td><td></td></tr><tr><td>Transductores de Presión Arterial Reutilizables</td><td>AD Instruments</td><td>MLT-0380/D</td><td></td></tr><tr><td>S & Pinza de canulación de vasos en T</td><td>Fine Science Instruments</td><td>00608-11</td><td></td></tr><tr><td>Aplicador de algodón pequeño</td><td>NOBA Verbandmittel Danz GmbH</td><td>Pinza recta 974116</td><td></td></tr><tr><td>10 cm&nbsp;</td><td>Fine Science Instruments</td><td>00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas de atado de suturas</td><td>Fine Science Instruments</td><td>11063-07</td><td></td></tr><tr><td>Jeringa 50ml Perfusor Original</td><td>Braun</td><td>8728810F-06</td><td></td></tr><tr><td>UT - 03 Cánula</td><td>Unique Medical, Japón</td><td>/</td><td></td></tr><tr><td>Vannas Tijeras de resorte</td><td>Fine Science Instruments</td><td>15018-10</td><td></td></tr><tr><td>Suero Fisiológico Veterinario (500 ml)</td><td>WDT</td><td>18X1807</td><td></td></tr><tr><td>Depósito con camisa de agua&nbsp; 2 L</td><td>Harvard-Apparatus</td><td>73-3441</td><td></td></tr><tr><td>William's E Medium (500 ML)</td><td>Thermofischer Scientific</td><td>A1217601</td><td></td></tr></tbody></table>

normothermic ex vivo liver machine perfusión en ratón

Normothermic Ex Vivo Liver Machine Perfusion in Mouse

Este protocolo presenta un sistema NEVLP optimizado libre de eritrocitos utilizando hígados de ratón. La preservación ex vivo de hígados de ratón se logró mediante el empleo de cánulas modificadas y técnicas adaptadas de equipos comerciales convencionales de perfusión ex vivo . El sistema se utilizó para evaluar los resultados de preservación después de 12 h de perfusión. Los ratones C57BL / 6J sirvieron como donantes de hígado, y los hígados fueron explantados canulando la vena porta (PV) y el conducto biliar (BD), y posteriormente enjuagando el órgano con solución salina heparinizada tibia (37 ° C). Luego, los hígados explantados se transfirieron a la cámara de perfusión y se sometieron a perfusión normotérmica oxigenada de máquina (NEVLP). Las muestras de perfusión de entrada y salida se recogieron a intervalos de 3 h para el análisis de perfusión. Al finalizar la perfusión, se obtuvieron muestras de hígado para el análisis histológico, con integridad morfológica evaluada mediante Suzuki-Score modificado a través de tinción de Hematoxilina-Eosina (HE). Los experimentos de optimización arrojaron los siguientes hallazgos: (1) los ratones que pesaban más de 30 g se consideraron más adecuados para el experimento debido al mayor tamaño de su conducto biliar (BD). (2) una cánula de poliuretano de 2 Fr (diámetro exterior = 0,66 mm) fue más adecuada para canular la vena porta (PV) en comparación con una cánula de polipropileno. Esto se atribuyó al agarre mejorado del material de poliuretano, lo que resultó en un deslizamiento reducido del catéter durante la transferencia del cuerpo a la cámara del órgano. (3) para la canulación del conducto biliar (BD), se encontró que una cánula de poliuretano de 1 Fr (diámetro exterior = 0,33 mm) era más efectiva en comparación con la cánula de polipropileno UT - 03 (diámetro exterior = 0,30 mm). Con este protocolo optimizado, los hígados de ratón se conservaron con éxito durante 12 h sin un impacto significativo en la estructura histológica. La tinción de hematoxilina-eosina (HE) reveló una arquitectura morfológica bien conservada del hígado, caracterizada por hepatocitos predominantemente viables con núcleos claramente visibles y dilatación leve de sinusoides hepáticos.

Establecimiento del procedimiento quirúrgico Se utilizaron un total de 17 animales para este experimento: 14 ratones se emplearon para optimizar el proceso de obtención de órganos, incluida la canulación de la vena porta (PV) y el conducto biliar (BD), mientras que se utilizaron 3 ratones para validar el procedimiento (Tabla 1). Los resultados histológicos (Figura 3) se compararon para facilitar la identificación de la condición óptima de perfusión.
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Se creó un sistema normotérmico de perfusión hepática ex vivo (NEVLP) para hígados de ratón. Este sistema requiere experiencia en microcirugía, pero permite resultados de perfusión reproducibles. La capacidad de utilizar hígados de ratón facilita la investigación de vías moleculares para identificar nuevos aditivos de perfusión y permite la ejecución de experimentos centrados en la reparación de órganos.

Normothermic ex vivo liver machine perfusión en ratón

This protocol presents an optimized erythrocytes-free NEVLP system using mouse livers. Ex vivo preservation of mouse livers was achieved by employing ...

Normothermic Ex-Vivo Liver Machine Perfusion in Mouse. La perfusión hepática oxigenada normatérmica es una estrategia prometedora para rescatar órganos marginales y se ha introducido recientemente en la práctica clínica. Sin embargo, los mecanismos moleculares subyacentes no se comprenden bien.Se necesita un modelo de ratón para estudiar más a fondo las vías moleculares, aprovechando los animales modificados genéticamente, como los ratones transgénicos, por lo tanto, a la espera de establecer un sistema de perfusión de máquina oxigenada normotérmica para hígados de ratón. Aquí hay un esquema de todo nuestro sistema. Primero, todo el sistema está controlado a 37 grados centígrados por un controlador termostático a través de la circulación del agua.El perfusato es bombeado desde el depósito por una bomba peristáltica a un oxigenador. Hay un flujo de gas ininterrumpido de 95% de oxígeno y 5% de dióxido de carbono en el oxigenador. El perfusado luego pasa a través de una trampa de burbujas.El perfusión con burbujas de aire se bombea de nuevo al depósito bajo presión. El perfusión restante fluye a la cámara del órgano donde el tubo está conectado a la vena porta. El perfusión se drena d

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Research

Investigación

JoVE Journal

Engineering

Ingeniería

El estudio de la fisiología de los órganos animales se puede lograr mediante la realización de un sistema experimental de perfusión ex vivo. La adición de un riñón porcino, como órgano homeostático a nuestro modelo de perfusión hepática ex vivo desarrollado anteriormente, puede ser un paso principal para lograr un mejor entorno fisiológico.

Pasos para el Experimento de Hígado-Riñón Porcino Perfundido Autólogo Ex vivo

Injertos marginales, tales como hígados grasos, los injertos procedentes de donantes de edad avanzada, o hígados recuperados después de la muerte cardíaca (DCD) toleran el almacenamiento estático convencional, fría solamente mal. Hemos desarrollado un novedoso modelo de subnormothermic vivo de perfusión ex hígado para su conservación, evaluación y reparación de los injertos hepáticos marginales antes del trasplante.

Técnica de Subnormothermic<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Perfusión hepática para el Almacenamiento, Evaluación y Reparación de marginales injertos hepáticos

Aquí se presenta un protocolo que describe ex situ oxigenada máquina de perfusión de los injertos de hígado de donantes. Este artículo contiene un paso a paso el protocolo para adquirir y preparar el injerto hepático para la máquina de perfusión, preparar el líquido de perfusión, cebar la máquina de perfusión y realizar oxigenada máquina de perfusión normotérmica del injerto hepático.

Ex Situ Normotérmica máquina de perfusión de hígados de donantes

Se describe un método ex vivo de la máquina de perfusión de injertos de hígado humano a temperatura subnormothermic (21 ° C).

Funcional hígado humano Conservación y Recuperación de Medios de Subnormothermic máquina de perfusión

Hay una escasez de donantes de hígado significativa, y se han ampliado los criterios de los donantes de hígado. Perfusión normotérmica ex vivo hígado (NEVLP) ha sido desarrollada para evaluar y modificar la función del órgano. Este estudio muestra un modelo de rata de NEVLP y pone a prueba la capacidad de pegilado-catalasa, para mitigar la lesión hepática de preservación.

Un pequeño modelo de la perfusión hepática normotérmica Ex Vivo

El protocolo describe un método sencillo de resección de un hígado de ratón intacto para estudios metabólicos a través de la perfusión de la vena porta.

Ex Vivo Perfusión hepática a través de la vena porta en el ratón

El modelo porcino de máquina de perfusión normotérmica hepática (NMP), descrito aquí, se puede utilizar con éxito para estudiar la NMP como estrategia de preservación, una herramienta para la evaluación de la viabilidad y una plataforma para la reparación de órganos. Tiene un alto valor traslacional, sin embargo, es técnicamente desafiante y requiere mucha mano de obra.

Perfusión hepática aislada normomermica porcina

Aquí, presentamos un método robusto para la perfusión in situ del hígado de ratón para estudiar la regulación aguda y directa del metabolismo hepático sin alterar la arquitectura hepática pero en ausencia de factores extrahepáticos.

Producción hepática de glucosa, ureagénesis y lipólisis cuantificadas mediante el modelo de hígado de ratón perfundido

Este video describe los fundamentos de las técnicas digitales de proyección de franjas, que proporcionan densas mediciones 3D de superficies que cambian dinámicamente. También demuestra el diseño y funcionamiento de un sistema de desenfoque binario de alta velocidad basado en estas técnicas.

De alta resolución, de alta velocidad, tridimensional de imágenes de vídeo con técnicas de proyección digital de Fringe

Puentes líquidos electrohidrodinámicos horizontales y verticales son herramientas simples y poderosas para explorar la interacción de campos eléctricos de alta intensidad y líquidos dieléctricos polares. La construcción del aparato básico y ejemplos operativos, incluidas las imágenes termográficas, para tres líquidos (por ejemplo, agua, DMSO y glicerol) se presenta.

La Preparación de electrohidrodinámicos Puentes de Polar dieléctricas Líquidos

Aprenda a establecer un sistema de perfusión hepática normotérmica ex vivo en ratones para investigar mecanismos moleculares y aditivos de perfusado. Este método permite estudios reproducibles de reparación de órganos.

Normothermic ex vivo liver machine perfusión en ratón

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